JoVE Journal > Cancer Research
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Résultats
Discussion
Divulgations
Acknowledgements
Materials
References
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Recherche en cancérologie

Een bioluminescente en fluorescerende Orthotopic Syngeneic lymfkliertest Model van androgeen-afhankelijke en castratie-resistente prostaatkanker

Published: March 06, 2018
doi:
10.3791/57301
, , , ,
1Department of Urology,Northwestern University Feinberg School of Medicine, 2The Robert H. Lurie Comprehensive Cancer Center,Northwestern University Feinberg School of Medicine, 3Department of Pathology,Northwestern University Feinberg School of Medicine

Summary

Het doel van dit protocol is om aan te tonen van de intra-prostaat injectie van prostaat kankercellen, met latere castratie. Orthotopic preklinische modellen van androgeen-afhankelijke en castratie-resistente prostaatkanker zijn cruciaal voor het bestuderen van de ziekte in het kader van een klinisch relevante tumor communicatie en een immunocompetent host.

Abstract

Orthotopic tumor model is een waardevol instrument voor preklinische prostaatkanker onderzoek, zoals het heeft meerdere voordelen ten opzichte van zowel subcutane en transgene genetisch Muismodellen gemanipuleerde. In tegenstelling tot subcutane tumoren bevatten orthotopic tumoren meer klinisch nauwkeurige therapieën, tumor communicatie en reacties op meerdere therapieën. In tegenstelling tot genetisch gemodificeerde muismodellen, orthotopic modellen met lagere kosten kunnen worden uitgevoerd en in minder tijd, wordt gekenmerkt door het gebruik van zeer complexe en heterogene muis of menselijke kanker cellijnen, eerder dat alleenstaande genetische veranderingen, en deze cel lijnen kunnen worden genetisch gewijzigd, zodanig express imaging agenten. Hier presenteren we een protocol bij het operatief een cellijn lymfkliertest prostaatkanker luciferase – en mCherry-uiting te injecteren in de voorste prostaat kwab van muizen. Deze muizen ontwikkeld orthotopic tumoren die waren niet-gebeurt gecontroleerde in vivo en verder geanalyseerd voor tumor volume, gewicht, muis overleven en immuun infiltratie. Verder werden orthotopic tumor-dragende muizen operatief castreren, leidt tot onmiddellijke tumor regressie en latere herhaling, vertegenwoordigen castratie-resistente prostaatkanker. Hoewel de technische vaardigheid wordt vereist om deze procedure uit te voeren, wordt dit model van de syngeneic orthotopic van androgeen-afhankelijke zowel castratie-resistente prostaatkanker is van groot nut zijn voor alle onderzoekers in het veld.

Introduction

Prostaatkanker is naar schatting hebben de hoogste incidentie (161,360 mannen) en de derde meest mannelijke kankersterfgevallen (84,590 mannen) in 20171veroorzaken. Bij diagnose, tumoren van de prostaat worden androgeen-afhankelijke, en worden behandeld door chirurgische prostatectomie, radiotherapie en/of androgeen ontbering therapie (ADT), maar elke behandeling wordt geassocieerd met meerdere grote morbiditeit en complicaties2 , 3 , 4 , 5 , 6 , 7 , 8 , 9 , 10. ondanks de regressie van de tumor na ADT, bijna alle tumoren terugkeren als castratie-resistente prostaatkanker (CRPC). In dit stadium, erkende therapieën omvatten docetaxel, Sipuleucel-T immunotherapie, en het anti-androgeen kleine moleculen enzalutamide en abiraterone, maar geen individuele therapie verleent een voordeel van de overleving van meer dan 5,2 maanden11, 12 , 13 , 14 , 15 , 16 , 17. mannen in alle stadia van prostaatkanker moeten zowel verbeterde behandelmogelijkheden en het beheer van de morbiditeit, voor welke optimale pre-klinische ziekte modellering is van cruciaal belang.

Met de juiste procedure, kunnen cellijnen van prostaatkanker worden operatief ingeprent de lymfkliertest prostaat, wat leidt tot de ontwikkeling van beide syngeneic of XENOGENECELLEN orthotopic tumoren. Orthotopic tumor model is ideaal voor alle tumor biologie en drug ontwikkeling onderzoek, rekening houdend met de ontwikkeling van de tumor met een klinisch representatieve tumor communicatie (TME). Voorafgaande studies hebben aangetoond dat onderhuidse (SC) tumoren een gewijzigde tumor therapieën hebben, wat leidt tot gedifferentieerde en minder klinisch nauwkeurige reacties op anti-angiogenic therapieën18,19. Bovendien hebben meerdere studies waargenomen verhoogde of verminderde effectiviteit van meerdere chemotherapeutica in het behandelen van de regel dezelfde cel, afhankelijk van of het was toegediend s.c. of orthotopically, de laatste het best vertegenwoordigd wat is gezien in de mens kanker20,21,22. Verder, alleen in een orthotopic model van darmkanker, maar niet in het model van s.c., tumoren produceren de juiste afbraakroutes enzymen nodig voor het opwekken van metastase23. Ten slotte, zoals immuuntherapie blijven in de voorhoede van kankertherapie ontstaan, en vooral omdat ze nog moeten aanzienlijke voordelen opleveren voor prostaatkanker24,25, syngeneic pre-klinische modellen met nauwkeurige TME en Zuig lymfklieren in immunocompetent hosts zijn kritisch.

Er zijn vele factoren die verantwoordelijk zijn voor deze tegenstrijdige bevindingen op basis van tumor site. Met een verschillende TME, kankercellen worden blootgesteld aan verschillende weefsel-specifieke endotheel en gewijzigd angiogenese, zulks afbreuk doet aan tumor ontwikkeling26,27. Orthotopic tumoren met de juiste TME toestaan voor klinisch relevante drug delivery, hypoxische voorwaarden, en evaluatie van anti-angiogenic therapieën28. Terwijl genetisch gemanipuleerde modellen (edelstenen) een nauwkeurige TME bevatten, ze vereisen lange tijden voor de fok, hoge kosten en zijn vaak gebaseerd op manipulaties van één of enkele genen knock-out of overexpressie buiten klinisch relevante niveaus. De menselijke of lymfkliertest prostaatkanker cellijnen gebruikt in orthotopic tumoren, zoals menselijke tumoren, zijn daarentegen veel meer genetisch complex zowel binnen de afzonderlijke cellen en bij het weergeven van heterogeniteit tussen cellen29,30. Ook in tegenstelling tot edelstenen, orthotopic kanker cellijnen kunnen worden ontworpen om uit te drukken van beeldvormende modaliteiten of verhoogd of verminderde niveaus aan andere moleculen van belang, en in vitro en in vivo experimentele resultaten kunnen rechtstreeks met elkaar worden vergeleken. Orthotopic tumoren kunnen ook gevormd worden uit primaire patiënt-afgeleide cellen. Wij rapporteren hier, de methodologie voor het uitvoeren van intra-prostaat injecties van prostaatkanker cellen die vormen orthotopic androgeen-afhankelijke tumoren, en, na castratie, terugkeren als orthotopic CRPC.

Protocol

Alle dierlijke procedures die worden beschreven in dit protocol moeten worden uitgevoerd met inachtneming van ethische voorschriften en de goedkeuring van de desbetreffende Universiteit institutionele Animal Care en gebruik Comité (IACUC). 1. bereiding van chirurgische materialen en kankercellen Vóór de dag van de operatie met autoclaaf de ontrafeling van de micro-schaar, Graefe pincet, Graefe weefsel pincet, naald houder met hechtdraad scharen, en het juiste aantal gordijnen. Steriliseren een spuit 50 µL en 28-gauge naalden in ethyleen oxide gas (Figuur 1 c). Vóór de dag van de operatie, cultuur Myc-CaP cellen in 10 cm schotels in RPMI aangevuld met 10% foetale runderserum (FBS) en 1% penicilline/streptomycine (P/S) in een 37 ° C 5% CO2 incubator. Voor de bioluminescente en/of fluorescerende tumor, 293T cellen met de juiste vectoren transfect en vervolgens transduce Myc-CaP cellen met 0,45 µm gefilterd lentivirus31. Sorteren van cellen voor het genereren van een stabiele cellijn met 100% transductie positiviteit.Opmerking: Alle weefselkweek onder steriele omstandigheden uit te voeren, en controleer of alle cellijnen mycoplasma-vrij. De lymfkliertest prostaatkanker cellijn gebruikt in deze studie, Myc-CaP32, is getransduceerde als u stabiel uitdrukken zowel firefly luciferase en mCherry. Het Myc-CaP cel lijn iss geïsoleerd uit een c-myc-overexpressing Hi-myc muis, en deze cellen bevatten een versterkte androgeen receptor (AR), en die worden androgeen-afhankelijke32 CRPC tumoren vormen na lymfkliertest castratie33. Alle muizen in deze studie zijn 6-8 weekse oude mannelijke FVB/NJ muizen. Alternatieve lymfkliertest prostaatkanker cellijnen kunnen worden gebruikt met de muizen van passende genetische achtergrond, evenals menselijke prostaatkanker cellijnen of primaire patiënt afkomstige prostaatkanker cellen met immunodeficiëntie muizen. Het optimale aantal cellen per injectie moet empirisch voor alternatieve cellijnen worden bepaald. Daarnaast kan alternatief imaging modaliteiten worden gebruikt om het visualiseren van tumoren, met inbegrip van magnetische resonantie beeldvorming (MRI), computertomografie (CT), of positron emissie tomografie (PET) evenals GFP als alternatief voor mCherry. De nacht voor de operatie, plaatsen matrigel kelder membraan matrix en fenol rood-vrije op ijs bij 4 ° C te ontdooien. Verzamelen op de dag van de operatie, de cellen door wassen met fosfaat gebufferde zoutoplossing (PBS) en ontkoppelen met 0,25% trypsine-EDTA. Neutraliseren trypsine met RPMI met 10% FBS en 1% P/S. Centrifugeer de cellen bij 400 x g gedurende 5 min. Wassen van de cellen met 10 mL van RPMI zonder FBS of P/S. Cellen tellen en resuspendeer de cellen in PBS met een concentratie van 6.67×107 cellen/mL (1 × 106 cellen/15 µL). Voeg een gelijk volume matrigel maken een celsuspensie van 1:1 PBS/matrigel bij een eindconcentratie van 1 × 106 cellen/30 µL, en houden van de cellen op het ijs tot injectie te voorkomen van stollen.Opmerking: Voer intra-prostaat injecties binnen 3 uur voor te bereiden matrigel cel schorsingen. Als intra-prostaat injecties uitvoert op meer dan 5 muizen, herhaal de bovenstaande stappen ter voorbereiding van een verse matrigel celsuspensie. 2. pre-operatieve muis voorbereiding Opmerking: huis muizen in de Universiteit dier faciliteit voor ten minste één week voor de operatie toestaan voor adequate aanpassing en dieren stress te minimaliseren. 2.1-2.6 stappen worden uitgevoerd door de chirurg-assistent. Alle daaropvolgende chirurgische stappen worden uitgevoerd door de chirurg met behulp van steriele handschoenen en chirurgische hulpmiddelen met steriele techniek. Anesthetize van de muizen met Isofluraan (2-5% voor inductie via kamer, 1-3% voor onderhoud via de neus). Controleer of volledige inductie door het verlies van Teen snuifje reflex. Weeg de muizen en beheren van ten minste 0,05 mg/kg voor de pijnstillende buprenorfine s.c.Opmerking: Muis gewicht ≥20 g is ideaal voor succesvolle intra-prostaat injecties. Ophthalmic zalf smeren toepassen op beide ogen om te voorkomen dat het drogen van het hoornvlies. Scheren alle bont uit de buik. Het steriliseren van de buik in drie rondes van circulaire toepassing van chirurgische scrub met behulp van steriele niet-naleven van pads gevolgd door steriele alcohol doekjes. Toestaan dat de buik te drogen.Opmerking: Voor de rest van de chirurgische procedure, alleen steriele handschoenen en chirurgische instrumenten kunnen contact opnemen met de gesteriliseerde muis buik. Brengen de muis liggende op een schoon oppervlak een verwarming pad direct onder de doelstelling van een schone chirurgische Microscoop. Bedek de muis met een steriele draperen met een klein gat over de buik gesneden. 3. Intra-prostaat injectie Opmerking: Voer alle chirurgische stappen onder steriele omstandigheden. Aanpassing van de Microscoop, de plaatsing van de muis, of een moeten andere niet-steriele objecten worden gedaan door de chirurg-assistent. Uitvoeren van een ongeveer 1 cm insnijding van de buitenhuid langs de middellijn van de buik superieur aan de penis en de preputiale klieren (Figuur 1 d). Het bindweefsel tussen de buitenhuid van de buik en de innerlijke Abdominale spieren scheiden door het openen van de schaar tussen de lagen. Het uitvoeren van een soortgelijke insnijding van de innerlijke Abdominale spieren tijdens het gebruik van pincet te verhogen van de spieren om te voorkomen dat de darmen of blaas (Figuur 1 d) prikken. Zoek een van de bilaterale zaadblaasjes (figuur 1A, wit) / anterior prostaat lobben (figuur 1A, zwart), die vaak posterieure, laterale en lichtjes superieur aan de blaas (figuur 1A, geel), maar dit kunnen variëren tussen muizen . De voorste prostaat lobben zijn doorschijnend en verbonden aan de mindere kromming van de witte zaadblaasjes. Zachtjes verhogen het puntje van het zaadblaasje spanning op het weefsel zonder prikken van het zaadblaasje (figuur 1E) maken met behulp van de verlostang Graefe weefsel. Meng de Myc-CaP matrigel oplossing door heidense pipetteren (uitgevoerd door de chirurg-assistent), zoals cellen kunnen hebben pelleted, en langzaam gecombineerd 30 µL (1 x 106 cellen) in de naald om luchtbellen te voorkomen. Steek voorzichtig de schuine kant van de naald evenwijdig aan de lengteas van de voorste prostaat kwab. 30 µL langzaam injecteren in de kwab en langzaam het intrekken van de naald om te voorkomen lekkage (figuur 1F). Controleer of u voldoende injectie door congestie van de voorste prostaat kwab (figuur 1G). Zorgvuldig houden van het zaadblaasje en ingespoten prostaat kwab buiten de muis voor ongeveer 30 s om matrigel te gedeeltelijk stollen binnen de kwab. Gedurende deze tijd, verzamelen elke cel oplossing lekkage in de buik met behulp van een steriele polyester applicator getipt om te voorkomen dat niet-orthotopic tumor ontwikkeling, zonder te hoeven drukken op de ingespoten prostaat kwab. Het zaadblaasje en ingespoten prostaat kwab zorgvuldig terug in de buik zonder onder druk te zetten door de kwab. Vervang alle externalized weefsels. Continu hechtingen om te sluiten van de innerlijke Abdominale spieren met 5-0 vicryl absorbeerbare omgekeerde snijden naald hechtingen uit te voeren. Onderbroken hechtingen om te sluiten van de buitenste buikhuid met 4-0 nylon monofilament niet-absorbeerbare omgekeerde snijden naald hechtingen uit te voeren.Nota: Gesteriliseerde 9 mm nietjes kunnen ook worden gebruikt om te sluiten van de buitenhuid van de buik. Echter, in tegenstelling tot de hechtingen, zij interfereren met eventuele latere bioluminescente en fluorescerende tumor imaging signaal. Reinig alle tools met steriele ethanol doekjes (geopend door de chirurg-assistent) en plaats ze in een glazen kraal sterilisator voor 30 s. toestaan de hulpmiddelen om te droog zijn voor gebruik op de volgende muis. Spoel de spuit en de naald in een steriele zoutoplossing (geopend door de chirurg-assistent) om te voorkomen dat verstopping door restant matrigel.Opmerking: Een assistent chirurg aanwezig moet zijn voor alle operaties, uitvoeren van alle niet-steriele voorbereiding van de pre-operatieve muis en muis van de post-operatieve zorg, ook over Meng de Myc-CaP matrigel oplossing voor injecties. U wilt minimaliseren tijd, zoals bij elke procedure voor intra-prostaat muis 20-30 min vergt, kan de chirurg assistent beginnen met de voorbereiding van de volgende muis zoals de chirurg is wordt de huidige muis. 4. post-operatieve muis zorg Beheren van de pijnstillende meloxicam 1 mg/kg s.c. onmiddellijk, 24 uur en 48 uur na de operatie. Kunnen muizen te herstellen in een kooi met geen beddengoed geplaatst halverwege op een verwarming pad. Volgen muizen voor minstens 30 min na de operatie, totdat zij weer normale mobiliteit en activiteit, na die plaats ze in een schone kooi met voedsel op de vloer van de kooi. Verder controleren muizen dagelijks voor een goede wondgenezing, lichaamsgewicht, verzorgen en ambulation na de operatie. Aparte muizen in afzonderlijke kooien op enig bewijs van de gevechten. Verwijder eventuele resterende hechtingen binnen 14 dagen na de operatie. 5. bioluminescente Tumor Imaging Bereiden steriele gefiltreerd nb+ of K+ D-luciferine, als beschreven door de fabrikant en beschermd tegen licht. Muizen tijdens peritoneally injecteren met 10 µL/g lichaamsgewicht van luciferine. Minstens 10 min later, afbeelding muizen met een IVIS Spectrum Imaging systeem, zoals hiervoor is beschreven34,35. Analyseren van beelden met behulp van levende beeld Software, als eerder beschreven34,35.Nota: IVIS imaging analyse is nuttig voor het bepalen van de succesvolle intra-prostaat injecties en ontwikkeling van de oorspronkelijke tumor te normaliseren tumor lasten tussen experimentele groepen. Echter, afhankelijk van de intensiteit van het signaal bioluminescente of TL, verzadiging kan een plateau in de kwantificering van de afbeelding ondanks een stijging van de werkelijke tumor grootte. In de latere stadia van de tumorgroei, kan IVIS imaging dus nuttiger om te bepalen in de afname van de grootte van de tumor op een succesvolle behandeling plaats stijgingen van de grootte na verzadiging van de afbeelding. 6. tumor collectie, Tumor analyse, Survival eindpunt Als het verzamelen van tumor p.a., humaan euthanaseren muizen door CO2 blootstelling en secundaire cervicale dislocatie, of door alternatieve methoden van IACUC goedgekeurd, en ontleden tumoren uit de buik. Tumoren moet gelegen orthotopically op de prostaat.Opmerking: Tumoren aangesloten op de voorste buikwand of zaadjes in de buik slecht of lekkende intra-prostaat injectie geven en moeten niet worden beschouwd als orthotopic tumoren. Weeg de tumoren. Berekenen van tumor volume als π/6 × L × W × H (L = lengte van de langste as van de tumor, W = loodrecht breedte, H = loodrecht hoogte). Tumoren kunnen worden geanalyseerd door histologie (fix in 10% neutraal gebufferde formaline), stroom cytometry (creëer eencellige suspensies), eiwit (bereiden weefsel lysate in de buffer RIPA), of RNA (onmiddellijk plaats weefsel in RNAlater). Voor de analyse van het immunologische, verzamelen ook de prostaat tumor-drainage para-aorta lymfklieren (figuur 1B, oranje) en de milt.Opmerking: Als volgende muizen om te overleven, het eindpunt van dit model is gedefinieerd als de verschijning van hemorragische abdominale ascites36 en/of ambulation, verzorgen, en/of rechtopstaan37daalde. Muizen voor survival analyse ontvangen van pre- en post-operatieve analgesie (protocol stappen 2.2, 4.1) en moeten regelmatig worden gecontroleerd. Muizen moeten worden gescheiden in afzonderlijke kooien als alle gevechten optreedt en humaan moet worden euthanized op het uiterlijk van een van de bovenstaande eindpunt uitlezingen. 7. chirurgische castratie model CRPC Om het model CRPC, uitvoeren van de bovenstaande intra-prostaat injectie protocol (protocol stappen 1-5). Ten minste een week later, na de ontwikkeling van de tumor, uitvoeren chirurgische castratie via cauterisatie, als eerder beschreven38. Monitor tumor regressie en herhaling door bioluminescente imaging. Na castratie, tumor regressie treedt binnen 3 dagen en tumor herhaling treedt binnen ongeveer 30 dagen, CRPC vertegenwoordigen.

Representative Results

In dit manuscript, we operatief geïnjecteerd de lymfkliertest prostaatkanker cellijn, Myc-CaP, in de voorste prostaat kwab (figuur 1A), wat leidt tot de ontwikkeling van orthotopic prostaat tumoren met een klinisch relevante TME en de correcte prostaat-drainage lymfklieren (figuur 1B). Dit werd uitgevoerd met behulp van ontrafeling van micro schaar, Graefe pincet, Graefe weefsel pincet, de houder van een naald met hechtdraad scharen en een 50 µL injectiespuit met een naald 28-gauge (Figuur 1 c). Na het uitvoeren van een ongeveer 1 cm middellijn abdominale insnijding boven de preputiale klieren (Figuur 1 d), één zaadblaasje bijgevoegde anterior prostaat kwab waren hier gevestigd en externalized (figuur 1E) en 30 µL (1 x 106 cellen) van een Celsuspensie van 1:1 PBS/matrigel werd geïnjecteerd in de prostaat (figuur 1F), oorspronkelijk geverifieerd door de congestie van de kwab en het ontbreken van lekkage (figuur 1G). Als u wilt controleren de tumorgroei orthotopic, transfected wij stabiel Myc-CaP cellen om uit te drukken zowel firefly luciferase en mCherry, waardoor tumoren worden gevolgd door niet-invasieve in vivo bioluminescentie (figuur 2A) en fluorescentie (figuur 2b), respectievelijk. Een beperking van deze beeldvorming is dat, afhankelijk van de sterkte van het signaal, imaging kwantificering verzadigen kan terwijl blijft de tumor in omvang toenemen. Daarom is deze in vivo imaging met hoog signaal intensiteit, nuttiger voor aanvankelijk het normaliseren van tumor last over experimentele groepen en later afname van de grootte van de tumor te bepalen na experimentele behandelingen. Extra beeldvormende modaliteiten kunnen ook worden gebruikt, zoals klein dier MRI, PET of CT. Orthotopic tumoren waren uit de buik ontleed op dag 30 na intra-prostaat injectie (figuur 3A). Orthotopic tumoren moeten worden gevestigd op de plaats van de anterieure prostaat kwab. Tumor massa’s in de buik of gekoppeld aan de voorste buikwand geven onjuiste intra-prostaat injectie en lekkage. Met de juiste techniek, kunnen volume van de tumor (figuur 3B) en gewicht (Figuur 3 c) worden vastgelegd met relatief kleine standaardfout. Echter, zoals opgemerkt, zal er sommige variabiliteit met kleine en grote tumor massa’s. Eerste gebruik van voorbehandeling imaging kwantificering te egaliseren tumor last tussen experimentele takken is daarom essentieel voor alle experimenten. Verder, als deze lymfkliertest kankercellen waren geïnjecteerd in immunocompetent FVB/NJ muizen, de TME kan worden geanalyseerd door immunohistochemistry (IHC) (stroom cytometry of andere technieken) voor CD3 T-cellen (figuur 3D) (of andere soorten van immuun cellen). Tot slot, dit model biedt een eindpunt objectieve overleven als de grote primaire tumor massa oorzaken hemorragische abdominale ascites36 (3E figuur) en/of ambulation, verzorgen, en/of rechtopstaan37daalde. Soms kan dood ook worden veroorzaakt door de tumorgroei blokkeren urineproductie. Tot slot, dit model kan worden gebruikt om te studeren zowel androgeen-afhankelijke prostaatkanker en CRPC, de laatste heeft behoefte aan nieuwe behandelmogelijkheden en projectuitvoering slechte prognose. Na orthotopic tumor ontwikkeling, waren muizen operatief castreren, als eerder beschreven38. Aangezien dit de tweede grote overleving chirurgie, moet extra zorg men controleren voor nuttige toepassing en eventuele bijwerkingen of complicaties. Binnen 3 dagen na castratie, werd sterke tumor regressie waargenomen, gevolgd door de herhaling van de latere tumor na ongeveer 30 dagen, vertegenwoordigen CRPC (figuur 4A). CRPC tumoren kunnen dissectie en histologisch geanalyseerd, en een neuro-endocriene differentiatie, niet weergeven als ze hoge AR serviceniveaus te behouden en negatief voor de neuro-endocriene marker, synaptophysin (figuur 4B zijn). Figuur 1: Anterior prostaat kwab, zuig lymfklieren en representatieve techniek voor intra-prostaat cel injecties. Beelden van de direct anterieure prostaat kwab (A) (zwart, *), aangesloten rechts zaadblaasje (wit), juiste testikel en vet pad (groen), en de blaas (geel), (B) bilaterale prostaat-drainage para-aorta lymfklieren (oranje), (C) Ontrafeling van micro schaar, Graefe pincet, Graefe weefsel pincet, de houder van een naald met hechtdraad scharen en 50 µL spuit met 28-gauge naald (van links naar rechts), (D) middellijn insnijdingen, (E) zaadblaasje en anterior prostaat kwab externalization, (F), intra-prostaat injectie en (G) congestie van de voorste prostaat kwab. Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer. Figuur 2: In vivo bioluminescente en fluorescerende tumor imaging. (A) Luciferase- en (B) mCherry-uiten orthotopic Myc-CaP tumoren waren beeld met behulp van een IVIS Spectrum Imaging systeem. Bioluminescentie werd gekwantificeerd door de totale flux (fotonen/s). Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer. Figuur 3: Orthotopic tumor analyses van tumor volume, gewicht, histologie voor immuun infiltratie, en overleving. Orthotopic tumoren waren op dag 30 na intra-prostaat injectie ontleed en geanalyseerd door (A) bruto imaging, (B) tumor inhoud (π/6 × L × W × H; L = lengte van de langste as van de tumor, W = loodrecht breedte, H = loodrecht hoogte), (C) tumor gewicht, (D) CD3 IHC (schaal bar = 100 µm), en de overleving van de (E) , met de objectieve eindpunt als de verschijning van hemorragische abdominale ascites. (A-B) Gegevens weergegeven als gemiddelde ± standaardafwijking van het gemiddelde. Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer. Figuur 4: Intra-prostaat injecties met daaropvolgende chirurgische castratie model zowel androgeen-afhankelijke prostaatkanker en CRPC. (A) muizen die orthotopic luciferase-uiten tumoren waren beeld door bioluminescentie pre-en post castratie (Cx), en (B) voorgekomen CRPC tumoren waren ontleed (zwarte orthotopic = prostaat tumor; geel = blaas) en geanalyseerd door H & E, AR IHC, en IHC synaptophysin (met positieve lymfkliertest controle) (schaal bar = 50 µm). Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.

Discussion

In dit manuscript duidelijk naar voren komt het protocol voor het uitvoeren van chirurgische intra-prostaat kanker cel injecties. We gebruikt de androgeen-afhankelijke en MYC –overexpressing (MYC overexpressie wordt gezien van 80-90% van menselijke prostaat kanker39) lymfkliertest prostaatkanker cellijn, Myc-CaP, oorspronkelijk geïsoleerd van de Hi-Myc muis32 ,33. Deze cellijn werd stabiel getransduceerde om uit te drukken zowel luciferase en mCherry, voor niet-invasieve in vivo bioluminescente en fluorescerende tumor imaging, respectievelijk. Verdere, chirurgische castratie werd ook uitgevoerd na androgeen-afhankelijke tumor ontwikkeling, leidt tot regressie van de tumor en de daarop volgende herhaling. Daarom bieden we details te modelleren van zowel CRPC als orthotopic androgeen-afhankelijke prostaatkanker in een immunocompetent host.

Myc-CaP cellen waren geïnjecteerd in de voorste prostaat kwab van muizen. De muis prostaat bestaat van de anterieure, dorsolateral en ventrale prostaat kwabben, en de menselijke prostaat bestaat uit een perifere zone, overgangs zone en centrale zone binnen een enkele kwab40. Terwijl voorafgaande studies hebben anatomisch en histologisch ten opzichte van de dorsolateral muis kwab voor de menselijke perifere zone, de site van de meerderheid van de prostaat kanker41, en de voorste muis kwab voor de menselijke centrale zone42, 43, meer recente en uitgebreide analyse heeft aangetoond dat de voorste kwab en dorsolateral kwab verwant gen-expressiepatronen, in vergelijking met de ventral lobe weergeven. 44 verdere, ontwikkeling van prostaat kanker geconstateerd in de voorste kwab van GEMs40, en, voor de intra-prostaat procedure, de voorste kwab zorgt voor de injectie van de noodzakelijke hoeveelheid kanker cel oplossing met minimale lekkage en de variabiliteit.

Met behulp van s.c. en transgene GEM kanker modellen hebben meerdere gebreken en/of beperkingen. S.c. tumoren geteeld in een kunstmatige TME hebt differentiële reacties op chemokuren, in tegenstelling tot de beide orthotopic tumoren van de dezelfde cellijnen en ziekten bij de mens20,21,22. Dit kan worden veroorzaakt door de veranderde therapieën van s.c. tumoren, zoals door hun differentiële reactie op anti-angiogenic therapie18,19. Integendeel, orthotopic tumoren ontwikkelen met een goede TME, zuig lymfklieren en therapieën, en kunnen worden uitgevoerd met lymfkliertest cellijnen, waardoor tevens de mogelijkheid bieden voor analyse van Tumorimmunologie en reactie op immuuntherapie.

Transgene GEMs ontwikkelen tumoren met een juiste TME in een immunocompetent host, maar deze modellen meestal eenvoudig menselijke kanker door de ontwikkeling van tumoren met één of enkele genetische wijzigingen29. Een analyse van Myc-CaP en andere cellijnen prostaatkanker bleek dat ze veel meer somatische kopie nummer wijzigingen en chromosomale wijzigingen dan tumoren van de Hi-Myc muizen en andere edelstenen waaruit ze afgeleid29 warenbevatte. Edelstenen zijn verder beperkt door de toegenomen kosten en de tijd die nodig is voor muizen fokken om uit te voeren van de experimenten van voldoende energie. Orthotopic tumor modellering kan deze beperkingen te overwinnen. Menselijke en lymfkliertest prostaatkanker cellijnen bevatten veel genetische wijzigingen die relevant zijn voor ziekten bij de mens29en, zoals menselijke kanker, Toon ook grote heterogeniteit tussen afzonderlijke cellen30. Orthotopic lymfkliertest syngeneic tumoren toestaan voor immunologische analyses, terwijl orthotopic menselijke XENOGENECELLEN tumoren toestaan voor analyses van therapeutics op menselijke cellen. Ten slotte, in tegenstelling tot met edelstenen, cel lijnen kunnen worden gewijzigd voordat injectie, waardoor voor de expressie van bioluminescente of TL imaging moleculen volgen tumorgroei, tumor lasten tussen experimentele groepen normaliseren, controleren reactie op behandeling, en Volg tumor regressie en CRPC herhaling na chirurgische castratie.

Kritische stappen in dit protocol omvatten opsporen en externaliserende van het zaadblaasje en bijgevoegde anterior prostaat kwab zonder beschadiging van andere weefsels of prikken van het zaadblaasje, uitvoeren van een succesvolle intra-prostaat injectie van de 30 µL van cel vering zonder lekkage, en goed verzamelen lekkages om te voorkomen dat niet-orthotopic tumor ontwikkeling in de buik. De belangrijkste beperking van intra-prostaat injecties is het bereiken van de technische vaardigheid nodig om te minimaliseren van de tumor variabiliteit tussen de muizen. Dit is vooral belangrijk voor de modellering van CRPC, die de toegevoegde variabele van chirurgische castratie heeft. Intra-prostatically ingespoten en gecastreerde muizen moeten ook worden gevolgd voor herstel en ongewenste voorvallen, zoals ze twee belangrijke overleving operaties hebben ondergaan. Een andere beperking is de tijd van elke intra-prostaat injectie. Dit kan worden verminderd aan als 20 min laag en de chirurg assistent kunt voorbereiden voor de volgende muis als de huidige muis is wordt ingehecht. Ten slotte, orthotopic Myc-CaP tumoren zijn agressieve, snel groeiende tumoren die het bereiken van het eindpunt van de overleving in ongeveer 46 dagen (en zo spoedig 35 dagen) als gevolg van de primaire tumor massa. Studies waarin langzamere ontwikkeling van de tumor of langdurige behandelingen moeten empirisch worden geoptimaliseerd voor de eerste injectie cel tellen en behandeling regime. In tegenstelling tot de beperkingen van s.c. tumoren en edelstenen, alle van de bovenstaande beperkingen van het model van de tumor orthotopic kunnen worden overwonnen, en extra wijzigingen van het protocol op basis kunnen worden aangebracht op de individuele behoeften van de experimentele.

Als de orthotopic tumor model impliceert het gebruik van in vitro-behandeld cellen, deze cellen kunnen worden gewijzigd, afhankelijk van de behoeften van de studie. Hier, bewerkt we deze cellen luciferase en mCherry voor in vivo controle tumor stabiel te uiten. We hebben ook een CRISPR-Cas9-knock-out van de tumor suppressor PTEN, voor het genereren van een meer agressieve, klinisch relevante cellijn die sneller als orthotopic tumoren (manuscript in review groeit) uitgevoerd. Met de voordelen van het orthotopic model van de tumor, de mogelijkheid om te studeren zowel androgeen-afhankelijke prostaatkanker en CRPC, en de mogelijke uitspreken beeldvormende modaliteiten of knockdown of overexpress selecteren genen, fungeert dit protocol als een waardevolle hulpbron voor iedereen prostaatkanker onderzoek.

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Dit werk werd gesteund door de National Institutes of Health grants Praveen Thumbikat (NIDDK R01 DK094898), Sarki Abdulkadir (NCI R01 CA167966, NCI R01 CA123484, NCI P50 CA180995) en Jonathan Anker (NCI F30 CA203472).

Materials

Myc-CaP cell line ATCC CRL-3255 Verify as mycoplasma-free before use
Micro-dissecting scissors Roboz RS-5910
Graege forceps Roboz RS-5135
Graefe tissue forceps Roboz RS-5150
Olsen-Hegar needle holder with suture cutters FST 12002-12
50 µL Syringe 705 RN SYR Hamilton 7637-01 Sterilize by ethylene oxide gas
28-gauge Needles Small Hub RN Hamilton 7803-02 Point style 4, Angle 45°, Length 0.75 in. Sterilized by ethylene oxide gas
RPMI Gibco 18875-093
FBS Gibco 10437-028
Pencillin/Streptomycin Gibco 15140-122
PBS Gibco 14190-144
0.25% trypsin-EDTA Gibco 25200-056
Matrigel basement membrane matrix, phenol red-free, LDEV-free Corning 356237 Thaw on ice in 4°C overnight before use
Isoflurane Henry Schein 11695-0500-2 Acquired from Northwestern University Center for Comparative Medicine (CCM)
26 5/8-gauge syringe BD 309597 For meloxicam and buprenorphine injections
Buprenorphine hyrochloride 0.3 mg/mL 12496-0757-5 Controlled substance, acquired from Northwestern University CCM
Ophthalmic ointment lubrication Akron 17478-162-35
Betadine surgical scrub (povidone-iodine, 7.5%) Purdue Products 67618-151-16
Sterile non-adhering pads Moore Medical 10775
Sterile alcohol wipes Fisher Scientific 22-363-750
Surgical microscope Stemi DV4 Zeiss
Sterile polyester tipped applicators Puritan 25-806 1PD
5-0 vicryl absorbable reverse cutting needle sutures eSutures J493G
4-0 nylon monfilament non-absorbable reverse cutting needle sutures eSutures 699H
Glass bead sterilizer Fine Science Tools 18000-45
Sterile saline 0.9% sodium chloride Hospira 0409-4888-02
Meloxicam (Eloxiject) 5 mg/mL Henry Schein 11695-6925-1 Acquired from Northwestern University CCM
D-luciferin Firefly, sodium salt monohydrate Goldbio LUCNA
IVIS Spectrum Imaging System PerkinElmer
Cauery surgical pen Bovie Medical Corporation AA01
CD3ε antibody (clone 2GV6) Ventana 790-4341
Caliper Fisher Scientific 14-648-17
Androgen receptor antibody Thermo Scientific RB-9030-P1 1:500 staining dilution
Synaptophysin antibody (clone Z66) Life Technologies 18-0130 1:200 staining dilution
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Siegel, R. L., Miller, K. D., Jemal, A. Cancer Statistics, 2017. CA-Cancer J Clin. 67 (1), 7-30 (2017).
  2. Alemozaffar, M., et al. Prediction of erectile function following treatment for prostate cancer. JAMA. 306 (11), 1205-1214 (2011).
  3. Alibhai, S. M., et al. 30-day mortality and major complications after radical prostatectomy: influence of age and comorbidity. J Natl Cancer I. 97 (20), 1525-1532 (2005).
  4. Chen, R. C., Clark, J. A., Talcott, J. A. Individualizing quality-of-life outcomes reporting: how localized prostate cancer treatments affect patients with different levels of baseline urinary, bowel, and sexual function. J Clin Oncol. 27 (24), 3916-3922 (2009).
  5. Kohutek, Z. A., et al. Long-Term Impact of Androgen-Deprivation Therapy on Cardiovascular Morbidity after Radiotherapy for Clinically Localized Prostate Cancer. Urology. , (2015).
  6. Murray, L., et al. Second primary cancers after radiation for prostate cancer: a systematic review of the clinical data and impact of treatment technique. Radiother Oncol. 110 (2), 213-228 (2014).
  7. Resnick, M. J., et al. Long-term functional outcomes after treatment for localized prostate cancer. N Engl J Med. 368 (5), 436-445 (2013).
  8. Shahinian, V. B., Kuo, Y. F., Freeman, J., Goodwin, J. S. Risk of fracture after androgen deprivation for prostate cancer. New Engl J Med. 352 (2), 154-164 (2005).
  9. Wilke, D. R., et al. Testosterone and erectile function recovery after radiotherapy and long-term androgen deprivation with luteinizing hormone-releasing hormone agonists. BJU Int. 97 (5), 963-968 (2006).
  10. Zhao, J., et al. Androgen deprivation therapy for prostate cancer is associated with cardiovascular morbidity and mortality: a meta-analysis of population-based observational studies. PLoS One. 9 (9), e107516 (2014).
  11. Berthold, D. R., et al. Docetaxel plus prednisone or mitoxantrone plus prednisone for advanced prostate cancer: updated survival in the TAX 327 study. J Clin Oncol. 26 (2), 242-245 (2008).
  12. Bono, J. S., et al. Prednisone plus cabazitaxel or mitoxantrone for metastatic castration-resistant prostate cancer progressing after docetaxel treatment: a randomised open-label trial. Lancet. 376 (9747), 1147-1154 (2010).
  13. Fizazi, K., et al. Abiraterone acetate for treatment of metastatic castration-resistant prostate cancer: final overall survival analysis of the COU-AA-301 randomised, double-blind, placebo-controlled phase 3 study. Lancet Oncol. 13 (10), 983-992 (2012).
  14. Kantoff, P. W., et al. Sipuleucel-T immunotherapy for castration-resistant prostate cancer. New Engl J Med. 363 (5), 411-422 (2010).
  15. Parker, C., et al. Alpha emitter radium-223 and survival in metastatic prostate cancer. New Engl J Med. 369 (3), 213-223 (2013).
  16. Rathkopf, D. E., et al. Updated Interim Efficacy Analysis and Long-term Safety of Abiraterone Acetate in Metastatic Castration-resistant Prostate Cancer Patients Without Prior Chemotherapy (COU-AA-302). Eur Urol. 66 (5), 815-825 (2014).
  17. Scher, H. I., et al. Increased survival with enzalutamide in prostate cancer after chemotherapy. New Engl J Med. 367 (13), 1187-1197 (2012).
  18. Field, S. B., et al. Differences in vascular response between primary and transplanted tumours. Brit J Cancer. 63 (5), 723-726 (1991).
  19. Cowen, S. E., Bibby, M. C., Double, J. A. Characterisation of the vasculature within a murine adenocarcinoma growing in different sites to evaluate the potential of vascular therapies. Acta Oncol. 34 (3), 357-360 (1995).
  20. Kuo, T. H., et al. Site-specific chemosensitivity of human small-cell lung carcinoma growing orthotopically compared to subcutaneously in SCID mice: the importance of orthotopic models to obtain relevant drug evaluation data. Anticancer Res. 13 (3), 627-630 (1993).
  21. Fidler, I. J., et al. Modulation of tumor cell response to chemotherapy by the organ environment. Cancer Meta Rev. 13 (2), 209-222 (1994).
  22. Wilmanns, C., et al. Modulation of Doxorubicin sensitivity and level of p-glycoprotein expression in human colon-carcinoma cells by ectopic and orthotopic environments in nude-mice. Int J Oncol. 3 (3), 413-422 (1993).
  23. Fidler, I. J. Orthotopic implantation of human colon carcinomas into nude mice provides a valuable model for the biology and therapy of metastasis. Cancer Meta Rev. 10 (3), 229-243 (1991).
  24. Kwon, E. D., et al. Ipilimumab versus placebo after radiotherapy in patients with metastatic castration-resistant prostate cancer that had progressed after docetaxel chemotherapy (CA184-043): a multicentre, randomised, double-blind, phase 3 trial. Lancet Oncol. 15 (7), 700-712 (2014).
  25. Topalian, S. L., et al. Safety, activity, and immune correlates of anti-PD-1 antibody in cancer. New Engl J Med. 366 (26), 2443-2454 (2012).
  26. Pasqualini, R., Ruoslahti, E. Organ targeting in vivo using phage display peptide libraries. Nature. 380 (6572), 364-366 (1996).
  27. Conway, E. M., Carmeliet, P. The diversity of endothelial cells: a challenge for therapeutic angiogenesis. Genome Biol. 5 (2), 207 (2004).
  28. Loi, M., et al. The use of the orthotopic model to validate antivascular therapies for cancer. Int J Dev Biol. 55 (4-5), 547-555 (2011).
  29. Bianchi-Frias, D., Hernandez, S. A., Coleman, R., Wu, H., Nelson, P. S. The landscape of somatic chromosomal copy number aberrations in GEM models of prostate carcinoma. Mol Cancer Res. 13 (2), 339-347 (2015).
  30. Pan, Y., et al. Characterization of chromosomal abnormalities in prostate cancer cell lines by spectral karyotyping. Cytogenet Cell Genet. 87 (3-4), 225-232 (1999).
  31. Wang, J., et al. Pim1 kinase synergizes with c-MYC to induce advanced prostate carcinoma. Oncogene. 29 (17), 2477-2487 (2010).
  32. Watson, P. A., et al. Context-dependent hormone-refractory progression revealed through characterization of a novel murine prostate cancer cell line. Cancer Res. 65 (24), 11565-11571 (2005).
  33. Ellis, L., Lehet, K., Ramakrishnan, S., Adelaiye, R., Pili, R. Development of a castrate resistant transplant tumor model of prostate cancer. Prostate. 72 (6), 587-591 (2012).
  34. Nunez-Cruz, S., Connolly, D. C., Scholler, N. An orthotopic model of serous ovarian cancer in immunocompetent mice for in vivo tumor imaging and monitoring of tumor immune responses. J Vis Exp. (45), (2010).
  35. Lim, E., Modi, K. D., Kim, J. In vivo bioluminescent imaging of mammary tumors using IVIS spectrum. J Vis Exp. (26), (2009).
  36. Ellis, L., Lehet, K., Ku, S., Azabdaftari, G., Pili, R. Generation of a syngeneic orthotopic transplant model of prostate cancer metastasis. Oncoscience. 1 (10), 609-613 (2014).
  37. Wallace, J. Humane endpoints and cancer research. ILAR J. 41 (2), 87-93 (2000).
  38. Valkenburg, K. C., Amend, S. R., Pienta, K. J. Murine Prostate Micro-dissection and Surgical Castration. J Vis Exp. (111), (2016).
  39. Koh, C. M., et al. MYC and Prostate Cancer. Genes Cancer. 1 (6), 617-628 (2010).
  40. Shappell, S. B., et al. Prostate pathology of genetically engineered mice: definitions and classification. The consensus report from the Bar Harbor meeting of the Mouse Models of Human Cancer Consortium Prostate Pathology Committee. Cancer Res. 64 (6), 2270-2305 (2004).
  41. McNeal, J. E., Redwine, E. A., Freiha, F. S., Stamey, T. A. Zonal distribution of prostatic adenocarcinoma. Correlation with histologic pattern and direction of spread. Am J Surg Pathol. 12 (12), 897-906 (1988).
  42. Price, D. Comparative Aspects of Development and Structure in the Prostate. Natl Cancer I Monogr. 12, 1-27 (1963).
  43. Roy-Burman, P., Wu, H., Powell, W. C., Hagenkord, J., Cohen, M. B. Genetically defined mouse models that mimic natural aspects of human prostate cancer development. Endocr-Relat Cancer. 11 (2), 225-254 (2004).
  44. Berquin, I. M., Min, Y., Wu, R., Wu, H., Chen, Y. Q. Expression signature of the mouse prostate. J Biol Chem. 280 (43), 36442-36451 (2005).

Tags

BioluminescentFluorescentOrthotopicSyngeneicMurineProstate CancerAndrogen-dependentCastration-resistantIntra-prostatic InjectionTumor MicroenvironmentGenetic ModificationOrthotopic TumorTherapyMouseSeminal VesicleAnterior Prostate LobeMatrigelCancer Cell Solution28-gauge Needle

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Citer Cet Article
Anker, J. F., Mok, H., Naseem, A. F., Thumbikat, P., Abdulkadir, S. A. A Bioluminescent and Fluorescent Orthotopic Syngeneic Murine Model of Androgen-dependent and Castration-resistant Prostate Cancer. J. Vis. Exp. (133), e57301, doi:10.3791/57301 (2018).
Télécharger la Citation
Réimpressions et Autorisations

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image