Summary

Um modelo de recuperação de Bypass cardiopulmonar sem transfusão ou inotrópicos em ratos

Published: March 23, 2018
doi:

Summary

Aqui, apresentamos um protocolo para descrever um modelo de recuperação simples extracorpórea sem transfusão ou inotrópicos em um rato. Este modelo permite o estudo de longo prazo várias sequelas de órgão de bypass cardiopulmonar.

Abstract

Extracorpórea (CEC) é indispensável em cirurgia cardiovascular. Apesar da dramático refinamento de técnica de CEC e dispositivos, órgãos várias complicações relacionadas à prolongada CPB ainda comprometer o resultado de cirurgias cardiovasculares e podem piorar mortalidade e morbidade pós-operatória. Modelos animais, recapitulando o uso clínico do CPB permitem o esclarecimento dos processos fisiopatológicos que ocorrem durante a CEC e facilitam estudos pré-clínicos para desenvolver estratégias de proteção contra estas complicações. Modelos do rato CPB são vantajosos por causa da sua maior relação custo-eficácia, processos experimentais convenientes, abundantes métodos de ensaio para a genética ou níveis de proteína e consistência genética. Eles podem ser usados para investigar a ativação do sistema imunológico e síntese de cytokines proinflammatory, ativação de elogio e produção de radicais livres de oxigênio. Os modelos do rato foram refinados e gradualmente tomaram o lugar dos modelos de animal-grande. Aqui, descrevemos um modelo simples de CEC sem transfusão e/ou inotrópicos em um rato. Esse modelo de recuperação permite que o estudo de longo prazo múltiplas sequelas de órgão do CPB.

Introduction

Em 1953, o Dr. John H. Gibbon Jr realizou com sucesso a primeira cirurgia cardíaca usando CPB1, e posteriormente tornou-se uma modalidade essencial em cirurgia cardiovascular. Enquanto as técnicas e os dispositivos foram dramaticamente refinados, órgãos várias complicações relacionadas à CPB ainda comprometem o resultado de cirurgias cardiovasculares e podem afetar de morbidade e mortalidade pós-operatória2. Danos nos órgãos relacionados ao CPB é causado pela ativação do sistema imunológico e síntese de cytokines proinflammatory, ativação de elogio e produção de radicais livres de oxigênio2. Sua fisiopatologia, no entanto, não foi totalmente elucidada.

Modelos animais, recapitulando o uso clínico do CPB permitem o esclarecimento dos processos fisiopatológicos durante e após a CEC; Isto pode facilitar estudos pré-clínicos no desenvolvimento de estratégias para evitar estas complicações. Desde Popovic et al. relatada pela primeira vez um modelo do rato CPB em 19673, rato CPB modelos foram refinados e gradualmente tomaram o lugar dos modelos de animal grande, devido ao maior custo-efetividade, processos experimentais convenientes e uma infinidade de métodos de teste genético e níveis de proteína. Além disso, ratos puras podem ser geneticamente idênticos, reduzindo possíveis enviesamentos biológicos.

Fabre et al. primeiro estabeleceu um modelo de recuperação que permitiu o estudo de longo prazo várias sequelas de órgão de CPB4. As vantagens deste modelo de sobrevivência simples são a flexibilidade (CPB fluxo e duração), condições vitais estáveis e reprodutibilidade em inflamações sistêmicas. Modelos do rato CPB tornaram-se cruciais para a investigação de estratégias terapêuticas que visam prevenir lesões de vários órgãos durante a CEC5, e recentemente foram desenvolvidos vários modelos para simular as situações clínicas durante a CEC. De Lange et al. desenvolveu um modelo de parada cardíaca, que pode ser usado para caracterizar as respostas enzimáticas, genéticas e histológicas relacionadas com lesão miocárdica7. Peters et al. arranjado o infarto do miocárdio e reperfusão controlada usando um modelo em miniatura do CPB para analisar a disfunção do coração através da isquemia focal e reperfusão lesão8. Jungwirth et al. primeiro estabeleceu um modelo de fundo circulatória hipotérmica (DHCA), que pode elucidar a lesão de isquemia e reperfusão global por DHCA e suporta potencial neuroprotetor estratégias6. Estudos utilizando DHCA investigam a influência da hipotermia, reperfusão, e/ou acionadas por hemólise sinalização eventos9. Hipotermia profunda pode afetar a ativação e inativação de várias enzimas e vias e os mecanismos permanecem desconhecidas10. Por outro lado, modelos de parada cardíaca ou modelos de isquemia do coração devem ser usados para investigar a isquemia e reperfusão lesão de coração. Esses vários modelos CPB rato que recapitular altamente humano CEC podem revelar processos patológicos relacionados à CEC e ajudar a atenuar as complicações relacionadas à CEC.

Este protocolo demonstra um modelo simples de CEC sem transfusão ou inotrópicos em um rato. Este modelo permite o estudo de longo prazo várias sequelas de órgão do CPB.

Protocol

Antes do experimento, todos os ratos devem ser dada uma semana para se aclimatar. Devem efectuar-se de todos os procedimentos cirúrgicos em animais de acordo com o guia para o cuidado e uso de animais de laboratório (www.nap.edu/catalog/5140.html) ou outras orientações éticas adequadas. Os protocolos devem ser aprovados pelo Comité de bem-estar animal na instituição apropriada antes de prosseguir. Todos os procedimentos subsequentes devem ser realizados em condições assépticas. 1. pre…

Representative Results

A Figura 1 mostra todo o circuito de cec. As variáveis fisiológicas neste modelo são mostradas na Figura 2e incluem a temperatura retal, significa a pressão arterial e frequência cardíaca. A Figura 3 mostra as análises de gás de sangue arterial durante a CEC, incluindo a pressão parcial de oxigênio arterial, pressão parcial de dióxido de carbono arterial, hematócrito, excesso de base, ex…

Discussion

Neste modelo de CEC de rato, os soro e pulmão níveis de expressão de citocinas inflamatórias e HMGB-1, um fator de transcrição chave regulamenta as respostas inflamatórias, aumentaram dramaticamente após a CEC. Estudos clínicos anteriores mostraram que a secreção de soro de nível HMGB-1 é elevada em pacientes submetidos à cirurgia cardiovascular11, e o pico do nível de HMGB-1 soro durante a CEC foi associado com a síndrome de resposta inflamatória sistêmica mais grave e deficiên…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Apreço é estendido para o Dr. T. Taki e Dr. M. Funamoto pelo apoio técnico.

Materials

Rodent Ventilator 7025 Ugo Basile 7025 Ventilator
OxiQuant B ENVITEC 46-00-0023 Oxygen Sensor
CMA 450 Temperature Controller CMA 8003759 Temperature Controller
CMA 450 Heating Pad CMA 8003763
CMA 450 Rectal Probe CMA 8003761
DIN(8) to Disposable BP Transducer ADInstruments MLAC06
Disposable BP Transducer ADInstruments MLT0670
IX-214 Data Recorder iWorx Systems IWX-214 amplifier
LabScribe software iWorx Systems software
Roller pump Furue Science Model RP-VT pump
Happy Cath Medikit EB 19G 4HCLs PP 17-gauge multiorifice angiocatheter
SURFLO ETFE I.V. Catheter Terumo SR-OX2419CA 24-gauge angiocatheter
Oxygenator Mera HPO-002
CPB circuit Mera custom-made
Hespander fluid solution Fresenius Kabi 3319547A4035 Hydroxyethyl starch

References

  1. Gibbon, J. H. Application of a mechanical heart and lung apparatus to cardiac surgery. Minn Med. 37 (3), 171-185 (1954).
  2. Apostolakis, E., Filos, K. S., Koletsis, E., Dougenis, D. Lung dysfunction following cardiopulmonary bypass. J Cardiac Surg. 25 (1), 47-55 (2010).
  3. Popovic, P., Horecky, J., Popovic, V. P. Instrumental responses in rats after hypothermic cardiopulmonary by-pass. P Soc Exp Biol Med. 126 (1), 225-228 (1967).
  4. Fabre, O., et al. A recovery model of partial cardiopulmonary bypass in the rat. Perfusion. 16 (3), 215-220 (2001).
  5. Hirao, S., Masumoto, H., Minatoya, K. Rat cardiopulmonary bypass models to Investigate multi-organ injury. Clin Surg. 2, 1-6 (2017).
  6. Jungwirth, B., et al. Neurologic outcome after cardiopulmonary bypass with deep hypothermic circulatory arrest in rats: description of a new model. J Thorac Cardiov Sur. 131 (4), 805-812 (2006).
  7. de Lange, F., Yoshitani, K., Podgoreanu, M. V., Grocott, H. P., Mackensen, G. B. A novel survival model of cardioplegic arrest and cardiopulmonary bypass in rats: a methodology paper. J Cardiothorac Surg. 3, 51 (2008).
  8. Peters, S., et al. An experimental model of myocardial infarction and controlled reperfusion using a miniaturized cardiopulmonary bypass in rats. Interact Cardiovasc Th. 19 (4), 561-564 (2014).
  9. Engels, M., et al. A cardiopulmonary bypass with deep hypothermic circulatory arrest rat model for the investigation of the systemic inflammation response and induced organ damage. J Inflamm. 11 (26), (2014).
  10. Pinto, A., et al. The extracellular isoform of superoxide dismutase has a significant impact on cardiovascular ischaemia and reperfusion injury during cardiopulmonary bypass. Eur J Cardio-Thorac. 50 (6), 1035-1044 (2016).
  11. Zhang, Z., Wu, Y., Zhao, Y., Xiao, X., Liu, J., Zhou, X. Dynamic changes in HMGB1 levels correlate with inflammatory responses during cardiopulmonary bypass. Exp Ther Med. 5 (5), 1523-1527 (2013).
  12. Kohno, T., et al. Impact of serum high-mobility group box 1 protein elevation on oxygenation impairment after thoracic aortic aneurysm repair. Heart Vessels. 26 (3), 306-312 (2011).
  13. Tseng, C. C., et al. Impact of serum biomarkers and clinical factors on intensive care unit mortality and 6-month outcome in relatively healthy patients with severe pneumonia and acute respiratory distress syndrome. Dis Markers. 2014, (2014).
  14. Paparella, D., Yau, T. M., Young, E. Cardiopulmonary bypass induced inflammation: pathophysiology and treatment. An update. Eur J Cardio-Thorac. 21 (2), 232-244 (2002).
  15. Hirao, S., et al. Recombinant human soluble thrombomodulin prevents acute lung injury in a rat cardiopulmonary bypass model. J Thorac Cardiov Sur. , (2017).
  16. Yamazaki, S., Inamori, S., Nakatani, T., Suga, M. Activated protein C attenuates cardiopulmonary bypass-induced acute lung injury through the regulation of neutrophil activation. J Thorac Cardiov Sur. 141 (5), 1246-1252 (2011).
  17. Wang, C. T., Zhang, L., Wu, H. W., Wei, L., Xu, B., Li, D. M. Doxycycline attenuates acute lung injury following cardiopulmonary bypass: involvement of matrix metalloproteinases. Int J Clin Exp Patho. 7 (11), 7460-7468 (2014).
  18. Liu, K., et al. Curcumin attenuates cardiopulmonary bypass-induced lung oxidative damage in rats. J Cardiovasc Pharm T. 17 (4), 395-402 (2012).
  19. Taki, T., et al. Fetal mesenchymal stem cells ameliorate acute lung injury in a rat cardiopulmonary bypass model. J Thorac Cardiov S. 153 (3), 726-734 (2017).
  20. Zhu, X., et al. Establishment of a novel rat model without blood priming during normothermic cardiopulmonary bypass. Perfusion. 29, 63-69 (2014).
  21. Inoue, K., et al. Deep anesthesia worsens outcome of rats with inflammatory responses. Inflamm Res. 65 (7), 563-571 (2016).
  22. Bradfield, J. F., Schachtman, T. R., McLaughlin, R. M., Steffen, E. K. Behavioral and physiologic effects of inapparent wound infection in rats. Lab Anim Sci. 42 (6), 572-578 (1992).

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Citer Cet Article
Hirao, S., Masumoto, H., Itonaga, T., Minatoya, K. A Recovery Cardiopulmonary Bypass Model Without Transfusion or Inotropic Agents in Rats. J. Vis. Exp. (133), e56986, doi:10.3791/56986 (2018).

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