В этом видео мы опишем процедуру имплантации хронический оптического изображения камеры на спинной спинного мозга живую мышь. Камера, хирургическая процедура, и хронический изображений пересматриваются и продемонстрировал.
Studies in the mammalian neocortex have enabled unprecedented resolution of cortical structure, activity, and response to neurodegenerative insults by repeated, time-lapse in vivo imaging in live rodents. These studies were made possible by straightforward surgical procedures, which enabled optical access for a prolonged period of time without repeat surgical procedures. In contrast, analogous studies of the spinal cord have been previously limited to only a few imaging sessions, each of which required an invasive surgery. As previously described, we have developed a spinal chamber that enables continuous optical access for upwards of 8 weeks, preserves mechanical stability of the spinal column, is easily stabilized externally during imaging, and requires only a single surgery. Here, the design of the spinal chamber with its associated surgical implements is reviewed and the surgical procedure is demonstrated in detail. Briefly, this video will demonstrate the preparation of the surgical area and mouse for surgery, exposure of the spinal vertebra and appropriate tissue debridement, the delivery of the implant and vertebral clamping, the completion of the chamber, the removal of the delivery system, sealing of the skin, and finally, post-operative care. The procedure for chronic in vivo imaging using nonlinear microscopy will also be demonstrated. Finally, outcomes, limitations, typical variability, and a guide for troubleshooting are discussed.
Покадровый в естественных условиях микроскопии в интактных организмов позволяет прямую визуализацию сложных биологических процессов, которые недоступны для традиционного анализа точки одноразовые, таких как иммуногистохимии. В частности, многофотонной микроскопии (MPM) 1 позволяет изображений в ткани рассеяния, например, в коре головного мозга грызунов, где изображения до 2,3 и свыше 4 1 мм была достигнута. В сочетании с хирургическими препаратов 5-7, в котором одна процедура позволяет оптический доступ к мозгу в течение нескольких недель до нескольких месяцев, эти микроскопические подходы были использованы для изучения динамических процессов в мозге здоровых и больных государств 8-11. Кроме того, протоколы были разработаны 12,13, которые обеспечивают для работы с изображениями в естественных условиях у бодрствующих (то есть, не под наркозом) животных, что позволяет функциональной визуализации сотовой резолюции, в ходе поведенческих тестах. Эти протоколы были использованы для comparisДополнения коррелированных нейронной активности 14, астроцитов кальция сигнализации 15 под наркозом и активных животных, определение конкретных задач нейронных кластеров 16, а способность нейронов к дискриминации Расположение объекта на усов стимуляции 17.
Учитывая потенциал этого подхода для выяснения здоровых и патологических механизмов замедленной в естественных изображений была применена к мыши спинного мозга (SC), что позволяет для идентификации острой дегенерации аксонов (AAD) в качестве механизма болезни 18. Последующие исследования исследовали эффекты периферийных поражений на спинальных ганглиях (DRG) регенерации аксонов 19, роль кровеносных сосудов в аксонов регенерации 20, глиальных хемотаксис в ответ на повреждения 21, миграция Т-клеток в экспериментальный аутоиммунный энцефаломиелит (ЭАЭ) 22, деятельности микроглии 23,24 и астроциты 25 в ответ на amyotrophIC латеральный склероз (ALS), роль STAT-3, в аксонов после травмы SC (SCI) 26, и механизм потери аксонов и восстановления в EAE 27. Несмотря на успех этих подходов, все эти исследования были ограничены либо одной сессии изображений, тем самым ограничивая исследования для краткосрочных динамики, либо требуется повторное хирургическое отверстия животного в каждый момент времени визуализации точки, ограничивая количество точек время доступных и увеличивая вероятность смешанных экспериментальных артефактов. Протоколы для этих операций были опубликованы ранее 28,29.
Недавно мы опубликовали методику 30 для имплантации хронической спинного камеры, что позволило покадровой MPM изображений в мыши СУ в течение нескольких недель без необходимости повторных операций. Короче говоря, это хирургическая подготовка входило проведение ламинектомию в нижней грудного отдела позвоночника и имплантацию четырех частей камеры. Палата, втри специально обработанные детали из нержавеющей стали, что зажатые позвонков вокруг ламинектомию, и покровного стекла, расположенную над СК и крепится с помощью силиконового эластомера. Этот метод позволил рутинной изображений для более чем 5 недель после операции у здоровых и раненых государств без необходимости повторных операций. Число изображений моменты времени было ограничено только частоты, на которой животное может переносить обезболивающий индукции. Срок службы изображений был ограничен ростом плотной волокнистой ткани на поверхности КА. Кроме того, мы убедились, что хирургическое имплантата не было долгосрочный эффект на моторные функции.
С нашей первой публикации, альтернативные подходы также дают возможность долгосрочного изображений в СК были описаны в других 31-33. Этот протокол демонстрирует нашу процедуру имплантации в спинной камеру мы разработали.
Методика продемонстрирована здесь позволяет повторного замедленной, в естественных изображений в спинной мыши SC из многих недель после операции, без необходимости последующих хирургических процедур. Эта процедура представляет собой существенное улучшение по сравнению с повтор-хирургии визуальных исследований или над portmortem гистологических подходов, когда теряется информация о клеточной динамики. Напомним, ранее 30 продемонстрировали ценность этого метода для изучения SCI патологии в естественных условиях.
Максимальная продольная протяженность визуализации был обусловлен увеличением плотной волокнистой ткани над спинной поверхности КА. Со временем, этот рост привел к потере контраста и разрешающей способности изображения. Этот рост был также замечен в альтернативных хирургических препаратов 31. Занимательно, что мы обнаружили, что этот рост может быть сведено к минимуму путем тщательного промывания дорсальной поверхности SC, чтобы удалить продукты крови, уплотнение поверхностьвырезать кости с цианоакрилату, герметизации краев камеры также с силиконового эластомера, и свести к минимуму промежуточного пространства между спинной СК и покровного стекла.
Недавно другой подход совпадает с нашим использованием поликарбоната камеру была продемонстрирована 32. Использование поликарбоната имеет преимущество, поскольку он совместим с рентгеновским и условий Акустоскопия, что не дело для наших деталей из нержавеющей стали. Тем не менее, с теперь уже повсеместно технологии 3D принтеров, камера части могут быть изготовлены из самых разнообразных материалов, в соответствии с конкретными потребностями. Мы недавно напечатаны все наши детали в ясной фотополимера.
Одним из ключевых недостатков закрытой камере неспособность управлять повторных доз препаратов или экзогенных красителей, пригодных для SC изображений 34. Однако, спекулируя на механической стабильности нашей нынешней системе, мы уже использовали нашу нынешнюю камеру, чтобы успешноLY якорь интратекальный катетер, соединенный с имплантировали подкожно инъекции порт, который позволил доставки наркотиков в различные моменты времени даже в закрытой системе камеры (неопубликованная работа). Кроме того, из-за модульной природы верхней пластины, будущие версии этого препарата будет включать в себя закрывающийся камеру, чтобы позволить для повторного применения обоих терапевтических агентов и флуоресцентных меток. Можно также представить себе верхние пластины с креплениями для записи электроды, оптические вставки, и порты для доставки лекарственных средств. Такие добавки, вероятно, будет более сложным для реализации, используя более минималистский систему Fenrich и др. 31. В заключение, наша камера обеспечивает шлюз платформу, на которой может быть основано различные эксперименты.
The authors have nothing to disclose.
We thank Dr. Joseph R. Fetcho for his input throughout the development of the procedure.We would like to acknowledge funding from the US National Institutes of Health (R01 EB002019 to C.B.S and DP OD006411 to Joseph R. Fetcho) and the National Science and Research Council of Canada (to M.J.F.) for financial support.
Name of Material/ Equipment | Company | Catalog Number | Comments/Description |
Vannas scissors | Fine Science Tools | 15000-04 | |
forceps, scissors, scalpel, etc. | Fine Science Tools | multiple | |
retractor kit -magnetic fixator | Fine Science Tools | 18200-02 | |
retractor kit -retractor | Fine Science Tools | 18200-09 | other retractors may also be used |
retractor kit -elastomer | Fine Science Tools | 18200-07 | |
feedback controlled heating blanket | CWE Inc. | Model: TC-1000 Mouse Part No. 08-13000 | |
stereotax | N/A | see Farrar et al, Nat. Meth., 9, 297, 2012, Supplement (online) | |
spinal chamber | N/A | see Farrar et al, Nat. Meth., 9, 297, 2012, Supplement (online) | |
spinal chamber holders | N/A | see Farrar et al, Nat. Meth., 9, 297, 2012, Supplement (online) | |
Cyanoacrylate glue | Loctite | Loctite 495 | multiple suppliers |
Teets Cold Cure Coral Powder (dental acrylic powder) | Teets | Mfg. Part: 8101 | multiple suppliers |
Teets Cold Cure Liquid (dental acrylic liquid) | Teets | Mfg. Part: 8501 | multiple suppliers |
Glycopyrrolate | MWI Veterinary Supply | MWI SKU: 29706 (Baxter 1001901602) | |
D-(+)-Glucose | Sigma-Aldrich | G5767 | |
Bupivacaine | MWI Veterinary Supply | MWI SKU: 029841 (Hospira 116301) | |
Ketoprofen | MWI Veterinary Supply | MWI SKU: 002800 (Pfizer 2193) | |
Dexamethasone | MWI Veterinary Supply | MWI SKU: 501012 (VetOne 1DEX032) | |
KwikSil Elastomer | World Precision Inc. | KWIK-SIL | |
KwikSil Mixing Tips | World Precision Inc. | KWIKMIX |