Summary

ا<em> كاينورهابديتيس ايليجانس</em> الوضع الغذائي القائم على النحاس النفور الفحص

Published: July 26, 2017
doi:

Summary

هنا، نقدم كاينورهابديتيس ايليجانس مقايسة محددة تهدف إلى تقييم التغيرات في السلوك النفور النحاس والقدرة على تحديد مصدر الغذاء المشترك، كما تقدم الكائن الحي من تغذية جيدة إلى حالة غذائية جوعا.

Abstract

ولضمان البقاء، يجب أن تكون الكائنات الحية قادرة على تجنب الموائل غير المواتية مع ضمان مصدر غذائي متسق. كاينورهابديتيس إليغانز يغير أنماطها الحركية عند الكشف عن المحفزات البيئية المتنوعة ويمكن تعديل مجموعة من الاستجابات السلوكية استجابة لظروف المجاعة. الديدان الخيطية عادة ما تظهر استجابة أفرسيف انخفاض عند إزالتها من مصدر الغذاء لأكثر من 30 دقيقة. إن مراقبة التغيرات السلوكية استجابة لحالة تغذوية متغيرة يمكن أن توفر نظرة ثاقبة للآليات التي تنظم الانتقال من حالة تغذى جيدا إلى حالة جوع.

لقد طورنا مقايسة تقيس قدرة النيماتودا على عبور حاجز منعكس ( أي النحاس) ثم تصل إلى مصدر غذائي على مدى فترة طويلة من الزمن. ويستند هذا البروتوكول على العمل السابق من خلال دمج متغيرات متعددة في الطريقة التي تسمح لجمع البيانات المستمر مع تحول الكائنات نحو أن حالة جوعا على نحو متزايد. وعلاوة على ذلك، يسمح هذا الفحص زيادة حجم العينة بحيث يمكن تقييم أكبر عدد من الديدان الخيطية في وقت واحد.

الكائنات الحية المعيبة من أجل القدرة على كشف أو الاستجابة للنحاس عبور الحاجز الكيميائي على الفور، في حين أن النيماتودا البرية نوع صدت في البداية. كما الديدان نوع البرية جوعا على نحو متزايد، فإنها تبدأ في عبور الحاجز والوصول إلى مصدر الغذاء. قمنا بتصميم هذا الفحص لتقييم متحولة التي هي غير قادرة على الاستجابة إلى الإشارات البيئية المتنوعة، بما في ذلك الإحساس الغذاء أو الكشف عن المواد الكيميائية نافر. عند تقييمها عبر هذا البروتوكول، عبرت الكائنات المعيبة على الفور الحاجز، ولكن أيضا غير قادرة على الكشف عن مصدر الغذاء. ومن ثم، فإن هذه المسوخ تعبر مرارا الحاجز الكيميائي على الرغم من الوصول مؤقتا إلى مصدر غذائي. هذا الاختبار يمكن اختبار مجموعات من الديدان بشكل مباشر لتقييم العيوب المسار المحتملة المتعلقة النفور والمجاعة.

Introduction

وقد استخدمت كاينورهابديتيس ايليجانس كنموذج لدراسة علم الأعصاب لعقود بسبب السهولة النسبية في تحليل الدوائر من الجهاز العصبي تتألف فقط من 302 الخلايا العصبية 1 . شريطة أن يكون الكائن يعتمد على الاستجابة للإشارات البيئية، وكثير من الجهاز العصبي مكرس لتنظيم دمج الإشارات البيئية 2 . على الرغم من بساطة الجهاز العصبي، C. ايليجانس يمكن الكشف عن والرد على إشارات بيئية متنوعة بما في ذلك طارد 3 ، وجذابات 4 ، ودرجة الحرارة 5 ، وحتى الرطوبة 6 . وقد تم ربط الفشل في دمج صحيح إشارات بيئية لعدد من الاضطرابات السلوكية والشروط الاعصاب في النظم نموذج الثدييات 7- 9. مع مجموعة من نماذج الأمراض العصبية المتاحة 10 في C. ايليجانس وتطوير شاشات الأدوية النيماتودا 11 ، وقد أثبت هذا الكائن ليكون نظاما مفيدا لدراسة علم الأعصاب. وبالنظر إلى توافر نيماتودا خريطة الاتصال 1 والطفرات إلى كل جين تقريبا في الجينوم الديدان الخيطية 12 ، فهمنا للجهاز العصبي النيماتودا، وبتوسيع منطقتنا، ويقتصر جزئيا من خلال تصميم المقايسات المناسبة خلاق.

وقد تم تطوير عدد من فحوصات الكيميائي على مدى السنوات ال 40 الماضية لتقييم استجابة الديدان الخيطية إلى المحفزات عديمة التنوع 3 ، 4 ، 13 ، 14 ، 15 . وشملت التجارب الأولية إدخال التحفيز البيئي الحاد في حين دودة واحدة تجول على لوحة أجار= "كريف"> 3 ، 14 ، 16 . وسجلت تغييرات فورية على الاستجابات الحركية. على سبيل المثال، يمكن تطبيق الأوكتانول الرائحة متقلبة إلى الشعر وفاحت أمام أنف الخيطية لتحفيز بدء الحركة إلى الوراء في نوع الديدان البرية 17. كما تم تطوير مقايسات أكثر تعقيدا لدمج متغيرات متعددة كوسيلة لتقييم الخيار السلوكي 18 . الاختلاف من هذا الفحص ينطوي على استخدام حل النحاس لخلق حاجز خط الوسط نافيريزيف 4 . وقد وضعت جاذبة، وهي الدياستيل، على جانب واحد من الحاجز الكيميائي مع نقل الديدان بعيدا عن مصدر الدياستيل. وعبرت الديدان المعيبة لاستجابات النحاسية النحاسية على الفور الحاجز للوصول إلى الدياستيل، في حين أن الديدان ذات النوع البري قد صدت في البداية بواسطة الحاجز. وسجلت الردود عندما اقتربت الديدان أولا حاجز النحاسدون ملاحظات طويلة الأجل.

عندما يتم تقييم الديدان بعد خضوعها لظروف المجاعة، تنخفض حساسيتها للمؤثرات البيئية 19 . عندما يطفو الأوكتانول الكيميائي الأستراني أمام الأنف الديدان الخيطية، الكائنات الحية البرية تحفز الحركة إلى الوراء في غضون 3-5 سنوات عندما على الغذاء. بعد إزالة هذه الكائنات من الطعام لمدة 10 دقيقة، فإنها تظهر استجابة متأخرة من 8-10 ثانية 20 . وهكذا، مع زيادة المجاعة، تظهر الديدان الخيطية استجابة ناقصة منخفضة للإشارات البيئية الضارة حيث أن البحث عن الغذاء يصبح أكثر أهمية للبقاء على قيد الحياة. على العكس من ذلك، الديدان الخيطية التي تزيد من التعبير عن مستقبلات نيوروببتيد 9 ( نبر-9) ، لا تستجيب للأوكتانول على أو خارج الطعام وتعرض عدم القدرة على الاستجابة لعدد من المحفزات تافهة 21 . هذه الكائنات نبر-9 (غف) أيضا لا تعدل تردد عكسها في وجود الطعام، ولكن يمكنعكس ردا على التحفيز لمسة قاسية تشير إلى أنها قادرة على التحرك إلى الوراء 21 . كما قمنا بتقييم نبر-9 (لف) المسوخ نظرا لأنها تظهر بشكل غير طبيعي انخفاض تردد عكس من الطعام بعد يمكن تعديل سلوكهم في وجود الغذاء 21 . وقد ساعدت اقتران الحالة الغذائية للدودة مع إدخال المحفزات الخارجية الحادة في توضيح الآليات التي من خلالها مسار ذات الصلة الغذائية يمكن أن تعدل على نطاق واسع مسارات الإشارات الحسية 22 ، 23 . كما تم استخدام الغذاء في بيئة الديدان الخيطية لتقييم ردود الانسحاب من الإيثانول 24 . في هذه التجربة، تم تحضين الديدان في تركيزات مختلفة من الإيثانول ثم وضعت على لوحة أجار مع رقعة من المواد الغذائية المعروفة باسم "مقايسة سباق الغذاء". تم وضع التصحيح الغذائي على حافة واحدة من لوحة بينما الديدان الخيطية ثتوضع بعيدا عن مصدر الغذاء. تم تقييم الانسحاب الإيثانول عن طريق قياس مدة الوقت اللازم للديدان للوصول إلى التصحيح من المواد الغذائية.

هذا الاختبار القائم على التغذية النفور النحاس يبني على مقايسة سباق الغذاء لدمج المتغيرات البيئية إضافية، وهي الغذاء والنحاس، في حين أن تقييم التغيرات السلوكية مع مرور الوقت. هذا هو التكيف من استخدام بروتوكول شائع في جميع أنحاء C. ايليجانس المجتمع 4 . وقد استخدم هذا البروتوكول لتقييم ردود نافيريزيف والكشف عن الطعام على مدى فترة أربع ساعات 21 . وبما أن سلوك دودة معرض الجوع بعد 30 دقيقة من الحرمان الغذائي 25 ، ونحن أيضا قادرون على تقييم كيف يمكن للتغيرات في الوضع التغذوي أن تؤثر على الاستجابات البيئية. شروط هذا المقياس قياس كيف الكائنات التجريبية تغيير الاستجابة للمؤثرات تافهة مع مرور الوقت، وبالتالي هذا يقيم التغيرات السلوكية كماتقدم الكائنات الحية نحو حالة جائعة (والقياسات المستمرة للمجاعة لفترات طويلة). منذ الحيوانات NPR-9 (GF) لا تغير سلوكهم في الاستجابة للطعام أو العديد من الإشارات مكره، سعينا إلى تحديد ما إذا كانت هذه العجز السلوكية سيستمر في سياق الموت جوعا. في نهاية المطاف، وقد وضعت هذا التصميم مقايسة على وجه التحديد لتقييم المسوخ نبر-9 (غف) ولكن يمكن أن تتكيف كذلك لتوصيف أيضا سلالات الرواية.

Protocol

1. إعداد الكائنات التجريبية اختيار 10 L4 نظمت الديدان الخيطية لكل سلالة 24 ساعة قبل بدء الفحص للتأكد من أن الكائنات الحية هي الشباب عند اختبارها. لكل اختبار متحولة أو نيماتودا اختبار، واختيار 10 L4s (10 للسيطرة و 10 للمقاي…

Representative Results

استخدمنا النوع البري (N2)، نبر-9 (tm1652)، وسلالة نفر-9 أوفيركسريسيون، أي نير-9 (غف) (IC836 – نير-9 :: نبر -9؛ سور-5 :: غفب؛ أودر -1 :: رفب)، لتقييم الردود على المجاعة والنفور النحاس. الكائنات الحية البرية قادرة على الكشف والاستجابة للحاجز …

Discussion

هذا التصميم مقايسة تعديل سباق سباق الغذاء 24 لتشمل حل النحاس لخلق حاجز خط الوسط نافيريزيف وحول حافة لوحة لمنع فقدان الديدان الخيطية. يتم اختبار الكائنات الحية لقدرتها على عبور حاجز منعش والوصول إلى التصحيح الغذاء على مدى فترة 4 ساعات. في سياق نبر-9 (غف)</em…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

وأيد هذا العمل من قبل العلوم الطبيعية والهندسة مجلس البحوث من كندا ديسكفري منحة RGPIN36481-08 لويليام G. بندينا.

Materials

M9 Solution [3 g KH2PO4, 6 g Na2HPO4, 5 g NaCl, 1 ml 1 M MgSO4, H2O to 1 litre. Autoclave to sterilize before use.] Produced in lab
Cupric Sulfate Sigma C-1297 Use water to appropriately suspend to a concentration of 0.5M

References

  1. White, J. G., Southgate, E., Thomson, J. N., Brenner, S. The structure of the nervous system of the nematode Caenorhabditis elegans. Philos. Trans. R. Soc. Lond. B. Biol. Sci. 314 (1165), 1-340 (1986).
  2. Bargmann, C. I. Chemosensation in C. elegans (October 25, 2006). The C. elegans Research Community, WormBook. , (2006).
  3. Bargmann, C. I., Hartwieg, E., Horvitz, H. R. Odorant-selective genes and neurons mediate olfaction in C. elegans. Cell. 74 (3), 515-527 (1993).
  4. Ward, S. Chemotaxis by the nematode Caenorhabditis elegans: identification of attractants and analysis of the response by use of mutants. Proc. Natl. Acad. Sci. U S A. 70 (3), 817-821 (1973).
  5. Ramot, D., MacInnis, B. L., Goodman, M. B. Bidirectional temperature-sensing by a single thermosensory neuron in C. elegans. Nat. Neurosci. 11 (8), 908-915 (2008).
  6. Russell, J., Vidal-Gadea, A. G., Makay, A., Lanam, C., Pierce-Shimomura, J. T. Humidity sensation requires both mechanosensory and thermosensory pathways in Caenorhabditis elegans. Proc. Natl. Acad. Sci. 111 (22), 8269-8274 (2014).
  7. van Campen, J. S., et al. Sensory modulation disorders in childhood epilepsy. J. Neurodev. Disord. 7 (34), (2015).
  8. Festa, E. K., et al. Neocortical disconnectivity disrupts sensory integration in Alzheimer’s disease. Neuropsych. 19 (6), 728-738 (2005).
  9. Boecker, H., et al. Sensory processing in Parkinson’s and Huntington’s disease: investigations with 3D H(2)(15)O-PET. Brain. 122 (9), 1651-1665 (1999).
  10. Markaki, M., Tavernarakis, N. Modeling human disease in Caenorhabditis elegans. Biotechnol. J. 5 (12), 1261-1276 (2010).
  11. O’Reilly, L. P., Luke, C. J., Perlmutter, D. H., Silverman, G. A., Pak, S. C. C. elegans in high-throughput drug discovery. Adv. Drug Deliv. Rev. , 247-253 (2014).
  12. Thompson, O. The million mutation project: a new approach to genetics in Caenorhabditis elegans. Genome Res. 23 (10), 1749-1762 (2013).
  13. Chao, M. Y., Komatsu, H., Fukuto, H. S., Dionne, H. M., Hart, A. C. Feeding status and serotonin rapidly and reversibly modulate a Caenorhabditis elegans chemosensory circuit. Proc. Natl. Acad. Sci. U S A. 101 (43), 15512-15517 (2004).
  14. Maricq, A. V., Peckol, E., Driscoll, M., Bargmann, C. I. Mechanosensory signaling in C. elegans mediated by the GLR-1 glutamate receptor. Nat. 378 (6552), 78-81 (1995).
  15. Chalasani, S. H., et al. Dissecting a circuit for olfactory behaviour in Caenorhabditis elegans. Nat. 450 (7166), 63-70 (2007).
  16. Hilliard, M. A., Bargmann, C. I., Bazzicalupo, P. C. elegans responds to chemical repellents by integrating sensory inputs from the head and the tail. Curr. Biol. 12 (9), 730-734 (2002).
  17. Hart, A. C., Kass, J., Shapiro, J. E., Kaplan, J. M. Distinct signaling pathways mediate touch and osmosensory responses in a polymodal sensory neuron. J. Neurosci. 19 (6), 1952-1958 (1999).
  18. Ishihara, T., et al. HEN-1, a secretory protein with an LDL receptor motif, regulates sensory integration and learning in Caenorhabditis elegans. Cell. 109 (5), 639-649 (2002).
  19. Saeki, S., Yamamoto, M., Iino, Y. Plasticity of chemotaxis revealed by paired presentation of a chemoattractant and starvation in the nematode Caenorhabditis elegans. J. Exp. Biol. 204 (10), 1757-1764 (2001).
  20. Chao, M. Y., Komatsu, H., Fukuto, H. S., Dionne, H. M., Hart, A. C. Feeding status and serotonin rapidly and reversibly modulate a Caenorhabditis elegans chemosensory circuit. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 101 (43), 15512-15517 (2004).
  21. Campbell, J. C., Polan-Couillard, L. F., Chin-Sang, I. D., Bendena, W. G. NPR-9, a Galanin-Like G-Protein Coupled Receptor, and GLR-1 Regulate Interneuronal Circuitry Underlying Multisensory Integration of Environmental Cues in Caenorhabdities elegans. PLoS Genet. 12 (5), (2016).
  22. Harris, G. P., et al. Three distinct amine receptors operating at different levels within the locomotory circuit are each essential for the serotonergic modulation of chemosensation in Caenorhabditis elegans. J. Neurosci. 29 (5), 1446-1456 (2009).
  23. Harris, G., et al. Dissecting the serotonergic food signal stimulating sensory-mediated aversive behavior in C. elegans. PLoS One. 6 (7), (2011).
  24. Mitchell, P., et al. A differential role for neuropeptides in acute and chronic adaptive responses to alcohol: behavioural and genetic analysis in Caenorhabditis elegans. PLoS One. 5 (5), (2010).
  25. Colbert, H. A., Bargmann, C. I. Environmental signals modulate olfactory acuity, discrimination, and memory in Caenorhabditis elegans. Learn Mem. 4 (2), 179-191 (1997).
  26. Brenner, S. The genetics of Caenorhabditis elegans. Genet. 77 (1), 71-71 (1974).
  27. Hart, A. C. Behavior (July 3, 2006). The C. elegans Research Community, WormBook. , (2006).
  28. Sambongi, Y., et al. Sensing of cadmium and copper ions by externally exposed ADL, ASE, ASH neurons elicits avoidance response in Caenorhabditis elegans. NeuroReport. 10 (4), 753-757 (1999).
  29. Gray, J. M., Hill, J. J., Bargmann, C. I. A circuit for navigation in Caenorhabditis elegans. Proc. Natl. Acad. Sci. U S A. 102 (9), 3184-3191 (2004).
  30. Rechavi, O., et al. Starvation-Induced Transgenerational Inheritance of Small RNAs in C. elegans. Cell. 158 (2), 277-287 (2014).
  31. Gloria-Soria, A., Azevedo, R. B. R. npr-1 Regulates Foraging and Dispersal Strategies in Caenorhabditis elegans. Cell. 18 (21), 1694-1699 (2008).
  32. Beron, C., et al. The burrowing behavior of the nematode Caenorhabditis elegans: A new assay for the study of neuromuscular disorders. Genes Brain Behav. 14 (4), 357-368 (2015).
  33. Wang, S. J., Wang, Z. W. Track-A-Worm, An Open-Source System for Quantitative Assessment of C. elegans Locomotory and Bending Behavior. PLoS One. 8 (7), (2013).

Play Video

Citer Cet Article
Campbell, J. C., Chin-Sang, I. D., Bendena, W. G. A Caenorhabditis elegans Nutritional-status Based Copper Aversion Assay. J. Vis. Exp. (125), e55939, doi:10.3791/55939 (2017).

View Video