الثقافات توليد الخلايا الليفية الأولية من ماوس الأذن والذيل الأنسجة
Summary
نحن تصف الإجراء التجريبي بسيطة وسريعة لتوليد الخلايا الليفية الأولية من الأذنين وذيول الفئران. لا يتطلب إجراء تدريب خاص الحيوان، ويمكن استخدامها لتوليد الثقافات الليفية من آذان المخزنة في RT لمدة تصل إلى 10 يوما.
Abstract
وتستمد الخلايا الأولية مباشرة من أنسجة ويعتقد أن يكون أكثر تمثيلا للالحالة الفسيولوجية للخلايا في الجسم الحي من خطوط الخلايا المحددة. ومع ذلك، ثقافات الخلية الأولية عادة ما يكون لها عمر محدود وتحتاج إلى كثير من الأحيان إعادة تأسيس. الليفية هي مصدر يمكن الوصول إليها بسهولة من الخلايا الأولية. هنا، نحن نناقش إجراء التجارب بسيطة وسريعة لإنشاء الثقافات الليفية الأولية من آذان وذيول الفئران. يمكن استخدامها على بروتوكول إنشاء الثقافات الليفية الأولية من آذان المخزنة في RT لمدة تصل إلى 10 يوما. عند اتباع البروتوكول بعناية، من غير المرجح أن تحدث على الرغم من استخدام الأنسجة غير معقمة تخزينها لفترة طويلة في بعض الحالات التلوث. الليفية تتكاثر بسرعة في الثقافة ويمكن توسيعها لتشمل أعداد كبيرة قبل ان يخضع الشيخوخة تنسخي.
Introduction
وتستمد الخلايا الأولية من الأنسجة ومثقف يعيشون في ظل ظروف في المختبر. ويفترض عموما أن الخلايا الأولية أكثر شبها الدولة الفسيولوجية والخلفية الوراثية من الأنسجة التي نشأت من خطوط الخلايا خلد أو ورم 1. لهذا السبب، الخلايا الأولية تمثل نموذجا مفيدا لدراسة المسائل البيولوجية 2،3. ولكن، على عكس خطوط الخلايا المنشأة التي تنمو إلى أجل غير مسمى، الخلايا الأولية تخضع في نهاية المطاف الشيخوخة في الثقافة وتحتاج إلى كثير من الأحيان إعادة تأسيس.
وتشمل الخلايا الأولية التي تستخدم عادة الخلايا الليفية، الخلايا الظهارية، وخلايا بطانة الأوعية الدموية، والخلايا T والخلايا B، الضامة المشتقة من نخاع العظام (BMDM) والعظام المستمدة من نخاع الخلايا الجذعية (BMDC). وغالبا ما تستخدم الخلايا الليفية كما الخلية الأولية نموذج ثقافة. أنها توفر مزايا رئيسية على الخلايا الأولية الأخرى. وأنشأت مزارع الخلايا بسهولة، حافظ بسهولة ولا تحتاج إلى purificaنشوئها من الخلايا السابقة للثقافة. لديهم الانتشار الأولي السريع وأي شرط لبروتوكولات متوسطة أو تفعيل المتخصصة. الليفية يمكن transfected بكفاءة باستخدام البيولوجية والكيميائية والفيزيائية بروتوكولات 4،5. هناك إمكانية لتخزين الأذنين لمدة تصل إلى 10 يوما في RT قبل إنشاء مزارع الخلايا. الثقافات الليفية تؤدي إلى تصور عمليات حشوية ومناسبة لإعادة برمجة إلى الجذعية المحفزة (آي بي إس) الخلايا 6.
الليفية هي خلايا هامة من النسيج الضام التي تفرز بروتينات الكولاجين والمصفوفة خارج الخلية 7. أنها توفر الإطار الهيكلي في العديد من الأنسجة 8 وتلعب دورا أساسيا في التئام الجروح وإصلاح الأنسجة 9،10.
هنا، نحن تصف (4 ساعات <) بروتوكول بسيطة وسريعة لإنشاء الثقافات الليفية من آذان وذيول الفئران 11. البروتوكول يتطلب الحد الأدنى من الماوستجربة لحصاد الأنسجة (وعلى النقيض من البروتوكولات الأخرى 12،13)، ويمكن استخدامها لإنشاء الثقافات من آذان المخزنة في المتوسط في RT لمدة تصل إلى 10 يوما.
Protocol
Representative Results
Discussion
هنا نقدم إجراء التجارب بسيطة وغير مكلفة وسريعة لإنشاء الثقافات الليفية الأولية من آذان وذيول الفئران. استخراج ينبغي أن يؤدي إلى تقسيم الخلايا الليفية ملتصقة وبسرعة في غضون 3 أيام بعد العزلة من الأنسجة. قيود هاما من الخلايا الأولية هو الشيخوخة، وتوقف نمو دائم 15.…
Divulgations
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
This work was supported by the NRF grant HUJ-CREATE – Cellular and Molecular Mechanisms of Inflammation.
Materials
| RPMI-1640 | HyClone | SH30027.01 | |
| Fetal Calf Serum | HyClone | SV30160.03 | |
| 2-mercaptoethanol | Sigma-Aldrich | M3148 | |
| Asparagine | Sigma-Aldrich | A4159 | |
| Glutamine | Sigma-Aldrich | G8540 | |
| Penicillin/Streptomycin | HyClone | SV30010 | |
| Ethanol | Merck Millipore | 107017 | Absolute for analysis |
| Collagenase D | Roche Diagnostics | 11088866001 | From Clostridium histolyticum, lyophilized, non-sterile |
| Pronase protease | Merck Millipore | 53702 | From Streptomyces griseus |
| Tris buffer (pH 8) | 1st BASE | 1415 | Ultra pure grade |
| 0.5M EDTA (pH 8) | 1st BASE | BUF-1053 | Biotechnology grade |
| 10X Phosphate Buffered Saline (PBS) | 1st BASE | BUF-2040-10X4L | Ultra pure grade |
| Trypsin-EDTA solution 10X | Sigma-Aldrich | 59418C-100ML | 0.5% trypsin, 0.2% EDTA, trypsin gamma irradiated by SER-TAIN process, without phenol red, in saline |
| Amphotericin B | Sigma-Aldrich | A2492-20ml | 250 μg/ml in deionized water, sterile-filtered |
| Scissors | Aesculap | ||
| Forcep | Aesculap | AE-BD312R | |
| 0.2 μM syringe filter | Sartorius Stedim | 16534 | |
| 70 μM cell strainer | SPL | 93070 | |
| Syringe plunger | Terumo | SS+10L | |
| Cryovial tube | NUNC | 368362 | |
| 1.7 ml microcentrifuge tube | Axygen | MCT-175-C | |
| 10 cm cell culture dish | Greiner | 664160 | Cell culture treated dish |
| 15 ml conical bottom tube | Greiner | 188271 | |
| 50 ml conical bottom tube | Greiner | 227261 | |
| Water bath | GFL | 1002 | |
| Centrifuge | Eppendorf | 5810R | |
| Incubation shaker | Sartorius Stedim | Certomat-BS1 | |
| Zeiss Axiovert 25 light microscope | Carl Zeiss AG |
References
- Fitzpatrick, L. E., McDevitt, T. C. Cell-derived matrices for tissue engineering and regenerative medicine applications. Biomater Sci. 3 (1), 12-24 (2015).
- Elenbaas, B., et al. Human breast cancer cells generated by oncogenic transformation of primary epithelial cells. Genes Dev. 15 (1), 50-65 (2001).
- Stansley, B., Post, J., Hensley, K. A comparative review of cell culture systems for the study of microglial biology in Alzheimer’s disease. J Neuroinflammation. 9 (1), 115 (2012).
- Lim, J., Dobson, J. Improved transfection of HUVEC and MEF cells using DNA complexes with magnetic nanoparticles in an oscillating field. J Genet. 91 (2), 223-227 (2012).
- Li, M., et al. High-efficiency transduction of fibroblasts and mesenchymal stem cells by tyrosine-mutant AAV2 vectors for their potential use in cellular therapy. Hum Gene Ther. 21 (11), 1527-1543 (2010).
- Patel, M., Yang, S. Advances in reprogramming somatic cells to induced pluripotent stem cells. Stem Cell Rev. 6 (3), 367-380 (2010).
- Newman, A. C., Nakatsu, M. N., Chou, W., Gershon, P. D., Hughes, C. C. The requirement for fibroblasts in angiogenesis: fibroblast-derived matrix proteins are essential for endothelial cell luman formation. Mol Biol Cell. 22 (20), 3791-3800 (2011).
- Ohlund, D., Elyada, E., Tuveson, D. Fibroblast heterogeneity in the cancer wound. J Exp Med. 211 (8), 1503-1523 (2014).
- Guo, S., Dipietro, L. A. Factors affecting wound healing. J Dent Res. 89 (3), 219-229 (2010).
- Werner, S., Krieg, T., Smola, H. Keratinocyte-fibroblast interactions in wound healing. J Invest Dermatol. 127 (5), 998-1008 (2007).
- Shen, Y. J., et al. Genome-derived cytosolic DNA mediates type I interferon-dependent rejection of B cell lymphoma cells. Cell Rep. 11 (3), 460-473 (2015).
- Seluanov, A., Vaidya, A., Gorbunova, A. Establishing primary adult fibroblast cultures from rodents. J Vis Exp. (44), (2010).
- Baglole, C. J., et al. Isolation and phenotypic characterization of lung fibroblasts. Methods Mol Med. 117, 115-127 (2005).
- Alt, E., et al. Fibroblasts share mesenchymal phenotypes with stem cells, but lack their differentiation and colony-forming potential. Biol Cell. 103 (4), 197-208 (2011).
- Kuilman, T., Michaloglou, C., Mooi, W. J., Peeper, D. S. The essence of senescence. Genes Dev. 24 (22), 2463-2479 (2010).
- Lander, M. R., Moll, B., Rowe, W. P. A procedure for culture of cells from mouse tail biopsies: brief communication. J Natl Cancer Inst. 60 (2), 477-478 (1978).
- Moore, C. B., Allen, I. C. Primary ear fibroblast derivation from mice. Methods Mol Biol. (1031), 65-70 (2013).
- Liu, J., et al. Generation of stable pluripotent stem cells from NOD mouse tail-tip fibroblasts. Diabetes. 60 (5), 1393-1398 (2011).
