Summary

Isolamento dei mioblasti umani, valutazione della differenziazione myogenica e misurazione dell'entrata del calcio a livello di deposito

Published: July 26, 2017
doi:

Summary

Qui descriviamo una metodologia per ottenere una popolazione pura di mioblasti umani dal tessuto muscolare adulto. Queste cellule sono utilizzate per studiare la differenziazione muscolare scheletrica in vitro e, in particolare, per studiare le proteine ​​coinvolte nella segnalazione Ca 2+ .

Abstract

Le cellule satellitari (SC) sono cellule staminali muscolari situate tra la membrana plasmatica delle fibre muscolari e la lamina basale circostante. Sono essenziali per la rigenerazione muscolare. A seguito di lesioni, che si verificano spesso nei muscoli scheletrici, vengono attivati ​​SC. Si proliferano come mioblasti e si differenziano per riparare le lesioni muscolari. Tra molti eventi che si verificano durante la differenziazione muscolare, i segnali citocholic Ca 2+ sono di grande importanza. Questi segnali Ca 2+ derivano da Ca 2+ rilascio dalla interne Ca 2 + negozi, nonché da Ca 2+ voce dallo spazio extracellulare, in particolare il negozio azionato Ca 2+ entrata (Soče). Questo documento descrive una metodologia utilizzata per ottenere una pura popolazione di mioblasti umani provenienti da campioni muscolari raccolti dopo la chirurgia ortopedica. Il tessuto viene digerito meccanicamente ed enzimatico e le cellule vengono amplificate e poi ordinate mediante citometria a flusso in funzione della presenza di speciMarcatori a membrana fic. Una volta ottenuto, i mioblasti umani si espandono e si impegnano a differenziarsi rimuovendo i fattori di crescita dal mezzo di coltura. I livelli di espressione di fattori specifici di trascrizione e di immunofluorescenza in vitro vengono utilizzati per valutare il processo di differenziazione miogenica nelle condizioni di controllo e dopo la silenziazione delle proteine ​​coinvolte nella segnalazione Ca 2+ . Infine, abbiamo dettagliato l'uso di Fura-2 come una sonda ratiometrica Ca 2+ che fornisce misure affidabili e riproducibili di SOCE.

Introduction

I muscoli scheletrici umani sono composti da gruppi di fibre muscolari contrattili e multinucleate derivanti dalla fusione di cellule precursori miogeniche. I muscoli scheletrici hanno la capacità di rigenerarsi dopo lesioni grazie alla presenza di SC, le cellule staminali del muscolo scheletrico situate tra la membrana plasmatica delle miofibere (sarcolemma) e la lamina basale. Nel muscolo non sinistro, gli SC sono prevalentemente presenti in uno stato quiescente. In risposta a stress meccanici o lesioni, le SC si attivano (myoblasti), si proliferano e subiscono differenze per formare nuove miofibere o auto-rinnovamento per ricostituire il pool SC 1 , 2 . Nel corso degli anni sono state sviluppate diverse tecniche per isolare SC e la loro progenie, i mioblasti, dalle biopsie muscolari dello scheletro. Con la maggiore comprensione dei marker di superficie delle cellule espressi su queste cellule e la metodologia della classificazione delle cellule attivata con fluorescenza (FACS) 3, 4 , 5 , è ora possibile isolare popolazioni puro di mioblasti umane dai campioni muscolari.

La segnalazione del calcio regola lo sviluppo muscolare scheletrico, l'omeostasi e la rigenerazione. In particolare, la voce Ca 2+ attivata dopo l'esaurimento intracellulare del negozio, chiamata SOCE, è di grande importanza 6 per questi processi. Con la stimolazione cellulare, il livello Ca 2+ nel reticolo endo / sarcoplasmatico (ER / SR) diminuisce, che a sua volta attiva il canale Ca 2+ delle membrane plasmatiche che consentono l'ingresso di Ca 2+ per riempire l'ER / SR 7 . Le due principali proteine ​​coinvolte nella SOCE sono la proteina di interazione stromale 1 (STIM1) ER / SR Ca 2+ e la membrana plasmatica Ca 2+ canale Orai1. Il muscolo scheletrico esprime abbondantemente queste due proteine, così come altre proteine ​​delle stesse famiglie (STIM2 aNd Orai2-Orai3) 8 , 9 e diversi canali permeabili Ca 2+ della famiglia canonica potenziale recettoriale transiente (TRPC) 10 , 11 , 12 , 13 . La penetrazione Ca 2+ attraverso il percorso SOCE è di grande importanza per la formazione / rigenerazione muscolare 14 . Le mutazioni delle proteine ​​STIM1 o Orai1 hanno effetti deleteri sulla funzione muscolare, determinando principalmente l'ipotonia muscolare 15 . Modelli animali con insufficienza SOCE mostrano anche ridotta massa muscolare e della forza, insieme con una maggiore affaticabilità 6, 16, 17. Come già accennato, altre proteine ​​di STIM e Orai, così come molti canali TRPC, sono espresse in muscoli scheletrici, ei loro rispettivi ruoli non sono stati ancora determinati. Colpendo dPossiede il loro livello di espressione, è quindi possibile esaminare le loro implicazioni nella SOCE e nei loro ruoli durante la differenziazione muscolare scheletrica umana.

La misurazione SOCE può essere effettuata utilizzando due approcci diversi: registrazioni elettrofisiologiche di corrente e misurazioni Ca 2+ . L'elettrofisiologia è sicuramente un metodo più diretto, in quanto misura la corrente dell'interesse e la relativa firma elettrofisiologica. Tuttavia, questa tecnica è molto difficile applicarsi alle cellule muscolari, soprattutto a causa della grande dimensione delle cellule muscolari e della piccola dimensione della corrente SOCE endogena. L'imaging Cytosolic Ca 2+ è tecnicamente molto accessibile, ma la misura è più indiretta, poiché il livello Ca 2+ misurato nel citosol riflette sia l'ingresso di Ca 2+ che il riapprocco della cellula o nei negozi interni.

Una metodologia che prevede l'isolamento di mioblasti da piccoli pezzi di scafo umanoIl muscolo etale dopo la digestione enzimatica, l'amplificazione e la FACS è spiegato in questo articolo. Il processo di differenziamento muscolare e il protocollo immunofluorescenza per seguire l'espressione dei marcatori di differenziazione nel tempo sono descritti 18. Infine, si spiega la misurazione del SOCE e il ruolo dei differenti canali ionici nella distinzione del segnale di Ca 2+ e della differenziazione muscolare scheletrica.

Protocol

I campioni muscolari umani (tessuti ottenuti da muscoli semitendinosi) sono stati raccolti durante la chirurgia ortopedica su pazienti sani come rifiuti chirurgici. Tutti i metodi relativi allo studio umano sono stati eseguiti secondo le linee guida e le regolamentazioni delle autorità svizzere di regolamentazione sanitarie e approvate dalla Commissione Cantonale d'Etichetta de la Recherche delle autorità cantonali di Ginevra (protocollo CER n. 12-259) . Consensi informati e scritti sono stati ottenuti da tutti i …

Representative Results

Dopo la dissociazione enzimatica di un campione muscolare umano, le cellule sono state amplificate in GM. I mioblasti umani, definiti come cellule CD56 + / CD146 + / CD45- / CD34- / CD144-, sono stati ottenuti dopo FACS. Myoblasti rappresentavano più del 60% della popolazione analizzata ( Figura 1 ). I mioblasti umani primari sono stati riversati, coltivati ​​alla confluenza e coltivati ​​in DM per 48 h. Dopo l'immunostaining per l'espressione del fattore di trascrizione ME…

Discussion

L'isolamento e la cultura dei mioblasti umani dal muscolo scheletrico adulto offre un modello in vitro per studiare la differenziazione muscolare e la rigenerazione muscolare. In questo documento, forniamo un protocollo che consente la purificazione di elevate rese di mioblasti umane in modo semplice e costoso. Inoltre, questa tecnica fornisce risultati affidabili e riproducibili in termini di percentuale di mioblasti isolati e della loro efficacia di differenziazione myogen…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Questo lavoro è stato sostenuto dalla Fondazione nazionale svizzera della scienza (numero di sovvenzione 310030-166313), dalla "Fondazione Suisse pour la recherche sur les maladies musculaires", dalla "Fondazione Marcel Levaillant" e dalla Fondazione per la recherche ostéo-articulaire.

Materials

Ham’s F10 ThermoFisher Scientific 31550-023
FCS ThermoFisher Scientific 10270-106 Lot 41G5532K
BSA Sigma O5482
fetuin Sigma F3385
EGF Corning 354001
Dexamethansone Sigma D1756
Insulin Sigma I9278
Creatine Sigma 27900
Pyruvate Sigma P4562
Uridine Sigma U3003
Gentamycin ThermoFisher Scientific 15710-049
Trypsin-EDTA 0.05% ThermoFisher Scientific 25300-062
70 μm cell strainer Falcon 352350
40 μm cell strainer Falcon 352340
Falcon 50 ml tube Falcon 352070
Falcon 15 ml tube Falcon 352096
Falcon 5 ml tube (FACS) Falcon 352058
Culture medium: OPTI-MEM ThermoFisher Scientific 31985-047
Transfectant reagnt: RNAiMax ThermoFisher Scientific 1756064
PBS ThermoFisher Scientific 14190-094
Mounting medium Fluka 10981
Mouse anti-MyHC * DSHB MF20  concentrate
Mouse anti-myogenin BD Pharmigen 556358
Rabbit anti-MEF2 Santa Cruz Biotech C-21
Goat anti-mouse Alexa488 ThermoFisher Scientific A11029
Goat anti-rabbit Alexa 546 ThermoFisher Scientific A11035
Mouse anti human CD56-Alexa488 BD Pharmingen 557699
Mouse anti human CD146-PECy7 BD Pharmingen 562135
Mouse anti human CD45-PE-CF594 BD Pharmingen 562279
Mouse anti human CD34-APC BD Pharmingen 345804
Mouse anti human CD144-PE BD Pharmingen 560410
Alexa Fluor 488 mouse IgG1k BD Pharmingen 557702
PECy7 mouse IgG1k BD Pharmingen 557872
PE-CF594 mouse IgG1k BD Pharmingen 562292
APC mouse IgG1k BD Pharmingen 550854
PE mouse IgG1k BD Pharmingen 556650
DAPI Sigma D9542 CAUTION:  toxic compound
Paraformaldehyde Fluka 762400
Fura-2 AM ThermoFisher Scientific F1201
Pluronic F-127 ThermoFisher Scientific P3000MP
Thapsigargin Sigma T9033 CAUTION : toxic compound 
Ratio imaging acquisition software: Metafluor 6.3 Molecular Device
* : MF 20 was deposited to the DSHB by Fischman, D.A. 

References

  1. Dumont, N. A., Bentzinger, C. F., Sincennes, M. C., Rudnicki, M. A. Satellite Cells and Skeletal Muscle Regeneration. Compr Physiol. 5 (3), 1027-1059 (2015).
  2. Sambasivan, R., Tajbakhsh, S. Adult skeletal muscle stem cells. Results Probl Cell Differ. 56, 191-213 (2015).
  3. Chen, W. C., et al. Isolation of blood-vessel-derived multipotent precursors from human skeletal muscle. J Vis Exp. (90), e51195 (2014).
  4. Zheng, B., et al. Isolation of myogenic stem cells from cultures of cryopreserved human skeletal muscle. Cell Transplant. 21 (6), 1087-1093 (2012).
  5. Charville, G. W., et al. Ex Vivo Expansion and In Vivo Self-Renewal of Human Muscle Stem Cells. Stem Cell Reports. 5 (4), 621-632 (2015).
  6. Stiber, J., et al. STIM1 signalling controls store-operated calcium entry required for development and contractile function in skeletal muscle. Nat Cell Biol. 10 (6), 688-697 (2008).
  7. Prakriya, M., Lewis, R. S. Store-Operated Calcium Channels. Physiol Rev. 95 (4), 1383-1436 (2015).
  8. Darbellay, B., et al. STIM1- and Orai1-dependent store-operated calcium entry regulates human myoblast differentiation. J Biol Chem. 284 (8), 5370-5380 (2009).
  9. Darbellay, B., et al. Human muscle economy myoblast differentiation and excitation-contraction coupling use the same molecular partners, STIM1 and STIM2. J Biol Chem. 285 (29), 22437-22447 (2010).
  10. Nilius, B., Owsianik, G., Voets, T., Peters, J. A. Transient receptor potential cation channels in disease. Physiol Rev. 87 (1), 165-217 (2007).
  11. Vandebrouck, C., Martin, D., Colson-Van Schoor, M., Debaix, H., Gailly, P. Involvement of TRPC in the abnormal calcium influx observed in dystrophic (mdx) mouse skeletal muscle fibers. J Cell Bio. 158 (6), 1089-1096 (2002).
  12. Antigny, F., Koenig, S., Bernheim, L., Frieden, M. During post-natal human myogenesis, normal myotube size requires TRPC1- and TRPC4-mediated Ca(2)(+) entry. J Cell Sci. 126 (11), 2525-2533 (2013).
  13. Brinkmeier, H. TRP channels in skeletal muscle: gene expression, function and implications for disease. Adv Exp Med Biol. 704, 749-758 (2011).
  14. Pan, Z., Brotto, M., Ma, J. Store-operated Ca2+ entry in muscle physiology and diseases. BMB Rep. 47 (2), 69-79 (2014).
  15. Lacruz, R. S., Feske, S. Diseases caused by mutations in ORAI1 and STIM1. Ann N Y Acad Sci. 1356, 45-79 (2015).
  16. Li, T., et al. STIM1-Ca(2+) signaling is required for the hypertrophic growth of skeletal muscle in mice. Mol Cell Biol. 32 (15), 3009-3017 (2012).
  17. Wei-Lapierre, L., Carrell, E. M., Boncompagni, S., Protasi, F., Dirksen, R. T. Orai1-dependent calcium entry promotes skeletal muscle growth and limits fatigue. Nat Commun. 4, 2805 (2013).
  18. Konig, S., et al. Membrane hyperpolarization triggers myogenin and myocyte enhancer factor-2 expression during human myoblast differentiation. J Biol Chem. 279 (27), 28187-28196 (2004).
  19. Crisan, M., et al. A perivascular origin for mesenchymal stem cells in multiple human organs. Cell Stem Cell. 3 (3), 301-313 (2008).
  20. Bigot, A., et al. Age-Associated Methylation Suppresses SPRY1, Leading to a Failure of Re-quiescence and Loss of the Reserve Stem Cell Pool in Elderly Muscle. Cell Rep. 13 (6), 1172-1182 (2015).
  21. Bettadapur, A., et al. Prolonged Culture of Aligned Skeletal Myotubes on Micromolded Gelatin Hydrogels. Sci Rep. 6, 28855 (2016).
  22. Darbellay, B., Arnaudeau, S., Bader, C. R., Konig, S., Bernheim, L. STIM1L is a new actin-binding splice variant involved in fast repetitive Ca2+ release. J Cell Biol. 194 (2), 335-346 (2011).
  23. Sauc, S., et al. STIM1L traps and gates Orai1 channels without remodeling the cortical ER. J Cell Sci. 128 (8), 1568-1579 (2015).
  24. Demaurex, N. Calcium measurements in organelles with Ca2+-sensitive fluorescent proteins. Cell Calcium. 38 (3-4), 213-222 (2005).

Play Video

Citer Cet Article
Laumonier, T., Koenig, S., Saüc, S., Frieden, M. Isolation of Human Myoblasts, Assessment of Myogenic Differentiation, and Store-operated Calcium Entry Measurement. J. Vis. Exp. (125), e55918, doi:10.3791/55918 (2017).

View Video