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Biologie du développement

Génération de cellules souches pluripotentes induites à partir de cellules T périphériques humains à l'aide de virus Sendai dans des conditions libres Feeder-

Published: November 11, 2015
doi:
10.3791/53225
, , , ,
1Department of Cardiology,Keio University School of Medicine, 2Department of Emergency and Critical Care Medicine,Keio University School of Medicine

Summary

This protocol describes how to generate induced pluripotent stem cells (iPSCs) from human peripheral T cells in feeder-free conditions using a combination of matrigel and Sendai virus vectors containing reprogramming factors.

Abstract

Récemment, CSPi ont attiré l'attention comme une nouvelle source de cellules pour des thérapies régénératrices. Bien que la méthode initiale pour CSPi générant invoqué fibroblastes dermiques obtenus par biopsie invasive et l'insertion génomique rétroviral de transgènes, il ya eu beaucoup d'efforts pour éviter ces inconvénients. Cellules périphériques humaines de T sont une source cellulaire unique pour générer des CSPi. iPSCs dérivées de cellules T contiennent des réarrangements du récepteur des cellules T (TCR) des gènes et sont une source de cellules T spécifiques d'antigène. En outre, le réarrangement T du récepteur de la cellule dans le génome a le potentiel pour marquer lignées cellulaires individuelles et la distinction entre les cellules transplantées et donateurs. Pour l'application clinique de iPSCs sûr, il est important de réduire au minimum le risque d'exposer iPSCs nouvellement générées à des agents nocifs. Bien que les cellules de sérum fœtal bovin et d'alimentation ont été essentielles pour la culture de cellules souches pluripotentes, il est préférable de les retirer du système de culture pour réduire le risquede pathogénicité imprévisible. Pour y remédier, nous avons établi un protocole pour générer CSPi de cellules périphériques T humains en utilisant le virus Sendai afin de réduire le risque d'exposition à des agents pathogènes CSPi indéfinis. Bien que le virus de Sendai manipulation nécessite un équipement avec le niveau de biosécurité appropriées, Sendai virus infecte les cellules T activées sans insertion du génome, mais avec une grande efficacité. Dans ce protocole, nous démontrons la génération de iPSCs à partir de cellules T périphériques humaines dans des conditions exemptes d'alimentation-en utilisant une combinaison de la culture des cellules T activées et le virus Sendai.

Introduction

CSPi ont attiré une attention considérable en tant que source d'inauguration de cellules pour la médecine régénérative 1-3. À ce jour, diverses méthodes pour générer des CSPi ont été rapportés 4,5. Parmi ceux-ci, CSPi générées à partir de cellules T humaines ont été d'un intérêt particulier en raison de la méthode moins invasive de l'échantillonnage de la cellule 6-8. En outre, iPSCs dérivée de cellules T contient le gène réarrangements du récepteur des cellules T (TCR) et sont donc une source de cellules T spécifiques d'antigène 9,10. Par conséquent, la génération de cellules T dérivées CSPi est utile pour progresser en toute sécurité la médecine régénérative.

Cette méthode est basée sur le concept de la réduction des risques de pathogénicité imprévisible. Pour l'application clinique sûre des CSPi il est important de réduire le risque d'exposition à des agents pathogènes 11. Auparavant, de nombreux systèmes de culture de cellules souches pluripotentes, les cellules nourricières et de sérum bovin foetal ont été utilisés comme réactif essentielS 12. Cependant, l'élimination de ces deux réactifs du système de culture est préférable pour la production iPSC à réduire les risques de pathogénicité imprévisible.

En outre, ce procédé présente l'avantage d'éviter l'échantillonnage de cellules invasive de patients et laborieux préparation de cellules nourricières. Parce que les lymphocytes T dérivés CSPi ont déjà été utilisés avec succès dans la recherche de la maladie 13,14, cette méthode est également applicable et utile pour générer des CSPi maladies spécifiques de patients.

Parmi les méthodes de reprogrammation de cellules T, en utilisant le vecteur virus de Sendai (SeV) comme un véhicule génique est une méthode qui peut générer des CSPi avec un rendement élevé 7,16. En outre, parce SeV est un virus à ARN simple brin et n'a pas besoin d'une phase d'ADN pour la réplication, son utilisation dans la production iPSC évite la rupture du génome de l'hôte 17-19. Par conséquent, nous avons établi des protocoles pour générer CSPi de cellules périphériques T humains dans le sérum-frEE et les conditions de libre-alimentation utilisant une combinaison de matrigel, moyen mTeSR et SeV vecteurs.

Protocol

1. Préparer les lymphocytes T activés humain Recueillir 10 ml héparinés sang total d'un donneur par ponction veineuse. Obtenir le consentement éclairé des donneurs à l'avance de la ponction veineuse. Ponction veineuse doit être effectué par du personnel qualifié et formé. Manipulez les échantillons sanguins obtenus avec du matériel stérile et des lignes directrices en matière de biosécurité appropriées suivantes. Diluer 10 ml de sang entier héparinisé avec 10 ml D-PBS (-). Mettre 15 ml de solution de Ficoll (PREMIUM Ficoll-Paque) dans un nouveau tube conique de 50 ml. Couche de la solution de sang de 20 ml préparée à l'étape 1.2 sur la solution de Ficoll à l'étape 1.3. En utilisant une pipette électrique, laissez solution de sang préparé à l'étape 1.2 courir lentement le long de la paroi intérieure du tube. Veillez à ne pas mélanger la solution de sang et de solution de Ficoll. Centrifuger à 400 g pendant 30 min à température ambiante. Réglez la vitesse de décélération centrifuge pour "ralentir". Remarque: Après centrifugation, une fine blanchecouche émerge entre une couche de plasma laiteuse supérieure et une couche de Ficoll inférieure claire. Cette mince couche blanche contient des cellules mononucléaires. Transférer la couche de cellules mononucléées dans un nouveau tube conique de 50 ml avec une pipette de 1 ml. Soyez prudent de ne pas inclure solution de Ficoll. Ajouter D-PBS (-) pour les cellules mononucléaires à un volume total de 10 ml, et centrifuger à 200 g pendant 5 min à température ambiante. Jeter le surnageant. Ajouter 10 ml de D-PBS (-) pour les cellules mononucléaires, et centrifuger à 200 g pendant 5 min à température ambiante. Jeter le surnageant, ajouter 1 ml de milieu KBM502 aux cellules mononucléaires recueillies, et de compter les cellules en utilisant un hémocytomètre. Plus de 5 x 10 6 cellules mononucléaires peuvent être obtenus à partir de 10 ml du sang total hépariné avec une séparation appropriée à l'aide de Ficoll. Préparer une solution anti-CD3 humain anticorps à une concentration de 10 pg / ml dans du D-PBS (-). Ajouter la solution d'anticorps anti-CD3 humain à une plaque de 6 puits, faire tremper les vaguesas de chaque puits et incuber le plat à 37 ° C dans un incubateur à CO 2 de 5% pendant au moins 30 min. Retirer la solution d'anticorps anti-CD3 humain à partir de chaque puits et laver une fois avec du D-PBS (-) juste avant l'ensemencement des cellules. Des cellules mononucléaires de semences qui ont été préparés à l'étape 1.9, à une densité de 2,5 x 10 5 cellules / cm 2 sur les CD3 anti-humain de l'anticorps enduit des plaques à 6 puits dans du milieu KBM502. Incuber à 37 ° C dans un 5 incubateur -CO 2% pendant 3-7 jours sans changement de milieu jusqu'à ce que les cellules atteignent la confluence T. Cellules T dans cette période sont les deux cellules en suspension et adhérents. 2. Infect T cellules humaines avec SeV Vecteurs Après la culture 3-7 jours, recueillir les cellules T activées avec un milieu existant par pipetage. Les transférer à un tube conique de 15 ml et centrifuger à 200 g pendant 5 min à température ambiante. Retirer le surnageant et ajouter 1 ml de milieu de KBM502 frais. Compter les cellules et la plaque 1.5 x 10 6 cellules (dans 2 ml de milieu frais KBM502) dans chaque puits d'une plaque à 6 puits revêtues d'anticorps anti-CD3. Décongeler les solutions SeV de OCT3 / 4-SEV / TSΔF, SOX2-SEV / TSΔF, KLF4-SEV / TSΔF, et c-MYC (HNL) -sev / TS15ΔF sur la glace. Ajouter les solutions contenant OCT3 SeV / 4-SeV / TSΔF, SOX2-SeV / TSΔF, KLF4-SeV / TSΔF, et c-MYC (HNL) -sev / TS15ΔF individuellement dans les puits, chacun à une multiplicité d'infection (MOI) 10. Incuber à 37 ° C dans un 5 incubateur -CO 2% pour 24 une autre heure. 3. Retirez Vecteurs SEV de la T cellules humaines 24 h après l'infection, les cellules infectées recueillir avec une pipette. Si il ya des cellules adhérentes, elles se détachent facilement les pipetage à plusieurs reprises de haut en bas. Les transférer à un tube conique de 15 ml, et centrifuger à 200 g pendant 5 min à température ambiante. Retirer le surnageant contenant les vecteurs SEV, et ajouter 2 ml de milieu de KBM502 frais. Cellules replate dans each des puits. Incuber à 37 ° C dans un 5 incubateur -CO 2% pour une heure 24 supplémentaire. 4. Les cellules réensemencer sur une couche de Matrigel Préparer la solution de la matrice de la membrane basale par le gel de la matrice de la décongélation (s'il vous plaît voir la liste des matériaux pour la marque spécifique utilisée dans cette étude) au 4 ° C et la dissolution de 0,2 ml dans 10 ml de milieu DMEM / F12. Remarque: gel de Matrix (voir s'il vous plaît la Liste des matériaux pour la marque spécifique utilisée dans cette étude) besoin de dégeler O / N à 4 ° C pour être complètement dégelé. Gardez-le sur la glace jusqu'à ce que juste avant l'utilisation. Planche 5 ml de solution de matrice de la membrane basale dans des plats par boîte de 100 mm et de laisser à température ambiante pendant au moins 30 min avant l'ensemencement des cellules. Au moins deux plats de 100 mm sont nécessaires pour une expérience. Recueillir des cellules SeV-infectés par le pipetage, les transférer dans un tube conique de 15 ml, et centrifuger à 200 g pendant 5 min à température ambiante. Retirer le surnageant et ajouter 1 ml de milieu de KBM502 frais. Comptez le nombre de CElls en utilisant un hémocytomètre, retirez la solution sous-sol de la matrice de la membrane des plats de 100 mm préparé à l'étape 4.2 et la plaque 1 × 10 5 et 1 × 10 6 cellules (dans 10 ml de milieu de mTeSR frais) sur un 100-mm membrane basale matrice revêtu de la vaisselle. Enfin, utilisez la plaque dans laquelle les colonies sont facilement ramassés. Incuber le plat à 37 ° C dans un 5 incubateur% -CO 2 H / N. Changer le support à 10 ml chair moyen mTeSR chaque autre jour. Remarque: Environ 20-30 jours après l'infection, les colonies qui ressemblent étroitement à des cellules souches embryonnaires (CSE) apparaîtra. 5. Développer T CSPi cellulaires dérivées Préparer la solution de la matrice de la membrane basale par le gel de la matrice de la décongélation (s'il vous plaît voir la liste des matériaux pour la marque spécifique utilisée dans cette étude) au 4 ° C et la dissolution de 0,2 ml dans 10 ml de milieu DMEM / F12. Planche 1 ml de la solution de matrice de membrane basale par puits dans une plaque à 6 puits et laisser à température ambiante pendant aumoins 30 min avant prélèvement de colonies. Remplir une plaque de 96 puits avec 20 pi de milieu mTeSR par puits. Sélectionnez colonies qui ressemblent CES sous le stéréomicroscope aide d'une pipette de 20 pi. Remarque: Les colonies de CES et CSPi sont rond et plat comme dans la figure 1B. Transfert colonies sélectionnées dans la plaque de 96 puits rempli avec un milieu mTeSR à l'étape 5.3. Ajouter 200 pi de milieu mTeSR à chaque puits et soigneusement la pipette de haut en bas pour briser la colonie en petites touffes sous le stéréomicroscope aide d'une pipette de 200 pi. Retirer la solution de la matrice de la membrane basale du bien préparé en 5.2 et de mettre chaque colonie dans un puits de la matrice revêtu membrane basale plaque de 6 puits avec 2 ml de milieu mTeSR par puits. Changer le support à 2 ml chair moyen mTeSR tous les autres jours. 6. Maintenir T CSPi cellulaires dérivées Les iPSCs dérivés de cellules T peuvent être maintenuset stockée en utilisant les mêmes techniques que pour les CSPi humaines et CES de l'homme. Une fois colonies iPSC grandissent, développez-les dans de grands plats en répétant la même procédure. Changer le support mTeSR tous les 1-2 jours. Lorsque les colonies deviennent confluentes tous les 5-7 jours, passage des cellules en utilisant une solution de dissociation pour les CSPi humaines et CES de l'homme conformément aux instructions du fabricant.

Representative Results

En utilisant ce protocole, les utilisateurs sont en mesure de générer des CSPi de cellules périphériques T humains de manière stable. génération iPSC à partir de cellules avec SeV et matrigel T a montré environ 0,002% -. 0,005% de l'efficacité de la reprogrammation cellulaire entre plusieurs cas de donateurs et SeV ont pas été détectés après plusieurs passages 16 Figure 1A montre un schéma du protocole pour générer des cellules T-dérivé CSPi dans des conditions exemptes de cellules nourricières utilisant matrigel et moyennes mTeSR. Environ 20-30 jours après l'infection par SEV, colonies iPSC sont reconnus par leur ESC colonie comme la morphologie (figure 1B). Immunofluorescence a révélé l'expression de marqueurs de cellules pluripotentes typiques (NANOG, OCT3 / 4, SSEA4, TRA-1-60, et TRA-1-81) dans T CSPi dérivés de cellules généré dans des conditions sans cellules nourricières (figure 1C). "Width =« 700 "/> Figure 1. (A): Un schéma du protocole pour la reprogrammation des cellules T dans des conditions sans cellules nourricières dans cette étude. (B): Une colonie iPSC ESC comme typique le jour 27 après le prélèvement de sang dans des conditions sans alimentation. (C): ALP coloration et immunofluorescence pour les marqueurs de pluripotence et de surface (NANOG, OCT3 / 4, SSEA4, TRA-1-60, et TRA-1-81) dans T CSPi dérivés de cellules produites dans des conditions sans alimentation. S'il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de cette figure.

Discussion

We describe a protocol for generating iPSCs from human peripheral T cells in serum-free and feeder-free conditions using a combination of matrigel, mTeSR medium, and SeV vectors. For clinical applications of iPSCs, it is important to have a protocol for stably generating iPSCs and a less-invasive method for cell sampling. Although generating iPSCs with the combination of matrigel and mTeSR medium showed lower reprogramming efficiency than that with knockout serum replacement (KSR) medium and feeder-cells, this combination achieves stable generation of iPSCs from donors16. Stable iPSC generation and less-invasive cell sampling has the advantage of being able to increase the number of donors for iPSC generation.

SeV vectors, a minus-strand RNA virus, is not integrated into the host genome. Therefore the risks of tumorigenesis can be avoided at the step of reprogramming factor induction20-24. Additionally, the feeder-free conditions, which use a combination of defined culture medium and matrigel instead of a feeder layer, make it possible to minimize the potential risks of exposure to unknown exogenous factors. The fusion of these techniques provides a less invasive and safer iPSC technology for regenerative medicine16.

Important steps in this protocol are the step of activating human T cells (Step 1) and infecting them with SeV vectors (Step 2). When no ESC-like colony is obtained in the culture dish at an optimal time after SeV infection, the following should be considered. First, the confluency of the mononuclear cells before T cell activation may not be appropriate because optimal activation of T cells is critical for SeV infection25,26. Too high a density of mononuclear cells leads to cell death, interfering with the proper activation of T cells. Too low a density of mononuclear cells also disturbs the proper activation and proliferation of T cells. Therefore, the confluency of mononuclear cells should be checked and adjusted accordingly. Second, the dosage of SeV vectors may not be sufficient. The induction efficiency of iPSC colonies depends on the dosage of the virus6. If no ESC-like colony is observed after SeV infection, the option of increasing the virus dosage up to an MOI of 15-20 should be considered. If signs of iPSC colony differentiation are observed, the frequency at which medium is changed may be increased up to every other day, or to every day when colonies are larger.

The limitation in this protocol consists of this method not being virus free. Although SeV for cell reprogramming is commercially available with ease, users need to prepare equipment according to the appropriate biosafety level. As another method for generating integration-free iPSCs, episomal vectors have been used until now27-29. Although episomal vectors can be used with equipment with a lower level of biosafety, episomal vectors might insert into the host genome at extremely low rates. Therefore, additional checks are required to confirm the disappearance of transgenes, as when using SeV.

There is another limitation in that this technique is not absolutely free from animal-derived products. Some substrates, such as matrigel, anti-CD3 mAb, dissociation solution and SeV solution are derived from animal products and are therefore associated with a risk of transferring xenogeneic pathogens. However, the reduction of animal-derived substrates in the culture system is meaningful for the clinical application of iPSC technology due to the lower risk.

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Nous remercions Yoshiko Miyake, Sayaka Kanaami, Chihana Fujita, Miho Yamaguchi, Natsuko Henmi, et Rei Ohno de l'École de médecine de l'Université de Keio pour l'assistance technique. Ce travail a été financé en partie par un programme de soutien à la R & D Systems pour accélérer l'utilisation pratique des résultats de la recherche en santé, et le Programme de route pour la réalisation de la médecine régénérative.

Materials

Ficoll-Paque PREMIUM GE Healthcare 17-5442-02
Purified NA/LE mouse anti-human CD3 BD Pharmingen 555336
KBM502 medium KOHJIN BIO 16025020 Warm in 37 ℃ water bath before use
Bovine albumin fraction V solution Gibco 15260-037
BD Matrigel Matrix Growth Factor Reduced BD Biosciences 354230 Thaw completely at 4℃ overnight and dilute it 50 times with Dulbecco's Modified Eagle's Medium before coating culture dishes
mTeSR1 medium kit STEM CELL 5850 Warm at room temperature before use
Dissociation Solution ReproCELL RCHETP002
D-PBS(–) Wako 045-29795
SeV Vector kit CytoTune-iPS ver.1.0 DNAVEC DV-0303c Thaw on ice before use
100-mm tissue culture dish Falcon 353003
96-well tissue culture plate Falcon 353078
6-well tissue culture plate Falcon 353046
15ml Centrifuge Tube Greiner Bio-One  188271
50ml Centrifuge Tube Greiner Bio-One  227261
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References

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Citer Cet Article
Kishino, Y., Seki, T., Yuasa, S., Fujita, J., Fukuda, K. Generation of Induced Pluripotent Stem Cells from Human Peripheral T Cells Using Sendai Virus in Feeder-free Conditions. J. Vis. Exp. (105), e53225, doi:10.3791/53225 (2015).
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