Summary

Induksjon av et isoelektrisk Brain State å undersøke effekten av endogent Synaptic aktivitet på neuronal Excitability<em> I Vivo</em

Published: March 31, 2016
doi:

Summary

Denne prosedyren utfører langvarig in vivo intracellulære opptak fra enkeltnerveceller under fysiologisk relevante hjernetilstander og etter fullstendig avskaffelse av pågående elektriske aktivitet, noe som resulterer i en isoelektrisk hjernen tilstand. De fysiologiske konstanter av dyret er nøye overvåket under overgangen til kunstig koma tilstand.

Abstract

Måten neuroner behandle informasjon avhenger både av deres iboende membranens egenskaper og på dynamikken i den synaptiske afferent nettverket. Spesielt endogent generert nettverk aktivitet, som sterkt varierer som en funksjon av tilstanden av årvåkenhet, modulerer neuronal beregning betydelig. For å undersøke hvordan forskjellige spontane cerebrale dynamikk påvirke enkelt neuroner 'integrerende egenskaper, har vi utviklet en ny eksperimentell strategi i rotte som består i å undertrykke in vivo alle cerebral aktivitet ved hjelp av en systemisk injeksjon av en høy dose av natriumpentobarbital. Kortikale aktiviteter, kontinuerlig overvåket av kombinert electrocorticogram (ECOG) og intracellulære opptakene blir gradvis bremset ned, noe som fører til en jevn isoelektrisk profil. Denne ekstreme hjernen staten, sette rotte inn i en dyp koma, ble nøye overvåket ved å måle de fysiologiske konstanter av dyret gjennom eksperimenter. intracellulær recordings tillatt oss å karakterisere og sammenligne integrerende egenskaper av samme nervecellen innebygd i fysiologisk relevante cortical dynamikk, slik som de møtte i sove-våkne syklus, og når hjernen var fullt stille.

Introduction

I fravær av eventuelle miljømessige stimuli eller atferds oppgaver, genererer den "hvile" brain en kontinuerlig strøm av elektrisk aktivitet som kan tas opp fra hodebunnen, som (EEG) bølger. Den intracellulære korrelat av dette endogene cerebrale aktivitet er kjennetegnet ved bakgrunn membranspenningsvariasjoner (også kjent som "synaptisk noise"), som er sammensatt av en kombinasjon av eksitatoriske og hemmende synaptiske potensialer som reflekterer den pågående aktivitet av afferent nettverk 1,2. Dette spontan aktivitet varierer i frekvens og amplitude med de forskjellige tilstander av årvåkenhet. Belyse effekten av nettverksaktivitet på oppstemthet og responsen til enkeltnerveceller er en av de store utfordringene i nevrovitenskap 3,4.

Mange eksperimentelle og beregnings studier har utforsket den funksjonelle effekten av pågående synaptisk aktivitet på integrerende properties av nerveceller. Men rollen til de ulike nevrale parametere påvirket av bakgrunns synaptiske støy fortsatt ukjent. For eksempel har det midlere nivå av membran depolarisering blitt funnet positivt eller negativt 5,6 7-9 korrelert med evnen til sanseinntrykk for å utløse aksjonspotensialer. Videre, mens noen undersøkelser tyder på at svingninger i membranpotensialet, som følge av en kontinuerlig varierende strøm av afferent synaptiske innganger, sterkt påvirker respons fra enkeltnerveceller ved å modulere gevinsten av deres input-output forhold 3,10-13, andre viser at endringer i membraninngangs konduktans mediert av shunting inhibering er tilstrekkelig til å modulere den neuronale forsterkningen uavhengig av størrelsen av membransvingninger 14,15. Til slutt, nyere studier utført på våken dyr streket hvordan behandlingen av sensorisk informasjon i enkelt nevron kritisk avhengig av tilstand av årvåkenhet ennd gjeldende atferds etterspørselen 16,17.

En enkel strategi for å klargjøre den funksjonelle rollen til en gitt prosess i et sterkt sammenhengende system, er å bestemme hvor dens fravær spesifikt endrer funksjon av systemet. Denne metoden har vært mye brukt i nevrovitenskap forskning, for eksempel ved hjelp av eksperimentelle lesjoner eller inaktivering av ulike hjerneområder 18-21, eller farmakologisk blokkering av spesifikke ionekanaler 22,23. Spesielt, har det vært anvendt in vivo for å avsløre hvor funksjonelle tilkobling og nettverksdynamikk påvirke enkelt celle beregning 24-27. Men til dags dato lokale manipulasjoner ment å blokkere avfyring av nevroner og / eller forstyrre deres grunnleggende biofysiske egenskaper kan være delvis effektive og er begrenset til relativt små hjernevolum 28.

For å overvinne disse begrensningene, har vi utviklet en ny in vivo eksperimentell tilnærming irotte å sammenligne elektrofysiologiske egenskapene til enkelt nevroner registrert i en gitt hjerne tilstand, dvs. innebygd i en bestemt nettverk dynamisk, til de som ble oppnådd etter fullstendig undertrykkelse av hele hjernen synaptisk aktivitet 29. I kontrollbetingelsene, ble to adskilte kortikale dynamikk bli generert. Søvn-lignende electrocorticographic (ECOG) mønstre ble indusert ved injeksjon av moderate doser av natrium pentobarbital. Alternativt kan fast ECOG bølger med liten amplitude sammenlignes med det kortikale aktivitet som ligger under våken tilstand (våken-lignende mønster) fremstilles ved injeksjon av fentanyl. Deretter, og samtidig opprettholde den samme ECOG og intracellulære opptaket, ble en fullstendig stanse av endogen hjernens elektriske aktivitet som oppnås ved systemisk injeksjon av en høy dose av natriumpentobarbital, karakterisert ved isoelektrisk ECOG og intracellulære aktivitet. På grunn av at induksjon av en slik ekstrem koma kan potensielt ha dødelig derav følgendeces på biologiske funksjoner, en forsiktig og kontinuerlig overvåking av de fysiologiske variablene var avgjørende. Derfor har vi omhyggelig fulgt hjerteslagfrekvens, slutttidevanns CO 2 konsentrasjon (EtCO 2), O 2 metning (SpO2) og kjernetemperaturen av rotter gjennom forsøkene.

Vi evaluerer enkelt nevroner eiendommer i løpet av disse forskjellige stater bruker skarpe mikroelektroder, som er spesielt egnet for lange og stabile opptak i vivo. Den fremgangsmåte som er beskrevet her, kan kombineres med andre elektrofysiologiske og bildedannende fremgangsmåter og kan bli utvidet til andre dyremodeller.

Protocol

Alle prosedyrer ble utført i samsvar med retningslinjene i EU (direktiv 2010/63 / EU) og godkjent av Charles Darwin Etisk komité for forsøk med dyr. Vi beskriver her prosedyren vi rutinemessig bruk i vårt laboratorium, men de fleste fremgangsmåten kan tilpasses for å passe alles spesifikke behov. 1. Kirurgisk Forberedelse Merk: Alle snitt og trykkpunkter skal gjentatte ganger infiltrert med lokalbedøvelse (lidokain eller bupivacaine). Den foreliggende fremga…

Representative Results

Indusere og opprettholde en isoelektrisk hjernen staten er en delikat in vivo eksperimentell prosedyre. Det har vist seg å være et kraftig verktøy for å direkte studere virkningen av kortikale nettverk aktivitet på nevronale eksitabilitet og overføring funksjon 29. Figur 1 viser multi-parameter overvåking, inkludert ECOG og viktige konstanter, av dyrets fysiologiske tilstand før (figur 1A ) og etter (figur 1B)…

Discussion

Vi beskriver her en ny metode for å undertrykke in vivo spontan cerebral elektrisk aktivitet ved både nettverk og cellulære nivåer. Denne fremgangsmåten fører til ekstrem hjernen tilstand, kjent som isoelektrisk komatøs 41. Fra et klinisk synspunkt, er en slik electrocerebral inaktivitet den mest alvorlige avvik som kan ses på EEG. Den er for det meste forbundet med en irreversibel koma, med alle pasienter enten dør eller fortsetter i en vegetativ tilstand 42, men kan i det minste…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Dette arbeidet ble støttet med tilskudd fra Fondation de France, Institut National de la Santé et de la Recherche MEDICALE, Pierre & Marie Curie University og programmets Investissements d'avenir 'ANR-10-IAIHU-06.

Materials

Sodium Pentobarbital Centravet Pentobarbital
Ketamine 500 Merial Imalgène 500
Fentanyl  Janssen-Cilag Fentanyl
Xylocaine Centravet Xylovet
Gallamine triethiodide Sigma G8134
ECoG amplifier A-M Systems AC amplifier, Model 1700
Intracellular amplifier Molecular Devices Axoclamp 900A
Data acquisition interface Cambridge Electronic Design CED power 1401-3 
Data analysis software Cambridge Electronic Design Spike2 version 7
micromanipulator Scientifica IVM-3000
Capillary Puller Narishige PE-2
Borosilicate glass capillaries Harvard Apparatus GC150F-10
Silver wire 0.125mm (intracellular recording) WPI AGT0525
Ag-AgCl reference Phymep E242
Silver wire 0.25mm (ECoG recording) WPI AGT1025
Artificial respiration system Minerve Alpha Lab
Physiological parameters monitoring Digicare LifeWindow Lite
Heating Blanket Harvard Apparatus 507215
Stereomicroscope Leica M80
Scissors FST 15005-08
Forceps Dumont #5 FST 11295-10
Forceps Dumont #5SF FST 11252-00
IP Polyurethane catheter – 0.43×0.69mm   Instech BTPU-027
Silicon elastomere WPI KWIK-CAST
Dental drill NSK Y1001151 and P496
Surgical glue 3M vetbond

References

  1. Fatt, P., Katz, B. Some observations on biological noise. Nature. 166 (4223), 597-598 (1950).
  2. Brock, L. G., Coombs, J. S., Eccles, J. C. The recording of potentials from motoneurones with an intracellular electrode. J. Physiol. 117 (4), 431-460 (1952).
  3. Destexhe, A., Rudolph, M., Fellous, J. M., Sejnowski, T. J. Fluctuating synaptic conductances recreate in vivo-like activity in neocortical neurons. Neurosciences. 107 (1), 13-24 (2001).
  4. Silver, R. A. Neuronal arithmetic. Nat. Rev. Neurosci. 11 (7), 474-489 (2010).
  5. Azouz, R., Gray, C. M. Cellular mechanisms contributing to response variability of cortical neurons in vivo. J. Neurosci. 19 (6), 2209-2223 (1999).
  6. Sanchez-Vives, M. V., Nowak, L. G., McCormick, D. A. Membrane Mechanisms Underlying Contrast Adaptation in Cat Area 17 In Vivo. J. Neurosci. 222 (11), 4267-4285 (2000).
  7. Petersen, C. C. H., Hahn, T. T. G., Mehta, M., Grinvald, A., Sakmann, B. Interaction of sensory responses with spontaneous depolarization in layer 2/3 barrel cortex. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 100 (23), 13638-13643 (2003).
  8. Sachdev, R. N. S., Ebner, F. F., Wilson, C. J. Effect of Subthreshold Up and Down States on the Whisker-Evoked Response in Somatosensory Cortex. J. Neurophysiol. 92 (6), 3511-3521 (2004).
  9. Hasenstaub, A., Sachdev, R. N. S., McCormick, D. A. State Changes Rapidly Modulate Cortical Neuronal Responsiveness. J. Neurosci. 27 (36), 9607-9622 (2007).
  10. Chance, F. S., Abbott, L. F., Reyes, A. D. Gain modulation from background synaptic input. Neuron. 35 (4), 773-782 (2002).
  11. Shu, Y., Hasenstaub, A., Badoual, M., Bal, T., McCormick, D. A. Barrages of synaptic activity control the gain and sensitivity of cortical neurons. J. Neurosci. 23 (32), 10388-10401 (2003).
  12. Mitchell, S. J., Silver, R. A. Shunting inhibition modulates neuronal gain during synaptic excitation. Neuron. 38 (3), 433-445 (2003).
  13. Prescott, S. A., De Koninck, Y. Gain control of firing rate by shunting inhibition: roles of synaptic noise and dendritic saturation. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 100 (4), 2076-2081 (2003).
  14. Graham, L. J., Schramm, A. In Vivo Dynamic-Clamp Manipulation of Extrinsic and Intrinsic Conductances: Functional Roles of Shunting Inhibition and IBK in Rat and Cat Cortex. Dynamic-clamp: From principles to applications. , (2009).
  15. Fernandez, F. R., White, J. A. Gain control in CA1 pyramidal cells using changes in somatic conductance. J. Neurosci. 30 (1), 230-241 (2010).
  16. Polack, P. O., Friedman, J., Golshani, P. Cellular mechanisms of brain state-dependent gain modulation in visual cortex. Nat. Neurosci. 16 (9), 1331-1339 (2013).
  17. Zhou, M., Liang, F., et al. Scaling down of balanced excitation and inhibition by active behavioral states in auditory cortex. Nat. Neurosci. 17 (6), 841-850 (2014).
  18. Contreras, D., Destexhe, A., Sejnowski, T. J., Steriade, M. Spatiotemporal Patterns of Spindle Oscillations in Cortex and Thalamus. J. Neurosci. 17 (3), 1179-1196 (1997).
  19. Charpier, S., Mahon, S., Deniau, J. M. In vivo induction of striatal long-term potentiation by low-frequency stimulation of the cerebral cortex. Neurosciences. 91 (4), 1209-1222 (1999).
  20. Constantinople, C. M., Bruno, R. M. Effects and Mechanisms of Wakefulness on Local Cortical Networks. Neuron. 69 (6), 1061-1068 (2011).
  21. Poulet, J. F. A., Fernandez, L. M. J., Crochet, S., Petersen, C. C. H. Thalamic control of cortical states. Nat. Neurosci. 15 (3), 370-372 (2012).
  22. Hille, B. . Ion Channels of Excitable Membranes, Third Edition. , (2001).
  23. Sakmann, B., Neher, E. . Single-Channel Recording. , (2009).
  24. Ferster, D., Chung, S., Wheat, H. Orientation selectivity of thalamic input to simple cells of cat visual cortex. Nature. 380 (6571), 249-252 (1996).
  25. Paré, D., Shink, E., Gaudreau, H., Destexhe, A., Lang, E. J. Impact of spontaneous synaptic activity on the resting properties of cat neocortical pyramidal neurons In vivo. J. Neurophysiol. 79 (3), 1450-1460 (1998).
  26. Destexhe, A., Paré, D. Impact of network activity on the integrative properties of neocortical pyramidal neurons in vivo. J. Neurophysiol. 81 (4), 1531-1547 (1999).
  27. Kara, P., Pezaris, J. S., Yurgenson, S., Reid, R. C. The spatial receptive field of thalamic inputs to single cortical simple cells revealed by the interaction of visual and electrical stimulation. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 99 (25), 16261-16266 (2002).
  28. Lomber, S. G. The advantages and limitations of permanent or reversible deactivation techniques in the assessment of neural function. J. Neurosci. Meth. 86 (2), 109-117 (1999).
  29. Altwegg-Boussac, T., Chavez, M., Mahon, S., Charpier, S. Excitability and responsiveness of rat barrel cortex neurons in the presence and absence of spontaneous synaptic activity in vivo. J. Physiol. 592 (16), 3577-3595 (2014).
  30. Miner, N. A., Koehler, J., Greenaway, L. Intraperitoneal injection of mice. Appl. Microbiol. 17 (2), 250-251 (1969).
  31. Paxinos, G., Watson, C. . The rat brain in stereotaxic coordinates (2nd edn). , (1986).
  32. Wolfensohn, S. . Handbook of Laboratory Animal Management and Welfare. , (2013).
  33. Bester, H., Chapman, V., Besson, J. M., Bernard, J. F. Physiological Properties of the Lamina I Spinoparabrachial Neurons in the Rat. J. Neurophysiol. 83 (4), 2239-2259 (2000).
  34. Greene, S. A. . Veterinary Anesthesia and Pain Management Secrets. , (2002).
  35. Morgan, B. J., Adrian, R., Bates, M. L., Dopp, J. M., Dempsey, J. A. Quantifying hypoxia-induced chemoreceptor sensitivity in the awake rodent. J. Appl. Physiol. 117 (7), 816-824 (2014).
  36. Mahon, S., Deniau, J. M., Charpier, S. Relationship between EEG potentials and intracellular activity of striatal and cortico-striatal neurons: an in vivo study under different anesthetics. Cereb. Cortex. 11 (4), 360-373 (2001).
  37. Ganes, T., Lundar, T. The effect of thiopentone on somatosensory evoked responses and EEGs in comatose patients. J Neurol Neurosurg Psychiatry. 46 (6), 509-514 (1983).
  38. Schmid-Elsaesser, R., Schröder, M., Zausinger, S., Hungerhuber, E., Baethmann, A., Reulen, H. J. EEG burst suppression is not necessary for maximum barbiturate protection in transient focal cerebral ischemia in the rat. J. Neurol. Sci. 162 (1), 14-19 (1999).
  39. Cummins, T. R., Jiang, C., Haddad, G. G. Human neocortical excitability is decreased during anoxia via sodium channel modulation. J Clin Invest. 91 (2), 608-615 (1993).
  40. Gu, X. Q., Kanaan, A., Yao, H., Haddad, G. G. Chronic High-Inspired CO2 Decreases Excitability of Mouse Hippocampal Neurons. J. Neurophysiol. 97 (2), 1833-1838 (2007).
  41. Lehembre, R., Gosseries, O., et al. Electrophysiological investigations of brain function in coma, vegetative and minimally conscious patients. Arch Ital Biol. 150 (2/3), 122-139 (2012).
  42. Husain, A. M. Electroencephalographic assessment of coma. J Clin Neurophysiol. 23 (3), 208-220 (2006).
  43. Fink, E. L., Alexander, H., et al. An Experimental Model of Pediatric Asphyxial Cardiopulmonary Arrest in Rats. Pediatr Crit Care Med. 5 (2), 139-144 (2004).
  44. Lukatch, H. S., McIver, M. B. Synaptic mechanisms of thiopental-induced alterations insynchronized cortical activity. Anesthesiology. 84, 1425-1434 (1996).
  45. Kroeger, D., Amzica, F. Hypersensitivity of the anesthesia-induced comatose brain. J Neurosci. 27, 10597-10607 (2007).
  46. Kroeger, D., Florea, B., Amzica, F. Human brain activity patterns beyond the isoelectric line of extreme deep coma. PLoS ONE. 8 (9), e75257 (2013).
  47. Margrie, T. W., Brecht, M., Sakmann, B. In vivo, low-resistance, whole-cell recordings from neurons in the anaesthetized and awake mammalian brain. Pflugers Arch. 444 (4), 491-498 (2002).
  48. DeWeese, M. Whole-Cell Recording In Vivo. Current Protocols in Neuroscience. , (2007).
  49. Schramm, A. E., Marinazzo, D., Gener, T., Graham, L. J. The Touch and Zap Method for In Vivo Whole-Cell Patch Recording of Intrinsic and Visual Responses of Cortical Neurons and Glial Cells. PLoS ONE. 9 (5), e97310 (2014).
  50. Mahon, S., Charpier, S. Bidirectional Plasticity of Intrinsic Excitability Controls Sensory Inputs Efficiency in Layer 5 Barrel Cortex Neurons in Vivo. J. Neurosci. 32 (33), 11377-11389 (2012).
  51. Destexhe, A., Rudolph, M., Paré, D. The high-conductance state of neocortical neurons in vivo. Nat. Rev. Neurosci. 4 (9), 739-751 (2003).

Play Video

Citer Cet Article
Altwegg-Boussac, T., Mahon, S., Chavez, M., Charpier, S., Schramm, A. E. Induction of an Isoelectric Brain State to Investigate the Impact of Endogenous Synaptic Activity on Neuronal Excitability In Vivo. J. Vis. Exp. (109), e53576, doi:10.3791/53576 (2016).

View Video