Summary

Точный подход к клеточной абляции для моделирования острой почечной недостаточности при развитии рыбок данио

Published: June 03, 2017
doi:

Summary

В этой работе представлена ​​новая модель сегментарного повреждения почек in vivo с использованием трансгенного даниофата почки GFP. Модель позволяет индуцировать целенаправленную абляцию эпителиальных клеток почек, чтобы показать клеточные механизмы повреждения и восстановления нефронов.

Abstract

Острая почечная травма (AKI) является распространенным заболеванием с высокой смертностью. С восстановительными способностями почки можно восстановить адекватную функцию почек после поддерживающего лечения. Тем не менее, лучшее понимание того, как происходит смерть и восстановление клеток нефронов на клеточном уровне, необходимо для минимизации гибели клеток и для улучшения процесса регенерации. Пронефрос рыбок данио является хорошей модельной системой для достижения этой цели, поскольку содержит анатомические сегменты, сходные с нефроном млекопитающих. Раньше наиболее распространенной моделью, используемой для исследования повреждения почек у рыб, была фармакологическая модель гентамицина. Однако эта модель не позволяет обеспечить точное пространственно-временное управление травмой, и, следовательно, трудно исследовать клеточные и молекулярные процессы, связанные с восстановлением почек. Чтобы преодолеть это ограничение, эта работа представляет собой метод, с помощью которого, в отличие от подхода гентамицина, специфический зеленый люминесцентный белок (GFP) -exПрессовый нефронный сегмент может быть фотоизолирован с использованием фиолетового лазерного излучения (405 нм). Эта новая модель AKI дает много преимуществ, которых не хватает другим методам эпителиального повреждения. Его главными преимуществами являются способность «набирать» уровень травмы и точный пространственно-временный контроль в устойчивой модели животного животного in vivo . Этот новый метод может значительно повысить уровень понимания механизмов повреждения почек и восстановления.

Introduction

Острая почечная травма (AKI) 1 , 2 , которая также может упоминаться как острая почечная недостаточность, широко определяется как внезапное нарушение функции почек 3 . Хотя уровень понимания этого состояния значительно улучшился за последние годы, показатели заболеваемости и смертности остались высокими 1 , 2 . Текущая обработка этого состояния в основном благоприятна, поскольку результаты нескольких клинических испытаний лекарственной терапии были отрицательными 4 , 5 . Почка уникальна тем, что обладает способностью восстанавливать себя. Поэтому поддерживающая терапия после ранней диагностики АКИ является наилучшим способом ограничения заболеваемости 6 . Тем не менее, трудно обнаружить АКИ раньше, а смертность – ошеломляющая 50-80% для тех, кто нуждается в диализе 5, С возможностью восстановления почек и отсутствия вариантов лечения для этого состояния важно разработать методы для усиления этого процесса регенерации нефронов.

Было много различных моделей, используемых для исследования AKI, которое включает в себя различные средства травм и модели животных. В терминах агентов повреждения почек аминогликозидный антибиотик гентамицин использовался в качестве нефротоксического агента, который приводит к АКИ 7 , 8 . Однако несколько групп обнаружили, что лечение гентамицином является смертельным для эмбриона 9 рыбок данио. Это приводит к повреждению трубчатой ​​оболочки, что является слишком серьезным для восстановления эмбриона, что затрудняет исследование регенерации без какого-либо вмешательства. Модели млекопитающих, такие как мышь и крыса, также считаются ценными, но при изучении АКИ они сталкиваются со многими ограничениями. Возможно, главным недостатком моделей грызунов является трудностьЛизирования почки грызунов и, таким образом, определения точных пространственно-временных процессов, ведущих к эпителиальной смерти и восстановлению.

Johnson et al. Сообщили о методе лазерной абляции для индуцирования острой почечной недостаточности у эмбриональных и личиночных рыбок данио 9 . Они использовали импульсную лазерную абляцию для повреждения почек после внутримышечной инъекции декстрановыми конъюгатами. Флуоресценция из декстрановых конъюгатов позволяет визуализировать повреждение и регенерацию в эпителии трубочки 9 . Эта модель преодолевает два ограничения, упомянутые выше, но не позволяет оценивать уровни травм и их трудно выполнять на больших, произвольных группах клеток.

Новая описанная здесь новая модель лазерного моделирования данио-волны, основанная на абляции, описывает все перечисленные выше ограничения. Пронефрическая почка у личиночных рыбок данио представляет собой зрелый, функционирующий орган, который содержит сегменты, сходные с млекопитающим nePhron, включая клубочковый, проксимальный и дистальный канальцы, и сборный канал 10 . Личинки данио также являются оптически прозрачными, что делает возможным наблюдение за почками через флуоресцентные методы. Таким образом, рыбка данио представляет собой ценную in vivo модель AKI, а личиночная прооннефтная почка (5-12 дней после оплодотворения (dpf)) может быть использована для изучения клеточных и молекулярных процессов, связанных с повреждением и восстановлением почек.

В этой статье представлен метод, посредством которого конкретные зеленые флуоресцентные белки (GFP) -экспрессирующие нефронные сегменты могут быть фотоизолированы с использованием низкоэнергетического (по сравнению с импульсно-лазерным) фиолетового лазерного излучения (405 нм). Флуоресценция GFP позволяет нацеливать группу клеток, делая изменения, которые происходят видимыми благодаря наблюдению за фотообесцвечиванием GFP. Кроме того, GFP (поглощая фиолетовый свет) служит в качестве поглотителя энергии, чтобы потенцировать повреждение в GFP-экспрессирующих почках. Микроскопы с временным разрешениемКопия затем может быть использована для изучения процесса ремонта. Исследования показали, что клеточная пролиферация, миграция клеток и метаплазия клеток 11 , 12 , 13 – все это потенциальные процессы, которые могут играть важную роль в восстановлении почек. Однако относительную важность этих процессов и детали их взаимодействия трудно выявить из-за ограничений существующих моделей AKI. Используя этот новый подход, можно было показать, что миграция клеток играет центральную роль в восстановлении почек после острой травмы 14 .

Protocol

Это исследование проводилось в соответствии с рекомендациями Руководства по уходу и использованию лабораторных животных национальных институтов здоровья. Протокол был одобрен Комитетом по уходу и использованию животных для остеопатической медицины NYITCOM (NYICCOM IACUC). Все операции и экс?…

Representative Results

Обратите внимание, что этот протокол успешно использовался с несколькими трансгенными линиями почки GFP, включая ET (krt8: EGFP) sq1111, ET (krt8: EGFP) sqet33-d10 и Tg (atp1a1a.4: GFP). Примеры, показанные здесь, были получены с использованием линии ET (krt8: EGFP) sq1111. <stron…

Discussion

Следует отметить, что общая мощность лазера изменяется между системами. Тем не менее, использование процента фотообесцвечивания GFP позволяет считывать полную энергию, подаваемую на флуоресцентную почку, независимо от изменения мощности лазера и компенсируется длительностью воздейс?…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Мы хотели бы поблагодарить д-ра Иэна Драммонда и доктора Владимира Коржа за распространение трансгенных линий почки GFP. Мы также хотели бы поблагодарить NYITCOM за предоставление необходимых ресурсов для проведения этой работы. Это исследование частично поддерживалось грантами: K08DK082782, R03DK097443 (NIH) и пилотным грантом HSCI (AV).

Materials

Petri Dishes, 35 x 10mm Genesee Scientific 32-103 Procedural Usage: Step 2.4,2.7
Petri Dishes, 100 x 15mm Midwest Scientific 910 Procedural Usage: Step 1
De-chorination forceps- Electron Microscopy Sciences Dumont Tweezers 5 Dumostar Fischer Scientific 50-241-57 Procedural Usage: Step 2.1.1
Plastic Transfer Pipet Globe Scientific 135030 Procedural Usage: Step 2.5, 3.6
Tricaine Sigma Aldrich A5040-25G Procedural Usage: Step 2.3, 3.4
Agarose Fischer Scientific BP165-25 Procedural Usage: Step 2.3
Pulled glass probe (manufactured manually from glass capillary tubes) Fischer Scientific 21-1640-2C Procedural Usage: Step 2.4
Stereomicroscope Nikon SMZ1270 Procedural Usage: Step 1.5
SOLA Light Engine Lumencor SOLA SM-5-LCR-SB Procedural Usage: Step 1.5
Eclipse C2 Plus Confocal Microscope System Nikon Procedural Usage: Step 3
1x E3 Solution Recipe used to generate: 5 mM NaCl, 0.17 mM KCl, 0.33 mM CaCl 2 , 0.33 mM MgSO 4 Procedural Step Usage: 1.2, 1.3, 2.2, 2.3
PTU Sigma P7629-10G Procedural Step Usage: 1.3, 2.2, 3.4, and 4.2
NIS Elements Software Nikon C2+ Procedural Usage: Step 3
Laser Unit Agilent MLC 400 Procedural Step 3.11
Propidium Iodide Sigma Aldrich P4170-100MG Procedural Step Usage: 4.2

References

  1. Chertow, G. M. Acute Kidney Injury, Mortality, Length of Stay, And Costs In Hospitalized Patients. J Am Soc Nephrol. 16 (11), 3365-3370 (2005).
  2. Yasuda, H., et al. Incidence And Clinical Outcomes of Acute Kidney Injury Requiring Renal Replacement Therapy In Japan. Ther Apher Dial. 14 (6), 541-546 (2010).
  3. Waikar, S. S., Liu, K. D., Chertow, G. M. Diagnosis, Epidemiology And Outcomes of Acute Kidney Injury. Clin J Am Soc Nephrol. 3 (3), 844-861 (2008).
  4. Lameire, N., Van Biesen, W., Vanholder, R. Acute Kidney Injury. The Lancet. 372 (9653), 1863-1865 (2008).
  5. Esson, M. L. Diagnosis And Treatment of Acute Tubular Necrosis. Ann Intern Med. 137 (9), 744 (2002).
  6. Vaidya, V. S., Ferguson, M. A., Bonventre, J. V. Biomarkers of Acute Kidney Injury. Annu. Rev. Pharmacol. Toxicol. 48 (1), 463-493 (2008).
  7. Hentschel, D. M. Acute Renal Failure In Zebrafish: A Novel System To Study A Complex Disease. Am J Physiol Renal Physiol. 288 (5), F923-F929 (2005).
  8. Cianciolo Cosentino, C., et al. Intravenous Microinjections of Zebrafish Larvae To Study Acute Kidney Injury. J Vis Exp. (42), (2010).
  9. Johnson, C. S., Holzemer, N. F., Wingert, R. A. Laser Ablation of The Zebrafish Pronephros To Study Renal Epithelial Regeneration. J Vis Exp. (54), (2011).
  10. Drummond, I. A., Davidson, A. J. Zebrafish Kidney Development. Methods Cell Biol. , 233-260 (2010).
  11. Toback, F. G. Regeneration After Acute Tubular Necrosis. Kidney Int. 41 (1), 226-246 (1992).
  12. Witzgall, R., et al. Localization of Proliferating Cell Nuclear Antigen, Vimentin, C-Fos, And Clusterin In The Postischemic Kidney. Evidence For A Heterogenous Genetic Response Among Nephron Segments, And A Large Pool of Mitotically Active And Dedifferentiated Cells. J Clin Invest. 93 (5), 2175-2188 (1994).
  13. Bonventre, J. V. Dedifferentiation And Proliferation of Surviving Epithelial Cells In Acute Renal Failure. J Am Soc Nephrol. 14 (90001), (2003).
  14. Palmyre, A., et al. Collective Epithelial Migration Drives Kidney Repair After Acute Injury. PLoS ONE. 9 (7), e101304 (2014).
  15. Vasilyev, A., Drummond, I. A. Live Imaging Kidney Development In Zebrafish. Methods Mol Biol. , 55-70 (2012).
  16. Korzh, V., et al. Visualizing Compound Transgenic Zebrafish In Development: A Tale of Green Fluorescent Protein And Killerred . Zebrafish. 8 (1), 23-29 (2011).
  17. Bollig, F., Mehringer, R., Perner, B., et al. Identification and comparative expression analysis of a second wt1 gene in zebrafish. Dev Dyn. 235 (2), 554-561 (2006).
  18. Liu, Y., Pathak, N., Kramer-Zucker, A., Drummond, I. A. Notch signaling controls the differentiation of transporting epithelia and multiciliated cells in the zebrafish pronephros. Development. 134 (6), 1111-1122 (2007).
  19. Diep, C. Q., Ma, D., Deo, R. C., et al. Identification of adult nephron progenitors capable of kidney regeneration in zebrafish. Nature. 470 (7332), 95-100 (2011).
  20. Zhou, W., Boucher, R. C., Bollig, F., Englert, C., Hildebrandt, F. Characterization of mesonephric development and regeneration using transgenic zebra fish. Am J Physiol. 299 (5), F1040-F1047 (2010).
  21. Fisher, S., Grice, E. A., Vinton, R. M., Bessling, S. L., McCallion, A. S. Conservation of RET regulatory function from human to zebrafish without sequence similarity. Science. 312 (5771), 276-279 (2006).
  22. Seiler, C., Pack, M. Transgenic labeling of the zebrafish pronephric duct and tubules using a promoter from the enpep gene. Gene Expr Patterns. 11, 118-121 (2011).
  23. Lin, H. F., Traver, D., Zhu, H., et al. Analysis of thrombocyte development in CD41-GFP transgenic zebrafish. Blood. 106 (12), 3803-3810 (2005).
  24. Choo, B. G., Kondrichin, I., Parinov, S., et al. Zebrafish transgenic Enhancer TRAP line database (ZETRAP). BMC Dev Biol. 6 (1), 5 (2006).
  25. Parinov, S., Kondrichin, I., Korzh, V., Emelyanov, A. Tol2 transposon-mediated enhancer trap to identify developmentally regulated zebrafish genes in vivo. Dev Dyn. 231 (2), 449-459 (2004).

Play Video

Citer Cet Article
Datta, R., Wong, A., Camarata, T., Tamanna, F., Ilahi, I., Vasilyev, A. Precise Cellular Ablation Approach for Modeling Acute Kidney Injury in Developing Zebrafish. J. Vis. Exp. (124), e55606, doi:10.3791/55606 (2017).

View Video