荧光显微镜评价辐射诱发克隆细胞死亡模式的一步协议
Summary
电离辐射 (ir) 诱导的克隆细胞死亡的研究对于了解 ir 对恶性肿瘤和正常组织的影响是非常重要的。在这里, 我们描述了基于 4 ‘, 6-diamidino-2-吲二盐酸盐 (DAPI)-荧光显微镜可视化染色核的形态学的红外诱导克隆细胞死亡主要模式的 one-step 测定。
Abstract
电离辐射 (ir) 诱导的克隆细胞死亡的研究对于了解 ir 对恶性肿瘤和正常组织的影响是非常重要的。在这里, 我们描述了一个快速和 cost-effective one-step 测定, 同时评估的主要模式, 克隆细胞死亡的 IR,即, 细胞凋亡, 有丝分裂突变, 细胞衰老。在该方法中, 在盖板上生长的细胞用 X 射线照射, 染色 4 “, 6-diamidino-2-吲二盐酸盐 (DAPI)。采用荧光显微镜、细胞凋亡、有丝分裂突变和细胞衰老的方法, 根据 DAPI 染色核的特征形态进行鉴定。凋亡是由存在的凋亡体 (即, 凝聚和分裂的细胞核)。有丝分裂突变是由表现出两个或多个不同的裂片和微的细胞核的存在所决定的。细胞衰老是由衰老相关的异灶 (即, 细胞核 DNA 包含30-50 明亮, 致密的病灶) 的存在。这种方法允许实验者使用不同的细胞线、治疗设置和/或时间点, 很容易地筛克隆细胞死亡模式, 目的是阐明细胞死亡的机制在目标细胞和感兴趣的条件。
Introduction
电离辐射 (IR) 诱导多种模式的克隆细胞死亡。红外诱导克隆细胞死亡的研究对于了解 ir 对正常组织的毒性以及发展提高肿瘤放疗治疗效果的方法具有重要意义。凋亡、有丝分裂突变和细胞衰老是 IR1引起的克隆细胞死亡的主要模式。凋亡是由 DNA 损伤引发的细胞死亡的调控模式1。有丝分裂突变是细胞死亡, 发生由于异常有丝分裂导致的未 DNA 双断裂1。细胞衰老被定义为不可逆细胞生长的状态, 逮捕2;注意细胞衰老不是细胞死亡本身, 而是一种克隆细胞死亡的模式, 因为它能消灭衰老细胞的克隆生存。
各种细胞的检测已经发展到单独评估凋亡, 有丝分裂突变, 和细胞衰老。细胞凋亡可由终端 deoxynucleotidyl 转移酶 dUTP 尼克结束标记 (TUNEL) 染色, 蛋白 V 染色, DNA 碎片测定, sub-G1 细胞周期的流式细胞仪检测1。有丝分裂突变可以通过免疫荧光染色的有丝分裂标记, 包括 MPM2, TUNEL 染色, 和电子显微镜1。细胞衰老可以通过衰老相关的β-乳糖 (SA β-加仑) 染色、生长抑制法和电子显微镜来评估1。重要的是, 克隆细胞死亡的主要模式不同的细胞系和治疗设置3,4。因此, 为了阐明某一特定实验环境下克隆细胞死亡的总体轮廓, 必须对所有这些死亡模式进行多重化验, 这是劳动和成本密集型的。
在这篇文章中, 我们描述了一个快速和 cost-effective one-step 检测的同时评估细胞凋亡, 有丝分裂突变, 和细胞衰老诱导的 IR3,4。在该方法中, 在盖板上生长的细胞用 X 射线照射, 染色 4 “, 6-diamidino-2-吲二盐酸盐 (DAPI)。利用荧光显微镜、细胞凋亡、有丝分裂突变和细胞衰老, 分别根据 DAPI 染色核的特征形态进行鉴定。这种方法将有助于包括筛查克隆细胞死亡剖面在不同的细胞线, 治疗设置和时间点, 目的是调查细胞死亡的机制在靶细胞和条件兴趣.
Protocol
Representative Results
Discussion
协议中的关键步骤如下。首先, 细胞应作为单层培养皿, 因为对 DAPI 染色的细胞核进行形态学评估对多层细胞是困难的。为此, 在步骤2.9 中, 建议将培养皿小心地转移到孵化器;文化盘的晃动产生悬浮细胞的漩涡, 导致细胞集中在培养皿的中心。此外, overconfluence 导致多层细胞应避免。为此, 在步骤2.7 中, 在培养皿上播种的细胞数量可以根据种群加倍时间和照射与固定的间隔进行修正。建议在固定时汇合约80。其次, 速度是重要的固定和 DAPI 染色 (即, 步骤4和 5)。对于这些步骤所用的时间, 样本间的不一致会导致原子核中 DAPI 信号强度的异质性, 这将使形态学评估模糊不清。
在步骤2.2 中, 单个培养皿中的盖板数量可以增加;最多可以将四套卡瓦放在 35 mm 的盘子里, 用更大的盘子可以进一步增加这个数字。在每个培养皿中放置多个盖板, 可以对给定的处理进行时间课程评估的有效操作 (即, 在多个时间点, 可从文化盘中一个一个地收集封面单)。
在步骤3.2 中, 辐照剂量可以根据研究者的兴趣进行修正。应用一致剂量的多细胞线, 使比较的敏感性, 每个模式的克隆细胞死亡之间的细胞系。另一方面, 使用 iso 克隆生存剂量的每一个细胞线可以比较克隆细胞死亡剖面之间的细胞线。克隆生存剂量可由克隆生存率测定12确定。D10值, 提供10% 克隆生存的剂量, 是 iso 克隆生存剂量的一个常见端点。
3.3 步, 从照射到固定的时间可以根据研究者的兴趣进行修改;这一点很重要, 因为 IR 诱导的细胞凋亡、有丝分裂突变和细胞衰老的峰值时间根据细胞系和治疗的不同而变化。在本文中, 我们使用72小时后辐照作为时间点, 这将是最有用的初始筛选克隆细胞死亡剖面, 基于多项研究, 我们的小组和其他描述如下1,2,3,4,8,9: (i) x 射线诱导的实体肿瘤细胞凋亡主要发生在照射后几天。(ii) x 射线诱发的有丝分裂突变在肿瘤细胞中最显著的发生在第二次或第三次有丝分裂后, 从短暂的细胞周期的释放引起的照射。释放通常发生在大约24小时在辐照以后, 其次由重复的分裂在大约 24 h 的间隔时间. (iii) ray–induced 细胞衰老在一个间隔依赖于问题的细胞系后变得明显: 2 天后辐射为一些早期的情况下, 7 天后, 大多数细胞线照射。在从最初的筛查中获得了克隆细胞死亡剖面的总体图像后, 时间课程实验将提供一个更详细的说明每种模式的克隆细胞死亡在特定的细胞线和/或条件的峰值时间兴趣4。
应该注意的是, DAPI 染色法和克隆生存法, 一个黄金标准的方法, 辐射敏感性评估, 是不可互换的。细胞凋亡和有丝分裂的灾难只持续数小时。因此, DAPI 染色测定的时间点检测细胞凋亡和有丝分裂突变发生在时间点的评估。另一方面, 在特定时间点的克隆生存试验的结果包括在照射后 10-14 天的潜伏期内发生的细胞凋亡和有丝分裂突变的总数量。与细胞凋亡和有丝分裂突变不同, 衰老细胞保留在培养皿上;它们随着时间的推移逐渐累积。因此, DAPI 染色法和克隆生存法的结果都反映了潜伏期内的衰老总量。重要的是, 细胞凋亡的比例、有丝分裂突变和辐照后的衰老, 都有不同程度的差异。从理论上讲, 一项化验的结果不能直接转化为其他化验。
DAPI 染色法有几个局限性。首先, 有丝分裂突变是否是一种独特的细胞死亡模式仍然存在争议。在辐射生物学领域, 有丝分裂突变被认为是一种主要的 IR 诱导细胞死亡模式, 有别于其他机制的克隆细胞死亡1。另一方面, 其他人认为有丝分裂突变不是细胞死亡的一种独特的模式, 而是在细胞死亡之前的过程, 包括细胞凋亡和坏死13,14。因此, 细胞凋亡和有丝分裂突变可能在一定程度上重叠。其次, 先前的研究表明, 细胞衰老可能发生在一些细胞系和治疗设置2SAHF 缺乏。目前, 为每个克隆细胞死亡模式专门设计的其他方法应用于提高某一实验结论的鲁棒性。第三, DAPI 染色法不能评估克隆细胞死亡的模式, 除了细胞凋亡, 有丝分裂突变, 细胞衰老 (如, 坏死和自噬)。第四, 临床上未阐明 DAPI 染色法作为肿瘤放疗疗效预测因子的效用。从这个角度来看, 克隆生存试验, 评估克隆细胞死亡的总金额, 优于 DAPI 染色法, 因为建立了一个相关的 SF2, 细胞存活的分数辐照2X 光和肿瘤对放疗的反应15。然而, 值得注意的是, 克隆存活率测定在临床上没有得到广泛的应用, 主要是因为需要高度的专业知识和很长的时间 (即, 14 天) 来获取数据。相比之下, DAPI 染色法的过程比较简单, 而且耗时较短, 大约 3-4 天, 以产生结果。DAPI 染色的效用检测作为肿瘤对放疗的反应的预测因子, 将在近期临床上进行试验。
总之, DAPI 染色法是一种 cost-effective one-step 测定, 同时评估三主要模式的 IR 诱导克隆细胞死亡。这种方法可以很容易地筛克隆细胞死亡模式的各种细胞线, 治疗设置和时间点, 目的是阐明细胞死亡机制的目标细胞和条件的兴趣。
Divulgations
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
我们感谢 Mrs. 子柴田的技术援助。这项工作得到了来自日本教育、文化、体育、科学和技术部的补助金的支持, 这些项目是为领导研究生院提供的, 培养了在重离子治疗和工程方面的全球领导者。
Materials
| cover slip | Matsunami | C013001 | |
| paraformaldehyde | Sigma-Aldrich | P6148-1KG | |
| sucrose | Sigma-Aldrich | 84097-250G | |
| phosphate-buffered saline | Cosmo Bio | 16232000 | |
| scalpel | Kai Medical | No.20, 520-A | |
| 35 mm cell culture dish | Falcon | 353001 | |
| trypsin | Wako | 201-16945 | |
| inverted phase microscope | Shimazu | 114-909 | |
| X-ray irradiator | Faxitron Bioptics | Faxitron RX-650 | |
| square culture dish | Corning | 431110 | |
| slide glass | Matsunami | Pro-11 | |
| DAPI staining reagent | Cell Signaling | 8961S | |
| fluorescence microscope | Nikon | ECLIPSE Ni | |
| fluorescence microscope DAPI filter | Nikon | U-FUW, BP340-390, BA420IF, DM410 | |
| fluorescence microscope lens (20×) | Nikon | Plan Apo λ 20X/0.75 | |
| fluorescence microscope lens (60×, oil) | Nikon | Plan Apo λ 60X/1.40 oil | |
| oil | Olympus | N5218600 | |
| CCD camera | Nikon | DS-Qi2 | |
| digital image acquisition software | Nikon | NIS-Elements Document | |
| lens cleaner | Olympus | OT0552 | |
| chloroform | Wako | 035-02616 |
References
- Wouters, B. G., Joiner, M. C., van der Kogel, A. J. Cell death after irradiation: how, when and why cells die. Basic Clinical Radiobiology. 4th ed. , 27-40 (2009).
- Aird, K. M., Zhang, R. Detection of senescence-associated heterochromatin foci (SAHF). Methods Mol. Biol. 965, 185-196 (2013).
- Kobayashi, D., et al. Mitotic catastrophe is a putative mechanism underlying the weak correlation between sensitivity to carbon ions and cisplatin. Sci. Rep. 7, 40588 (2017).
- Amornwichet, N., et al. Carbon-ion beam irradiation kills X-ray-resistant p53-null cancer cells by inducing mitotic catastrophe. PLoS One. , 115121 (2014).
- Masters, J. R., Stacey, G. N. Changing medium and passaging cell lines. Nat. Protoc. 2, 2276-2284 (2007).
- Sawai, Y., et al. Effectiveness of sulforaphane as a radiosensitizer for murine osteosarcoma cells. Oncol. Rep. 29, 941-945 (2013).
- Cummings, B. S., Wills, L. P., Schnellmann, R. G. Measurement of cell death in mammalian cells. Curr. Protoc. Pharmacol. , (2012).
- Oike, T., et al. C646, a selective small molecule inhibitor of histone acetyltransferase p300, radiosensitizes lung cancer cells by enhancing mitotic catastrophe. Radiother. Oncol. 111, 222-227 (2014).
- Oike, T., et al. A synthetic lethality-based strategy to treat cancers harboring a genetic deficiency in the chromatin remodeling factor BRG1. Cancer Res. 73, 5508-5518 (2013).
- Russo, A. L., et al. In vitro and in vivo radiosensitization of glioblastoma cells by the poly (ADP-ribose) polymerase inhibitor E7016. Clin. Cancer Res. 15, 607-612 (2009).
- Di Micco, R., et al. Interplay between oncogene-induced DNA damage response and heterochromatin in senescence and cancer. Nat. Cell Biol. 13, 292-302 (2011).
- Franken, N. A., Rodermond, H. M., Stap, J., Haveman, J., van Bree, C. Clonogenic assay of cells in vitro. Nat. Protoc. 1, 2315-2319 (2006).
- Vakifahmetoglu, H., Olsson, M., Zhivotovsky, B. Death through a tragedy: mitotic catastrophe. Cell Death Differ. 15, 1153-1162 (2008).
- Imreh, G., Norberg, H. V., Imreh, S., Zhivotovsky, B. Chromosomal breaks during mitotic catastrophe trigger γH2AX-ATM-p53-mediated apoptosis. J. Cell Sci. 129, 1950 (2016).
- Torres-Roca, J. F. A molecular assay of tumor radiosensitivity: a roadmap towards biology-based personalized radiation therapy. Per. Med. 9, 547-557 (2012).
