Summary

在斑马鱼幼虫脊髓横断

Published: May 21, 2014
doi:

Summary

脊髓横断后,成年斑马鱼具有功能恢复六个周后,损伤。要利用幼虫的透明度,恢复快的,我们提出了横断幼虫脊髓的方法。横断后,我们通过后3天观察伤感觉恢复在开始后2天伤,和C-弯曲运动。

Abstract

脊髓损伤是由于缺乏低于损伤水平轴突再生,以及为无法重新开始脊髓神经发生下列哺乳动物失败的感觉和运动恢复。然而,一些anamniotes包括即使在脊髓完全切断了斑马鱼表现出感觉和功能恢复。成年斑马鱼是一个既定的模式生物再生研究脊髓损伤后,用感觉和运动恢复6周后受伤。要利用体内分析的再生过程中的透明斑马鱼幼虫可用以及遗传工具的成人无法访问,我们用斑马鱼幼虫脊髓横断后,研究再生。在这里,我们展示了一种可重复和可核查的横切幼虫脊髓。横断后,我们的数据表明感觉恢复在开始后2天伤(DPI),机智h时的C-弯曲运动检测的3 DPI和恢复自由游泳5 DPI的。因此,我们提出了斑马鱼幼虫作为一个配套工具的成年斑马鱼来进行恢复脊髓损伤后的研究。

Introduction

重大创伤人类脊髓常常导致永久性瘫痪和下面损伤水平感觉丧失,由于无法再生的轴突或重新开始神经发生1,2。相反,哺乳动物,但是,anamniotes包括蝾螈和斑马鱼( 斑马鱼 ),即使完全脊髓横断3,4展现强劲复苏。

成年斑马鱼是一种行之有效的模式,研究恢复过程脊髓损伤5-7。下面的完整脊髓横断,感觉和机车功能重建是在成年斑马鱼6周后,受伤8观察。为了检查体内的再生过程中,我们转向透明斑马鱼幼鱼9。

在这里,我们提出了一个方法来样带5天后受精(DPF)的斑马鱼幼虫USI脊髓纳克斜面显微注射移液管的手术刀,从哈特改性等人 10此方法支持高吞吐量,低死亡率,和可再现性。通过练习,幼虫300 /小时,可横切,和6个月以上个断面,其中包括超过3,600动物,98.75%±0.72%存活,直到后7天损伤(DPI)。我们的数据显示感官和运动的快速恢复,以及:1 dpi时,所有的运动者受伤的鱼只由胸鳍运动驱动。然而,幼虫开始响应由2 dpi至钨针尾触摸到横断,重新建立C-弯曲的移动由3 DPI,并通过5 dpi 11个图显示掠夺游泳。使用抗乙酰化微管蛋白抗体染色,我们已经证实,轴突是从损伤部位在1 dpi的缺席,但拥有5 DPI越过损伤部位。我们相信,该协议将提供宝贵的技术轴突再生和神经在脊髓损伤后的研究。 </p>

Protocol

斑马鱼是按照标准程序提出和繁殖;实验已获犹他州实验动物管理和使用委员会的大学。 1,准备手术的板使手术板块下使用60毫米培养皿和的Sylgard 184有机硅弹性体套件,下列制造商的说明。填写菜不超过半满以上,并允许聚合。店铺覆盖在室温下。 2制备的微量移液器通过加热和使用作出显微注射针相同的设置拉薄壁硼硅毛细管中微?…

Representative Results

以降低周围的损伤部位的组织损伤的严重程度,微量的适当斜角是至关重要的。 图1A示出一个正确的斜面的尖端。使用尖太宽( 图1B)往往导致更高的死亡率,由于切口的背主动脉的可能性增加,同时一个提示,太窄( 图1C)的倾向一目了然从皮肤而不是切割组织。 实施本技术,但有利的是使用一个记者线如玻璃转化温度(elevl3?…

Discussion

当最初学习这个技术,我们建议尝试在单个会话不超过50-100个断面。掌握这一技术后,我们能够横切高达每300小时的胚胎;然而,吞吐量这个级别需要每周练习了几个月。我们还建议实行带记者一行和验证完整的横断直到不完全性脊髓横断伤的发生率降低到1%以下。

在成年斑马鱼脊髓横断是一个行之有效的和强大的技术研究轴突再生和神经损伤后。通过将这种分析成幼虫生物…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

我们感谢犹他大学的斑马鱼设施畜牧业。 RID是由美国国立卫生研究院R56NS053897支持,以及LKB是由霍华德休斯医学研究所医学 – 到 – 毕业倡议支持的博士前受训者。

Materials

Name of Material/ Equipment Company Catalog Number Comments/Description
60mm petri dish VWR 82050-544
100mm petri dish VWR 89038-968
Sylgard 184 Silicone Elastomer Kit Fisher Scientific NC9644388
borosilicate capillary tubing: OD 1.00mm ID 0.78mm Warner Instruments Inc. 64-0778
forceps Fine Scientific Tools Inc. 11252-30
disssection microscope Nikon SMZ6454
microgrinder Narishige EG-44
Gentamycin Sulfate Amresco Inc. 0304-5G dissolve in water 10mg/ml, store at -20°C
Tricaine Acros Organics 118000100
cotton tipped applicator, wood, 6-inch Fisher Scientific 23-400-101
1ml syringe BD 309625
27 ga. needle BD 305109
Fry food Argent Labs F-ARGE-PTL-CN store at -20°C
micropipette puller Sutter Instrument Co. Model P-97 Box Filament FB330B
20x E2 (1L) store at RT
17.5g NaCl Fisher Scientific S671-500
0.75g KCl Fisher Scientific P217-500
2.90g CaCl2·2H2O Sigma    C7902-500G
4.90g MgSO4·7H2O Merck MX0070-1
0.41g KH2PO4 Fisher Scientific P285-500
0.12g Na2HPO4 Sigma    S0876-500G
500x NaCO3 (10ml) make fresh, discard extra
0.35g NaCO3 Sigma S5761
1x E2 (1L) store at RT
50ml 20x E2
2ml fresh 500x NaCO3

References

  1. Houweling, D. A., Bär, P. R., Gispen, W. H., Joosten, E. A. Spinal cord injury: bridging the lesion and the role of neurotrophic factors in repair. Progress in brain research. 117, 455-471 (1998).
  2. Mikami, Y., et al. Implantation of dendritic cells in injured adult spinal cord results in activation of endogenous neural stem/progenitor cells leading to de novo neurogenesis and functional recovery. Journal of neuroscience research. 76 (4), 453-465 (2004).
  3. Chernoff, E. A. G., Sato, K., Corn, A., Karcavich, R. E. Spinal cord regeneration: intrinsic properties and emerging mechanisms. Seminars in Cell & Developmental Biology. 13 (5), 361-368 (2002).
  4. Kuscha, V., Barreiro-Iglesias, A., Becker, C. G., Becker, T. Plasticity of tyrosine hydroxylase and serotonergic systems in the regenerating spinal cord of adult zebrafish. The Journal of comparative neurology. 520 (5), 933-951 (2012).
  5. Becker, C. G., Lieberoth, B. C., Morellini, F., Feldner, J., Becker, T., Schachner, M. L1.1 is involved in spinal cord regeneration in adult zebrafish. The Journal of Neuroscience: The Official Journal of the Society for Neuroscience. 24 (36), 7837-7842 (2004).
  6. Hui, S. P., Dutta, A., Ghosh, S. Cellular response after crush injury in adult zebrafish spinal cord. Developmental Dynamics: An Official Publication of the American Association of Anatomists. 239 (11), 2962-2979 (2010).
  7. Goldshmit, Y., Sztal, T. E., Jusuf, P. R., Hall, T. E., Nguyen-Chi, M., Currie, P. D. Fgf-dependent glial cell bridges facilitate spinal cord regeneration in zebrafish. The Journal of neuroscience: the official journal of the Society for Neuroscience. 32 (22), 7477-7492 (2012).
  8. Reimer, M. M., et al. Motor neuron regeneration in adult zebrafish. The Journal of Neuroscience: The Official Journal of the Society for Neuroscience. 28 (34), 8510-8516 (2008).
  9. Hale, M. E., Ritter, D. A., Fetcho, J. R. A confocal study of spinal interneurons in living larval zebrafish. The Journal of comparative neurology. 437 (1), 1-16 (2001).
  10. Bhatt, D. H., Otto, S. J., Depoister, B., Fetcho, J. R. Cyclic AMP-induced repair of zebrafish spinal circuits. Science. 305 (5681), 254-258 (2004).
  11. McClenahan, P., Troup, M., Scott, E. K. Fin-tail coordination during escape and predatory behavior in larval zebrafish. PloS one. 7 (2), (2012).
  12. Kim, C. H., et al. Repressor activity of Headless/Tcf3 is essential for vertebrate head formation. Nature. 407 (6806), 913-916 (2000).

Play Video

Citer Cet Article
Briona, L. K., Dorsky, R. I. Spinal Cord Transection in the Larval Zebrafish. J. Vis. Exp. (87), e51479, doi:10.3791/51479 (2014).

View Video