Summary

Isolierung der endothelialen Vorläuferzellen aus menschlichen Nabelschnurblut

Published: September 14, 2017
doi:

Summary

Das Ziel dieses Protokolls ist, endotheliale Vorläuferzellen aus Nabelschnurblut zu isolieren. Einige der Anwendungen sind mit diesen Zellen als Biomarker für die Identifizierung von Patienten mit Herz-Kreislauf-Risiko, Behandlung von ischämischen Erkrankungen und Erstellen von Tissue-Engineering Gefäß- und Herz-Ventil konstruiert.

Abstract

Die Existenz von endothelialen Progenitorzellen (EPC) im peripheren Blut und seine Einbindung in Vaskulogenese wurde zuerst von Ashara und Kollegen1berichtet. Später, dokumentiert andere die Existenz von ähnlichen Arten von EPC aus dem Knochenmark2,3. Vor kurzem hatte Yoder und Ingram zeigte, dass Nabelschnurblut EPCs abgeleitet ein höheres proliferative Potential im Vergleich zu denen von Erwachsenen peripheren isoliert Blut-4,5,6. Neben der postnatalen Vaskulogenese beteiligt zu sein, haben EPC auch Versprechen als eine Zelle Quelle für die Erstellung von Tissue-Engineering Gefäß- und Herz-Ventil Konstrukte7,8gezeigt. Verschiedenen Isolierung Protokolle sind vorhanden, von denen einige beinhalten Zellsortierung mononukleären Zellen (MNU) abgeleitet aus den Quellen erwähnt mit Hilfe von Endothelzellen und hämatopoetischen Marker oder Kultivierung dieser multinationalen Unternehmen mit spezialisierten endothelial Wachstum Medium, oder eine Kombination dieser Techniken-9. Hier präsentieren wir Ihnen ein Protokoll für die Isolierung und Kultur des EPC mit spezialisierten Endothelzellen Medium ergänzt mit Wachstumsfaktoren, ohne den Einsatz von Immunosorting, gefolgt von der Charakterisierung von der isolierten Zellen mittels Western blotting und Immunostaining.

Introduction

Mehrere Forscher untersuchten die Eigenschaften und das Potential der menschlichen EPCs5,10,11,12,13. EPC können beschrieben werden als Zellen, die Fähigkeit zur Einhaltung endothelial Gewebe an Standorten von Hypoxie, Ischämie, Verletzungen oder Tumorbildung und tragen zur Bildung von neuen vaskulären Strukturen4,14in Umlauf. Ihre beobachteten Beteiligung an Neovaskularisation, in Form von postnatale Vaskulogenese, führte zu einem Verständnis der Pathophysiologie der diese Zellen und deren Anwendung in therapeutischen Anwendungen4,15, 16. die Anzahl der EPC im Einzelfall nachweislich korreliert mit Herz-Kreislauf-Pathologie9,15,16,17,18,19 ,20. Andere Studien haben auch differenzierte EPC in einem Ventil Fibroblasten-ähnlichen Phänotyp und schlug vor, dass diese Zellen für Gewebe-Engineering Herz Ventile7,21verwendet werden könnten.

Bestimmte Zelle Oberfläche Moleküle EPCs isolieren musste wurden aufgrund von Unstimmigkeiten zwischen den Untersuchungen4nicht eindeutig identifiziert. Die Haftung der multinationalen Konzerne zu einer bestimmten Matrix, mit der Exposition gegenüber einer Vielzahl von Kulturbedingungen durchgeführt worden durch mehrere Gruppen1,17,22,23, was darauf hindeutet, dass vermeintliche EPCs kann unterschiedlichen phänotypische Eigenschaften anzeigen. Zu diesen Eigenschaften gehören einen Mangel an phagocytotic Fähigkeit, Rohr-Bildung in Matrigel und die Aufnahme von Low-Density-Lipoproteine Dil acetyliert. Die hohe klonogenen und proliferative Potential sind zwei Eigenschaften, die mit dem EPC hierarchisierte5werden können. EPC können auch in-vitro- Tubuli wenn mit menschlichen fetalen Lunge Fibroblasten4cocultured bilden. Diese Zellen sind Endothelzellen Oberflächenmarker zum Ausdruck zu bringen und einige der hämatopoetischen Marker13,24,25Teilen bekannt. Die positiv ausgedrückt Marker, die weithin für Phänotypisierung EPCs akzeptiert werden sind CD31, CD34, vaskulären endothelialen Wachstumsfaktor-Rezeptor 2 (VEGFR2), von-Willebrand-Faktor (vWF), CD133, c-Kit und vaskulären endothelialen Cadherin (VE-Cadherin)4 , 18. Zellen, die CD90, CD45, CD14, CD115 oder Alpha-Glattmuskel Aktin (α-SMA) Co ausdrücken gelten nicht als EPC wegen ihrer begrenzten proliferative potenzielle, Fähigkeit, Phagozytose von Bakterien und die Unfähigkeit, de Novo menschlichen bilden Schiffe in Vivo4,7. Dieser Artikel beschreibt ein modifiziertes Protokoll für die Isolierung von endothelialen Vorläuferzellen aus menschlichen Nabelschnurblut ohne die Notwendigkeit für jede Zelle sortieren Protokolle. In diesem Artikel verwendet CD31, CD34 und VEGFR2 als die positive Markierungen mit α-SMA als negativer Indikator.

In diesem Artikel schlagen wir vor, dass eine Methode zur Isolierung und Kultivierung von endothelialen Vorläuferzellen aus Nabelschnurblut ohne Zelle sortieren mit endothelialen Wachstumsmedium ergänzt mit Wachstumsfaktoren (EGM) spezialisiert. Diese EGM vaskulären endothelialen Wachstumsfaktor (VEGF) und enthält Fibroblasten-Wachstumsfaktor (FGF), die das Überleben, Proliferation und Migration von Endothelzellen26zu verbessern. Es enthält auch Ascorbinsäure, die für die Aufrechterhaltung der Kopfsteinpflaster-Morphologie der Zellen verantwortlich ist; Insulin-ähnliche Wachstumsfaktor-1 (IGF-1), die Angiogenese und wandernden Funktion bietet; und Heparin, wodurch verbesserte Langzeitstabilität von Wachstumsfaktoren in der mittleren26. Andere Wachstumsfaktoren hinzugefügt, um die endotheliale Zellkulturmedium umfasst die Supplementation mit epidermalen Wachstumsfaktor (EGF), die hilft, anregende Zell-Proliferation und Differenzierung und Hydrocortison, die die Zellen EGF26 sensibilisiert . Wir zeigen, dass die Nutzung dieses Mediums spezifischen Wachstumsraten höhere Anzahl von EPC im Vergleich zu Endothelzellen basal Medium (EBM) oder Dulbeccos geändert Eagle Medium (DMEM ergibt).

Protocol

dieser Forschung wurde mit Zustimmung der University of Arkansas Institutional Review Board (Zulassungsnummer 16-04-722) durchgeführt. Nabelschnur Blut Einheiten wurden in Citrat Phosphat Traubenzucker (CPD) Lösung in Arkansas Nabelschnurblutbank und Einheiten, die nicht die Voraussetzung für die Lagerung für die Forschung gespendet wurden. Cord Blood Einheiten waren couriered im Labor innerhalb von 24 h Kollektion bei Umgebungstemperaturen. 1. Isolation der endothelialen Vorläuferzellen …

Representative Results

Isolation und Ausbau der endothelialen Vorläuferzellen:Ein Schaltplan (Abbildung 1) steht zur Verfügung, zeigt das gesamte Protokoll. Die verschiedenen Blut Komponentenschichten wurden nach Dichte Gradienten Zentrifugieren der menschlichen Nabelschnurblut mit Dichte Gradienten Medium beobachtet. Bei der Aussaat MNCs auf die Kollagen-behandelten Platten, wurde erstmals Auswuchs von Kolonien zwischen 5 Tagen und 7 (Ab…

Discussion

Wie bereits erwähnt, anhaftende EPCs besitzen eine Kopfsteinpflaster-Morphologie. Unsere isolierten MNCs entwickelte sich von einer spindelförmigen Zelle Kolonie (Abbildung 2A-2D) in den frühen Stadien zu einer gepflasterten Kolonie (Abbildung 2E-2F) über einen Zeitraum von zehn Tagen in Kultur. EPC haben unterschiedlich von verschiedenen Forschungsgruppen, nämlich als späten endothelial Progenitor Zellen

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Dieses Material basiert auf Arbeit, unterstützt von der National Science Foundation Grant No. CMMI-1452943 und von der University of Arkansas Ehrenhochschule. Wir möchten auch die Arkansas Nabelschnurblutbank für die uns mit Schnur Blut Einheiten zu erkennen.

Materials

A) For isolation and culturing
EGM-2 BulletKit Lonza CC-3162 This product comes with all the growth factors needed to make the Endothelial Growth Medium
Fetal Bovine Serum Thermofisher Scientific 26140079
Pencillin-Streptomycin-Glutamine (100X) Thermofisher Scientific 10378016
Ficoll-Paque GE Heatlhcare 17-1440-02
Hank's Balanced Salt Solution Thermofisher Scientific 14170-112
Ammonium Chloride Stem Cell Technologies 7850
1X Phosphate Buffer Saline Thermofisher Scientific 14190250
Rat Tail I Collagen Corning 354236
Glacial Acetic Acid Amresco 0714-500ML
0.05% Trypsin-EDTA Thermofisher Scientific 25300054
HEPES buffer Thermofisher Scientific 15630080
Dulbecco's Modified Eagle's Medium Thermofisher Scientific 10566-016
B) Antibodies and cell lysates
CD31  Abcam ab28364 1:250 dilution  for Western blotting
CD34 Santa Cruz Biotechnology sc-7045 1:100 dilution for Western blotting
α-SMA abcam ab5694 1:100 dilution for Western blotting
α-tubulin abcam ab7291 1:2500 dilution for Western blotting
VEGFR2 abcam sc504 1:100 dilution for Western blotting
Human umbilical vein endothelial cell lysate Santa Cruz Biotechnology sc24709 
Valve interstitial cell lysate Primary cell line cultured from own lab and lysed with RIPA buffer
C) Western blotting and immunostaining
10X Tris/Glycine/SDS buffer Biorad 161-0772 Used as running buffer
10X Tris/Glycine buffer Biorad 161-0771 Used as transfer buffer
Immobilon-FL transfer membrane Merck Millipore IPFL0010 This is a PVDF transfer membrane that has 45 µm pore size and is mentioned in the protocol as western blot membrane
4X Laemmli sample buffer Biorad 161-0747
2-mercaptoethanol Biorad 161-0710
10% Criterion TGX precast gel Biorad 5671033
Prolong Gold antifade Thermofisher Scientific P36930 Used for mounting immunostained coverslips for long term storage
Methanol VWR Analytical BDH1135-4LP

References

  1. Asahara, T., et al. Isolation of putative progenitor endothelial cells for angiogenesis. Science. 275 (5302), 964-967 (1997).
  2. Lin, Y., Weisdorf, D. J., Solovey, A., Hebbel, R. P. Origins of circulating endothelial cells and endothelial outgrowth from blood. J Clin Invest. 105 (1), 71-77 (2000).
  3. Shi, Q., et al. Evidence for circulating bone marrow-derived endothelial cells. Blood. 92 (2), 362-367 (1998).
  4. Hirschi, K. K., Ingram, D. A., Yoder, M. C. Assessing identity, phenotype, and fate of endothelial progenitor cells. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 28 (9), 1584-1595 (2008).
  5. Ingram, D. A., et al. Identification of a novel hierarchy of endothelial progenitor cells using human peripheral and umbilical cord blood. Blood. 104 (9), 2752-2760 (2004).
  6. Yoder, M. C., et al. Redefining endothelial progenitor cells via clonal analysis and hematopoietic stem/progenitor cell principals. Blood. 109 (5), 1801-1809 (2007).
  7. Sales, V. L., et al. Transforming growth factor-beta1 modulates extracellular matrix production, proliferation, and apoptosis of endothelial progenitor cells in tissue-engineering scaffolds. Circulation. 114, 193-199 (2006).
  8. Sales, V. L., et al. Endothelial Progenitor Cells as a Sole Source for Ex Vivo Seeding of Tissue-Engineered Heart Valves. Tissue Eng Pt A. 16 (1), 257-267 (2010).
  9. Liew, A., Barry, F., O’Brien, T. Endothelial progenitor cells: diagnostic and therapeutic considerations. Bioessays. 28 (3), 261-270 (2006).
  10. Hur, J., et al. Characterization of two types of endothelial progenitor cells and their different contributions to neovasculogenesis. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 24 (2), 288-293 (2004).
  11. Ingram, D. A., Caplice, N. M., Yoder, M. C. Unresolved questions, changing definitions, and novel paradigms for defining endothelial progenitor cells. Blood. 106 (5), 1525-1531 (2005).
  12. Melero-Martin, J. M., et al. In vivo vasculogenic potential of human blood-derived endothelial progenitor cells. Blood. 109 (11), 4761-4768 (2007).
  13. Melero-Martin, J. M., Bischoff, J. Chapter 13. An in vivo experimental model for postnatal vasculogenesis. Methods Enzymol. 445, 303-329 (2008).
  14. Yoder, M. C. Human endothelial progenitor cells. Cold Spring Harb Perspect Med. 2 (7), 006692 (2012).
  15. Siddique, A., Shantsila, E., Lip, G. Y. H., Varma, C. Endothelial progenitor cells: what use for the cardiologist. J Angiogenes Res. 2 (6), (2010).
  16. Camci-Unal, G., et al. Surface-modified hyaluronic acid hydrogels to capture endothelial progenitor cells. Soft Matter. 6 (20), 5120-5126 (2010).
  17. Hill, J. M., et al. Circulating endothelial progenitor cells, vascular function, and cardiovascular risk. N Engl J Med. 348 (7), 593-600 (2003).
  18. Young, P. P., Vaughan, D. E., Hatzopoulos, A. K. Biologic properties of endothelial progenitor cells and their potential for cell therapy. Prog Cardiovasc Dis. 49 (6), 421-429 (2007).
  19. Mehta, J. L., Szwedo, J. Circulating endothelial progenitor cells, microparticles and vascular disease. J Hypertens. 28 (8), 1611-1613 (2010).
  20. Nevskaya, T., et al. Circulating endothelial progenitor cells in systemic sclerosis are related to impaired angiogenesis and vascular disease manifestations. Ann Rheum Dis. 66, 67-67 (2007).
  21. Cebotari, S., et al. Clinical application of tissue engineered human heart valves using autologous progenitor cells. Circulation. 114, 132-137 (2006).
  22. Ito, H., et al. Endothelial progenitor cells as putative targets for angiostatin. Cancer Res. 59 (23), 5875-5877 (1999).
  23. Vasa, M., et al. Increase in circulating endothelial progenitor cells by statin therapy in patients with stable coronary artery disease. Circulation. 103 (24), 2885-2890 (2001).
  24. Wu, X., et al. Tissue-engineered microvessels on three-dimensional biodegradable scaffolds using human endothelial progenitor cells. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 287 (2), 480-487 (2004).
  25. Boyer, M., et al. Isolation of endothelial cells and their progenitor cells from human peripheral blood. J Vasc Surg. 31 (1), 181-189 (2000).
  26. Huber, B., Czaja, A. M., Kluger, P. J. Influence of epidermal growth factor (EGF) and hydrocortisone on the co-culture of mature adipocytes and endothelial cells for vascularized adipose tissue engineering. Cell Biol Int. 40 (5), 569-578 (2016).
  27. Sturdivant, N. M., Smith, S. G., Ali, S. F., Wolchok, J. C., Balachandran, K. Acetazolamide Mitigates Astrocyte Cellular Edema Following Mild Traumatic Brain Injury. Sci Rep. 6, 33330 (2016).
  28. Lam, N. T., Muldoon, T. J., Quinn, K. P., Rajaram, N., Balachandran, K. Valve interstitial cell contractile strength and metabolic state are dependent on its shape. Integr Biol (Camb). 8 (10), 1079-1089 (2016).
  29. Tandon, I., et al. Valve interstitial cell shape modulates cell contractility independent of cell phenotype. J Biomech. 49 (14), 3289-3297 (2016).
  30. Cockshell, M. P., Bonder, C. S. Isolation and Culture of Human CD133+ Non-adherent Endothelial Forming Cells. Bio-Protocol. 6 (7), (2016).

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Citer Cet Article
Ravishankar, P., Zeballos, M. A., Balachandran, K. Isolation of Endothelial Progenitor Cells from Human Umbilical Cord Blood. J. Vis. Exp. (127), e56021, doi:10.3791/56021 (2017).

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