Summary

Ontwerp en gebruik van een Low Cost, Automatiseren Morbidostat voor Adaptive evolutie van bacteriën onder antibioticum selectie

Published: September 27, 2016
doi:

Summary

We describe a low cost, configurable morbidostat that enables the characterization of antibiotic drug resistance by dynamically adjusting the drug concentration. The device can be integrated with a multiplexed microfluidic platform. The approach can be scaled up for laboratory antibiotic drug resistance studies.

Abstract

We beschrijven een lage kostprijs, configureerbare morbidostat voor het karakteriseren van de evolutionaire route van resistentie tegen antibiotica. De morbidostat is een bacteriecultuur apparaat dat voortdurend toezicht op de groei van bacteriën en dynamisch de concentratie van het geneesmiddel om voortdurend uitdagen de bacteriën als ze zich ontwikkelen tot resistentie tegen geneesmiddelen te verwerven. Het apparaat beschikt over een werkend volume van ~ 10 ml en is volledig geautomatiseerd en uitgerust met een optische dichtheid meet- en micro-pompen voor middelgrote en drug delivery. Het platform te valideren, maten we de stapsgewijze verwerving van trimethoprim resistentie bij Escherichia coli MG 1655, en de inrichting geïntegreerd met gemultiplexte microfluïdische platform celmorfologie en antibiotische gevoeligheid onderzocht. De aanpak kan worden opgeschaald tot laboratoriumonderzoek van antibiotica-resistentie tegen geneesmiddelen, en is uitbreidbaar tot evolutie adaptieve voor stam verbeteringen in de metabolic engineering en andere bacteriële cultuur experimenten.

Introduction

Sinds de introductie van het eerste antibioticum penicilline heeft microbiële resistentie ontwikkeld tot een wereldwijd gezondheidsprobleem 1. Hoewel de overname van antibioticaresistentie achteraf kan worden bestudeerd in vivo, zijn de voorwaarden van deze experimenten vaak niet gecontroleerd door de hele evolutie 2. Als alternatief kan adaptieve laboratorium evolutie van de moleculaire evolutie van een microbiële soort in het kader van milieu-invloeden of selectiedruk onthullen van een antibioticum drug 3. Onlangs hebben veel goed gecontroleerde evolutionaire experimenten van antibiotica-resistentie het ontstaan ​​van resistentie tegen antibiotica drug opgehelderd. Bijvoorbeeld, Austin's groep toonde snelle opkomst in een correct ontworpen microfluïdische gecompartimenteerd milieu 4. De recent ontwikkelde morbidostat induceert systematische mutaties onder drug selectiedruk 5,6. De morbidostat, een microbieel Selectie-apparaat dat continu aanpast het antibioticum concentratie een bijna constante bevolking te behouden, is een grote stap voorwaarts van de fluctuatie-test gebruikt in de microbiologie 7,8. In de fluctuatie test wordt een antibioticum ingespoten in een hoge concentratie, en de overlevende mutanten onderzocht en geteld. In plaats daarvan, microben in een morbidostat worden voortdurend uitgedaagd en het verwerven van meerdere mutaties.

De morbidostat werkt op dezelfde wijze als de chemostaat, een cultuur apparaat uitgevonden door Novick en Szliard in 1950, dat een constante populatie onderhoudt door voortdurend het leveren van voedingsstoffen, terwijl het verdunnen van de microbiële populatie 9. Sinds de introductie heeft de chemostaat naar voren gebracht en verbeterd. Huidige microfluïdische chemostaten hebben nanoliter en single-cell capaciteit bereikt. Maar deze inrichtingen zijn niet geschikt voor adaptieve evolutie experimenten, die een grote celpopulatie met vele mutatie gebeurtenissen 10,11 vereisen. Onlangs, mini-chemostaten met werkende volumes ~ 10 ml zijn ontwikkeld in de spleet tussen literschaal bioreactoren en de microfluïdische chemostaat 12,13 te vullen.

Hier presenteren we het ontwerp en gebruik van een low-cost, geautomatiseerde morbidostat voor een antibioticum resistentie tegen geneesmiddelen studie. De voorgestelde module kan worden toegepast in een shaker incubator in een microbiologisch laboratorium met minimale hardware vereisten. De open source firmware ook gemakkelijk afgestemd op specifieke toepassingen van adaptieve evolutie, zoals metabolic engineering 3. Tenslotte wordt de morbidostat geïntegreerd in een gemultiplexte microfluïdische platform antibiotische gevoeligheidstests 14.

Protocol

1. Montage en pretest van de Morbidostat Device Montage van de Morbidostat Punch 3 gaten op de kap van de cultuur flacon met een 18 G naald. Snijd drie stukken van polyethyleen buis ~ 7 cm lang. Plaats deze drie stukken van polyethyleen buis op de dop. Gebruik tape om de rand van de kap wikkel te dienen als de gietvorm voor het polydimethylsiloxaan (PDMS) mengsel. Meng 5 g component A en 0,5 g van component B de PDMS in een 150 ml plastic container handmatig roeren met een tandenstoker. Pla…

Representative Results

De bovenbeschreven morbidostat schematisch voorgesteld in figuur 1. De gemeenschappelijke morbidostat operaties, waaronder experimentele evolutie, antibioticagevoeligheid testen en celmorfologie controle werden gevalideerd in een E. coli MG1655 cultuur blootgesteld aan trimethoprim (TMP), een veel gebruikte antibioticum 5,6. TMP induceert zeer onderscheidend stapsgewijze toename van resistentie, en de mutaties zijn geclusterd rond de dihydrofolaat red…

Discussion

Een low-footprint morbidostat apparaat goedkope componenten wordt aangetoond. De toename van geneesmiddelresistentie niveau door de inrichting geregistreerde komen overeen met die van eerdere verslagen 5. Geschikt voor evolutionaire studies van resistentie, de inrichting is potentieel van toepassing op vele andere experimenten. Ten eerste kan een uitgebreide database van drugs geïnduceerde mutaties worden vastgesteld voor een grote set van klinisch relevante antibiotica. Zo kan de evolutiepad van meervoudige…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

The authors would like to thank Prof. Sze-Bi Hsu and Ms. Zhenzhen for useful discussions and help in the theoretical analysis and numerical simulation. Y. T. Y. would like to acknowledge funding support from the Ministry of Science and Technology under grant numbers MOST 103-2220-E-007-026 and MOST 104-2220-E-007-011, and from the National Tsing Hua University under grant numbers 103N2042E1, 104N2042E1, and 105N518CE1.

Materials

Environmental Shaker Incubator BioSan ES-20
Arduino Leonardo board Arduino Leonardo
680 Ohm Carbon Resistor Digikey Bias resistor for LED
100k Ohm Carbon resistor Digikey Bias resistor for phototransistor
940 nm light emitting diode Bright LED Electronic BIR-BM13E4G-2 Optical density measurement
940 nm phototransistor Kodenshi  ST-2L2B Optical density measurement
Darlington pair IC Toshiba Mouser ULN2803APG  this IC drives micropumps and magnetic stirring unit
5V DC brushless fan  ADDA AD0405LX-G70 spec: 5V supply voltage and 80mA available www.jameco.com
Piezoelectric micropump CurieJet PS15I-FT-5L Pressure >3kPa  Flow rate >5 ml/min
Tygon 3350 Tuning Saint Gobain ABW00001 ID: 1/32" OD: 3/32" L:50' 
Magnetic Stir bar COWIE tapered shape dim: 10 mm x 4mm
Glass scintillation 20ml vial DGS Pyrex glass 28mm(dia.)x 61 mm(h)
Culture vial holder Custom made from Polyformaldehyde 
Silicone  Dow Corning Sylgald 184 used to seal the glass vial
Medium bottle VWR 66022-065
Difco M9 minimal salt 5x BD Medium
Cadamino Acid BD Medium
glucose Sigma
Agar Bateriological Oxoid for agar plate
Luria Bertani medium
Inverted microscope Leica Microsystems Leica DMI-LED used for microfluidic measurement Use X40 objective NA=0.55
Microscope Incubator Live Cell Instrument CU-109 used for microfluidic measurement
Solenoidal valves Pneumadyne S10MM-31-12-3 Normally open 1.3 Watt 12 Vdc
USB interface card Hobby Engineering USBIO24-R Digital I/O Module  for microfluidics measurement
Air compressor Rocker Scientific ROCKER 440 Pressure source for microfluidcs Max. Pressure 80 Psi
Male luer-lock fittings to 1/8" barb ValuePlastics.com MTLL230-1 used for microfluidic control
1/8" barb to 10-32 threaded port ValuePlastics.com B-1 used for microfluidic control
Female luer-lock fittings to 10-32 threaded port ValuePlastics.com KFTL-1 used for microfluidic control
NPN darlington transistor 500mA, 40V (2N6427) DigiKey.com 2N6427GOS-ND used for microfluidic control
10kOhm, carbon film resistor, 0.25W DigiKey.com P10KBACT-ND used for microfluidic control
Tantalum capacitor, 10uF, 25V, 10% DigiKey.com 478-1841-ND used for microfluidic control
Andor CCD camera Andor Zyla 4.2 Plus SCMOS used for microfluidic on chip imaging
ELISA plate reader
two component Silicone  Momentive RTV 615 used for microfluidic chip fabrication
SU-8 photoresist Micrchem SU8 2015 used for microfluidic chip fabrication
AZ4620 photoresist Clariant AZ 4620 used for microfluidic chip fabrication
Plasma cleaner Harrick Plasma PDC 32G used for microfluidic chip fabrication
20 Gauge Syringe Needle BD used for microfluidic chip fabrication
Labcycler Sensoquest Labcycler PCR 
DNA polymerase Toyobo KDO Plus PCR amplification
Trimethoprim Sigma
Plate reader Biotek Synergy H1 hybrid  antibiotic resistane measurement

References

  1. Levy, S. B., Marshall, B. Antibiotic resistance worldwide: causes, challenges, and responses. Nat. Med. 10, s122-s129 (2004).
  2. Wang, M. M., et al. Tracking the in vivo evolution of multidrug resistance in Staphylococus aureus by whole genome sequencing. Pro. Natl. Acad. Sci. 104, 9451 (2007).
  3. Dragosits, M., Mattanovich, D. Adaptive laboratory evolution – principles and applications for biotechnology. Microbial Cell Factory. 12, 64 (2013).
  4. Zhang, Q., et al. Acceleration of emergence of bacterial antibiotic resistance in connected microenvironment. Science. 333, 1764-1767 (2011).
  5. Toprak, E., Veres, A., Michel, J. B., Chait, R., Hartl, D. L., Kishony, R. Evolutionary paths to antibiotic resistance under dynamically sustained drug selection. Nature Genetics. 44, 101-106 (2012).
  6. Toprak, E., et al. Building a morbidostast: an automated continuous culture device for studying bacterial drug resistance under dynamically sustained drug inhibition. Nature Protocol. 8, 555-567 (2013).
  7. Rosenthal, A. Z., Elowitz, M. B. Following evolution of bacterial antibiotic resistance in real time. Nature Genetics. 44, 11-13 (2012).
  8. Young, K. In vitro antibacterial resistance selection and quantitation. Curr Protoc Pharmacol. , (2006).
  9. Novick, A., Szilard, L. Experiments with the Chemostat on spontaneous mutations of bacteria. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 36, 708-719 (1950).
  10. Balagadde, F. K., You, L., Hansen, C. L., Arnold, F. H., Quake, S. R. Long-term monitoring of bacteria undergoing programmed population control in a microchemostat. Science. 309, 137-140 (2005).
  11. Groisman, A., et al. A microfluidic chemostat for experiments with bacterial and yeast cells. Nat. Methods. 2, 685-689 (2005).
  12. Miller, A. W., Befort, C., Kerr, E. O., Dunham, M. J. Design and Use of Multiplexed Chemostat Arrays. J. Vis. Exp. (72), e50262 (2013).
  13. Takahashi, C. N., Miller, A. W., Ekness, F., Dunham, M. J., Klavins, E. A low cost, customizable turbidostat for use in synthetic circuit characterization. ACS Synthetic Biology. , (2015).
  14. Mohan, R., et al. A multiplexed microfluidic platform for rapid antibiotic susceptibility testing. Biosens Bioelectrons. 49, 118-125 (2013).
  15. Unger, M. A., Chou, H. P., Thorsen, T., Scherer, A., Quake, S. R. Monolithic microfabricated valves and pumps by multilayer soft lithography. Science. 288, 113-116 (2000).
  16. Kellogg, R. A., Gomez-Sjoberg, R., Leyrat, A. A., Tay, S. . Nat. Protocols. 9, 1713 (2014).
  17. Gu, G. Y., Lee, Y. W., Chiang, C. C., Yang, Y. T. A nanoliter microfluidic serial dilution bioreactor. Biomicrofluidics. 9, 044126 (2015).
  18. Gonzalez, R. C., Woods, R. E., Eddins, S. L. . Digital image using Matlab processing. , (2004).
  19. Heikkila, E., Sundstrom, L., Huovinen, P. Trimethoprim resistance in Escherichia coli isolates from a geriatric unit. Antimicrob. Agents Chemother. 34, 2013-2015 (1990).
  20. Flensburg, J., Skold, O. Massive overproduction of dihydrofolate reductase in bacteria as a response to the use of trimethoprim. Eur. J. Biochem. 162, 473-476 (1987).
  21. Ohmae, E., Sasaki, Y., Gekko, K. Effects of five-tryptophan mutations on structure, stability and function of Escherichia coli dihydrofolate reductase. J. Biochem. 130, 439-447 (2001).
  22. Smith, D. R., Calvo, J. M. Nucleotide sequence of dihydrofolate reductase genes from trimethoprim-resistant mutants of Escherichia coli. Evidence that dihydrofolate reductase interacts with another essential gene product. Mol. Gen. Genet. 187, 72-78 (1982).
  23. Okumus, B., Yildiz, S., Toprak, E. Fluidic and microfluidic tools for quantitative systems biology. Curr Opin Biotech. 25, 30-38 (2014).
  24. Cho, J., et al. A rapid antimicrobial susceptibility test based on single-cell morphological analysis. Sci. Transl. Med. 17, 267 (2014).
  25. Hsu, S. B., Waltman, P. E. Analysis of a model of two competitors in a chemostat with an external inhibitor. SIAM J. Applied Math. , 528-540 (1992).
  26. Fu, W., et al. Maximizing biomass productivity and cell density of Chlorella vulgaris by using light-emitting diode-based photobioreactor. J. Biotech. 161, 242-249 (2012).
  27. Peabody, V. G. L., Winkler, J., Kao, K. C. Tools for developing tolerance to toxic chemicals in microbial systems and perspectives on moving the field forward and into the industrial setting. Curr Opin in Chem Eng. 6, 9-17 (2014).

Play Video

Citer Cet Article
Liu, P. C., Lee, Y. T., Wang, C. Y., Yang, Y. Design and Use of a Low Cost, Automated Morbidostat for Adaptive Evolution of Bacteria Under Antibiotic Drug Selection. J. Vis. Exp. (115), e54426, doi:10.3791/54426 (2016).

View Video