La disección e inmunohistoquímica de larva, pupa y adulto<em> Drosophila</em> Retinas
Summary
La<em> Drosophila</emRetina> es una red cristalina de tipo compuesto por un pequeño número de tipos de células que se generan de una manera estereotipada<sup> 1</sup>. Su docilidad al análisis genético sofisticado permite el estudio de complejos programas de desarrollo. Este protocolo describe disecciones e inmunohistoquímica de retinas en tres etapas de desarrollo discretos, con un enfoque en la diferenciación de los fotorreceptores.
Abstract
El ojo compuesto de Drosophila melanogaster se compone de alrededor de 750 omatidios (ojos unitarios). Cada ommatidium se compone de alrededor de 20 células, incluyendo las células secretoras de cono-lente, células de pigmento, una célula de cerdas y ocho fotorreceptores (RP) R1-R8 2. Los BPs tienen estructuras especializadas microvillar, los rhabdomeres, que contienen pigmentos sensibles a la luz, la rodopsina (RHS). Los rhabdomeres de seis rupias (R1-R6) forman un trapecio y contienen Rh1 3 4. Los rhabdomeres de R7 y R8 están situados en tándem en el centro del trapezoide y comparte el mismo camino de la luz. R7 y R8 RP estocásticamente expresan diferentes combinaciones de RHS en dos subtipos principales 5: En el subtipo 'p', p RH3 en R7s se acopla con Th5 en p R8s, mientras que en el subtipo 'y', Th4 en R7s y se asocia con RH6 en y r8s 6 7 8.
Especificación temprana de RP y desarrollo de omatidios comienza en el ojo larval-antenal disco imaginal, una monocapa de células epiteliales. Una ola de diferenciación barre a través del disco 9 e inicia el ensamblaje de células indiferenciadas en ommatidia 10-11. El R8 'célula fundador se especifica primero y recluta R1-6 y R7 12-14. Posteriormente, durante el desarrollo pupal, PR diferenciación conduce a amplios cambios morfológicos 15, incluyendo la formación de rhabdomere, sinaptogénesis y la expresión final rh.
En este protocolo, se describen métodos para disecciones de retina y de inmunohistoquímica en tres períodos definidos de desarrollo de la retina, que se pueden aplicar para abordar una variedad de cuestiones relativas a la formación de la retina y las vías de desarrollo. Aquí, nosotros usamos estos métodos para visualizar la gradual diferenciación PR a nivel de una sola célula en su totalidad larval monte, midpupal retinas y adultos ( <strong> Figura 1).
Protocol
Discussion
1. Solución de problemas
En nuestra experiencia, las disecciones requieren práctica (hasta varias semanas) y son facilitados por lograr una posición cómoda de la mano 21 descansando los codos y los antebrazos sobre la mesa y con los dedos en contacto con la placa de disección. De esta forma los dedos, los pulgares sólo el, índice y medio realizar movimientos sutiles.
Extracción de la lámina sin dañar los fotorreceptores es probablemente el paso …
Divulgations
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Este trabajo fue apoyado por una beca de Ehrman a HY. H., Jane Coffin Childs Memorial Fund para la beca de investigación postdoctoral médica a JJR, NIH subvención F32EY016309 a DV, una Beca Universidad de Nueva York Dean Disertación para DJ, NIH EY13010 GrantR01 para CD y una beca de la DFG a JR (RI 2208/1- 1). Damos las gracias a Nina Vogt y Boodram Pamela para comentarios sobre el manuscrito.
Materials
| Reagent | |||
| Phosphate-buffered saline (PBS1x, pH 7.4) | Sigma | Prepare 10x stock solution 20. Dilute with distilled water to obtain 1x PBS and store at room temperature. Cool on ice before dissections. | |
| Triton-X 100 | Sigma | 9002-93-1 | Caution: Irritant! Wear gloves. Prepare 50 ml 1xPBS with 0.3% Triton X-100 (PBST). Store at room temperature. |
| 37% formaldehyde solution | Fisher Scientific | F75P1GAL | Caution: Toxic, probable human carcinogen! Wear gloves. Before the fixation step, freshly prepare 3.7% solution in a chemical fume hood by diluting with PBS, store on ice. |
| 5% normal horse serum | Jackson Immuno Research | 008-000-001 | Prepare 5% v/v dilution in PBST. Store at four degrees. |
| Primary and secondary antibodies (e.g. Donkey anti-sheep Alexa Fluor 488, Donkey-anti rabbit Alexa Fluor 555, Donkey anti-mouse Alexa Fluor 647) | Invitrogen Molecular Probes | A11015 A31572 A31571 |
Dilute secondary antibodies 1:800 in PBST and store at four degrees. |
| Alexa Fluor 488 Phalloidin | A12379 | Dilute 1:100 in secondary antibody solution. | |
| Slowfade Gold Antifade reagent | Invitrogen Molecular Probes | S36936 | Mounting medium. Store at -20 degrees. |
| Glycerol | Fisher Scientific | G31-1 | For mounting. Prepare 10 ml of 50% dilution with distilled water, store at room temp. |
| CO2 | For anesthetizing adult flies. | ||
| Equipment | |||
| Two sharp forceps (Dumont #55) | Fine Science Tools | 11255-20 | |
| Sylgard 184 Silicone Elastomer Kit | Dow Corning | Prepare Sylgard dissection dish by filling a plastic Petri dish with Sylgard mixture. | |
| Three-well glass dissection dishes | Fisher Scientific | 21-379 | |
| Two minutien dissecting pins (0.1 mm diameter) and two pinholders (12 cm) | Fine Science tools | 26002-10 | Insert one minutien pin in each of the two pinholders and bend one of the pins to form a hook. |
| Microscope cover slips (22×22-1 and 24×40-1) | Fisher Scientific | 12-542A | |
| Microscope slides (25x75x1.0 mm; precleaned) | Fisher Scientific | 12-550-143 | |
| 1.5 ml microcentrifuge tubes | |||
| Clear nail polish or Scotch tape | |||
| Orbital shaker | Bellco | ||
| Slide holder box | Fisher Scientific | ||
| Parafilm | Bemis | PM996 | |
| Thin paintbrush | |||
| P20 and P200 micropipettes and tips | |||
| Dissecting microscope | |||
| Small bucket with ice | For cooling the glass well plates, dissected retinas and solutions. |
References
- Ready, D. F., Hanson, T. E., Benzer, S. Development of the Drosophila retina, a neurocrystalline lattice. Dev. Biol. 53, 217-240 (1976).
- Hardie, R. C., D, O. t. t. o. s. o. n. Functional organization of the fly retina. Sensory Physiology. 5, 1-79 (1985).
- O’Tousa, J. E. The Drosophila ninaE gene encodes an opsin. Cell. 40, 839-850 (1985).
- Zuker, C. S., Cowman, A. F., Rubin, G. M. Isolation and structure of a rhodopsin gene from D. melanogaster. Cell. 40, 851-858 (1985).
- Rister, J., Desplan, C. The retinal mosaics of opsin expression in invertebrates and vertebrates. Dev. Neurobiol. 71, 1212-1226 (2011).
- Chou, W. H. Identification of a novel Drosophila opsin reveals specific patterning of the R7 and R8 photoreceptor cells. Neuron. 17, 1101-1115 (1996).
- Chou, W. H. Patterning of the R7 and R8 photoreceptor cells of Drosophila: evidence for induced and default cell-fate specification. Development. 126, 607-616 (1999).
- Papatsenko, D., Sheng, G., Desplan, C. A new rhodopsin in R8 photoreceptors of Drosophila: evidence for coordinate expression with Rh3 in R7 cells. Development. 124, 1665-1673 (1997).
- Wolff, T., Ready, D. F. The beginning of pattern formation in the Drosophila compound eye: the morphogenetic furrow and the second mitotic wave. Development. 113, 841-850 (1991).
- Roignant, J. Y., Treisman, J. E. Pattern formation in the Drosophila eye disc. Int. J. Dev. Biol. 53, 795-804 (2009).
- Tsachaki, M., Sprecher, S. G. Genetic and developmental mechanisms underlying the formation of the Drosophila compound eye. Dev. Dyn. 241, 40-56 (2012).
- Tomlinson, A., Ready, D. F. Neuronal differentiation in Drosophila ommatidium. Dev. Biol. 120, 366-376 (1987).
- Zipursky, S. L. Molecular and genetic analysis of Drosophila eye development: sevenless, bride of sevenless and rough. Trends Neurosci. 12, 183-189 (1989).
- Basler, K., Hafen, E. Specification of cell fate in the developing eye of Drosophila. Bioessays. 13, 621-631 (1991).
- Charlton-Perkins, M., Cook, T. A. Building a fly eye: terminal differentiation events of the retina, corneal lens, and pigmented epithelia. Curr. Top Dev. Biol. 93, 129-173 (2010).
- Walther, R. F., Pichaud, F. Immunofluorescent staining and imaging of the pupal and adult Drosophila visual system. Nat. Protoc. 1, 2635-2642 (2006).
- Wolff, T., Sullivan, W. e. a. Histological Techniques for the Drosophila Eye Part I: Larva and Pupa. Drosophila Protocols. , (2000).
- Wolff, T. Dissection techniques for pupal and larval Drosophila eyes. CSH Protoc. 2007, pdb prot4715 (2007).
- Bainbridge, S. P., Bownes, M. Staging the metamorphosis of Drosophila melanogaster. J. Embryol. Exp. Morphol. 66, 57-80 (1981).
- Morante, J., Desplan, C. Dissection and staining of Drosophila optic lobes at different stages of development. Cold Spring Harb Protoc. , 652-656 (2011).
- Williamson, W. R., Hiesinger, P. R. Preparation of Developing and Adult Drosophila Brains and Retinae for Live Imaging. J. Vis. Exp. (37), e1936 (2010).
- Stowers, R. S., Schwarz, T. L. A genetic method for generating Drosophila eyes composed exclusively of mitotic clones of a single genotype. Génétique. 152, 1631-1639 (1999).
- Newsome, T. P., Asling, B., Dickson, B. J. Analysis of Drosophila photoreceptor axon guidance in eye-specific mosaics. Development. 127, 851-860 (2000).
- Sood, P., Johnston, R. J., Kussell, E. Stochastic De-repression of Rhodopsins in Single Photoreceptors of the Fly Retina. PLoS Comput. Biol. 8, e1002357 (2012).
- Johnston, R. J. Interlocked feedforward loops control cell-type-specific Rhodopsin expression in the Drosophila eye. Cell. 145, 956-968 (2011).
- Jukam, D., Desplan, C. Binary regulation of Hippo pathway by Merlin/NF2, Kibra, Lgl, and Melted specifies and maintains postmitotic neuronal fate. Dev. Cell. 21, 874-887 (2011).
- Vasiliauskas, D. Feedback from rhodopsin controls rhodopsin exclusion in Drosophila photoreceptors. Nature. 479, 108-112 (2011).
- Kumar, J. P. Building an ommatidium one cell at a time. Dev. Dyn. 241, 136-149 (2012).
