Summary

Gleichzeitige Elektroenzephalographie, Real-time Messung der Laktat-Konzentration und optogenetische Manipulation der neuronalen Aktivität in der Nagetier Cerebral Cortex

Published: December 19, 2012
doi:

Summary

Es wird ein Verfahren zur Manipulation der Aktivität der zerebralen kortikalen Pyramidenzellen optogenetically während das Elektroenzephalogramm, Elektromyogramm, und zerebrale Laktatkonzentration überwacht werden beschrieben. Experimentelle Aufnahmen werden auf Kabel-tethered Mäusen durchgeführt, während sie spontane Schlaf / Wach-Zyklen. Optogenetische Ausrüstung wird in unserem Labor zusammengebaut; Kontrollgerät ist kommerziell erhältlich.

Abstract

Obwohl das Gehirn macht weniger als 5% des Körpers Massenteile, nutzt sie etwa einem Viertel der Glucose durch den Körper in Ruhe 1 verwendet. Die Funktion des non rapid eye movement sleep (NREMS), der größte Teil der Schlaf durch die Zeit, ist ungewiss. Allerdings ist ein herausragendes Merkmal der NREMS eine signifikante Reduktion der Rate der zerebralen Glucoseverwertungsstörungen relativ zu Wachheit 2-4. Diese und andere Erkenntnisse haben zu der weit verbreiteten Meinung, dass der Schlaf eine Funktion im Zusammenhang mit zerebralen Metabolismus dient geführt. Dennoch bleiben die zugrunde liegenden Mechanismen der Reduktion des zerebralen Glukosestoffwechsels während NREMS aufgeklärt werden.

Ein Phänomen, das mit NREMS zerebralen Stoffwechsel auswirken könnten einhergeht, ist das Auftreten der langsamen Wellen, Schwingungen mit Frequenzen von weniger als 4 Hz, im Elektroenzephalogramm 5,6. Diese langsame Wellen auf der Ebene des Schädels oder zerebraler kortikalen Oberfläche detektiert spiegeln dieSchwingungen des zugrunde liegenden Neuronen zwischen einem depolarisiert / up Staat und einem hyperpolarisierten / down Zustand 7. Während der ausgeschaltete Zustand, noch nicht erfahren Zellen Aktionspotentiale bei Intervallen von bis zu einigen hundert Millisekunden. Restaurierung von ionischen Konzentrationsgradienten im Anschluss an Aktionspotentiale stellt eine bedeutende metabolische Belastung der Zelle 8, Fehlen von Aktionspotentialen während sich Staaten mit NREMS verbunden sein mit einem verminderten Metabolismus relativ zu wecken beitragen.

Zwei technische Herausforderungen mussten, damit diese hypothetische Beziehung zu testenden adressiert werden. Zuerst war es notwendig, cerebralen Metabolismus glykolytischen mit einer zeitlichen Auflösung reflektierenden der Dynamik des zerebralen EEG messen (das heißt über Sekunden statt Minuten). Dazu maßen wir die Konzentration von Lactat, das Produkt der aerobe Glycolyse und daher ein Auslesen der Geschwindigkeit des Glukosemetabolismus in den Gehirnen der Mäuse. Lactatgemessen mit einem Lactatoxidase basierte Echtzeit-Sensor im frontalen Kortex eingebettet. Der Sensormechanismus aus einem Platin-Iridium-Elektrode durch eine Schicht aus Lactatoxidase Moleküle umgeben. Metabolismus von Lactat von Lactatoxidase produziert Wasserstoffperoxid, die einen Strom erzeugt in der Platin-Iridium-Elektrode. So ein Hochfahren der zerebralen Glykolyse gibt einen Anstieg in der Konzentration des Substrats für Lactat-Oxidase, die dann in erhöhten Strom an der Meßelektrode reflektiert wird. Es war darüber hinaus notwendig, diese Variablen zu messen, während die Manipulation der Erregbarkeit der Hirnrinde, um diese Variable von anderen Facetten NREMS isolieren.

Wir entwickelten ein experimentelles System zur gleichzeitigen Messung der neuronalen Aktivität über den elecetroencephalogram, Messung der glykolytischen Fluss über einen Biosensor Lactat, und Manipulation von zerebralen Kortex neuronale Aktivität über optogenetische Aktivierung pyraMIDAL Neuronen. Wir haben dieses System genutzt werden, um die Beziehung zwischen Schlaf-bezogenen EEG-Wellenformen und die Moment-zu-Moment Dynamik der Laktat-Konzentration in der Großhirnrinde zu dokumentieren. Das Protokoll kann für jeden einzelnen an einem Studium Interesse nützlich, in frei verhalten Nagetiere, die Beziehung zwischen neuronaler Aktivität bei der zellulären Ebene und elektroenzephalographischen Energetik innerhalb des Gehirns gemessen.

Protocol

Ein. Chirurgische Vorbereitung der Tiere Ein. Experimentelle Fächer Verwenden Mäuse der B6.Cg-Tg (Thy1-COP4/eYFP) 18Gfng / J transgenen Linie 9; JAX Stamm # 7612) oder andere Mäuse Exprimieren des blauen lichtempfindlichen Kationenkanal, Channelrhodopsin-2, des zerebralen kortikalen Neuronen. Anwendung von blauem Licht zur Hirnrinde des B6.Cg-Tg (Thy1-COP4/eYFP) 18Gfng / J transgenen Linie bewirkt, dass die pyramidalen Neuronen exprimieren Channelrhodops…

Representative Results

Wie in 2 gezeigt ist, eine Maus für optogenetische Stimulation und Laktat / EEG / EMG Datenerfassung ausgestattet erfuhr spontane Schlaf / Wach-Zustandsübergänge während EEG, EMG und zerebrale Laktatkonzentration kontinuierlich überwacht wurden. Strom am Lactat Sensors erhöht während Perioden niedriger Amplitude EEG und nahm während Perioden hoher Amplitude EEG. Wie in 3 gezeigt, sind beide Kanäle des EEG in Reaktion auf Reize optogenetische im frontale…

Discussion

Die hier vorgestellten Methoden erlauben es, die Beziehung zwischen Schlaf und Veränderungen im Gehirn Konzentration des glykolytischen Zwischenprodukt Lactat auf einer Zeitskala bisher nicht möglich zu messen. Tiere eine spontane Übergänge zwischen wake, NREMS und REMS. Darüber hinaus sind wir in der Lage, optogenetische Reize gelten, während Tiere diese Übergänge zu unterziehen. Die gesammelten Daten bisher zeigen, dass sowohl spontanen und induzierten Wellen Auswirkungen auf das Auslesen von einem Lactat-Oxid…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Forschung durch das Department of Defense (Defense Advanced Research Projects Agency, Young Faculty Award, Grant Number N66001-09-1-2117) und NINDS (R15NS070734) finanziert.

Materials

Component Company Catalogue number Comments (optional)
BASi Mouse Guide Cannula Pinnacle Technology/BASi Inc 7032  
Lactate Biosensor Pinnacle Technology 7004  
Head Mount Pinnacle Technology 8402  
Sleep/Biosensor Recording system Pinnacle Technology 8400-K1-SL 2 EEG channels, 1 EMG channel, & 1 biosensor
Tethered Mouse in-vitro Calibration kit Pinnacle Technology 7000-K1-T  
Fiber Optic Guide Cannula Plastics One C312G 21 Gauge Guide Cannula
Dummy Cannula Plastics One C312DC 21 Gauge Dummy
Diamond Fiber Scribe Thorlabs S90W  
Fiber Connector Crimp Tool Thorlabs CT042  
Furcation Tubing Thorlabs FT030 03.0 mm
  Thorlabs T10S13 Max Dia. 0.012
Furcation Tube Stripper Thorlabs FTS3  
Bare Hard Cladding Multimode Fiber Thorlabs BFL37-200 200 μm Core, 0.37 NA
Wire Snips/Kevlar Shears Thorlabs T865  
Fiber Optic Epoxy Thorlabs F112  
Fiber Stripper Tool Thorlabs    
Glass Polishing Plate Thorlabs CTG913  
Rubber Polishing Pad Thorlabs NRS913  
Eye Loupe Thorlabs JEL10  
Kim Wipes Thorlabs KW32  
Compressed Air Thorlabs CA3  
Polishing Puck Thorlabs D50-xx  
Fiber Inspection scope Thorlabs CL-200  
Polishing Films Thorlabs LFG5P, LFG3P, LFG1P, LFG03P  
FC/PC connector end Thorlabs 30126G2-240 240 μm Bore, SS Ferrule
MC Stimulus Unit Multi-Channel Systems STG-4002  
MC Stimulus Software Multi-Channel Systems MC-Stimulus V 2.1.5  
Blue Laser CrystaLaser CL473-050-0  
Laser Power supply CrystaLaser CL2005  
Fiber Optic Rotary Joint Doric Lenses FRJ-v4  
      Table 2. Supplies and equipment.

References

  1. Magistretti, P., Zigmond, M. J., Bloom, F. E., Landis, S. C., Roberts, J. L., Squire, L. R. Brain Energy Metabolism. Fundamental Neuroscience. , 389-413 (1999).
  2. Maquet, P., et al. Cerebral glucose utilization during sleep-wake cycle in man determined by positron emission tomography and [18F]2-fluoro-2-deoxy-D-glucose method. Brain Res. 513 (1), 136-143 (1990).
  3. Buchsbaum, M. S., et al. Regional cerebral glucose metabolic rate in human sleep assessed by positron emission tomography. Life Sci. 45 (15), 1349-1356 (1989).
  4. Kennedy, C. Local cerebral glucose utilization in non-rapid eye movement sleep. Nature. 297 (5864), 325-327 (1982).
  5. Pappenheimer, J. R., Koski, G., Fencl, V., Karnovsky, M. L., Krueger, J. Extraction of sleep-promoting factor S from cerebrospinal fluid and from brains of sleep-deprived animals. J. Neurophysiol. 38 (6), 1299-1311 (1975).
  6. Borbely, A. A., Achermann, P., Kryger, M. H., Roth, T., Dement, W. C. Sleep homeostasis and models of sleep regulation. Principles and Practice of Sleep Medicine. , 377-390 (2004).
  7. Destexhe, A., Contreras, D., Steriade, M. Spatiotemporal analysis of local field potentials and unit discharges in cat cerebral cortex during natural wake and sleep states. J. Neurosci. 19 (11), 4595-4608 (1999).
  8. Astrup, J., Sorensen, P. M., Sorensen, H. R. Oxygen and glucose consumption related to Na+-K+ transport in canine brain. Stroke. 12 (6), 726-730 (1981).
  9. Arenkiel, B. R., et al. In vivo light-induced activation of neural circuitry in transgenic mice expressing channelrhodopsin-2. Neuron. 54 (2), 205-218 (2007).
  10. Mateo, C. In Vivo Optogenetic Stimulation of Neocortical Excitatory Neurons Drives Brain-State-Dependent. Curr. Biol. , (2011).
  11. Wisor, J. P., Clegern, W. C. Quantification of short-term slow wave sleep homeostasis and its disruption by minocycline in the laboratory mouse. Neurosci. Lett. 490 (3), 165-169 (2011).
  12. El Yacoubi, M., et al. Behavioral, neurochemical, and electrophysiological characterization of a genetic mouse model of depression. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 100 (10), 6227-6232 (2003).
  13. Tsunematsu, T., et al. Acute optogenetic silencing of orexin/hypocretin neurons induces slow-wave sleep in mice. J. Neurosci. 31 (29), 10529-10539 (2011).
  14. Le, S., Gruner, J. A., Mathiasen, J. R., Marino, M. J., Schaffhauser, H. Correlation between ex vivo receptor occupancy and wake-promoting activity of selective H3 receptor antagonists. J. Pharmacol. Exp. Ther. 325 (3), 902-909 (2008).
  15. Burmeister, J. J., Palmer, M., Gerhardt, G. A. L-lactate measures in brain tissue with ceramic-based multisite microelectrodes. Biosens. Bioelectron. 20 (9), 1772-1779 (2005).
  16. Cardin, J. A. Targeted optogenetic stimulation and recording of neurons in vivo using cell-type-specific expression of Channelrhodopsin-2. Nat. Protoc. 5 (2), 247-254 (2010).
  17. Destexhe, A., Contreras, D., Steriade, M. Cortically-induced coherence of a thalamic-generated oscillation. Neurosciences. 92 (2), 427-443 (1999).
  18. Liu, Z. W., Faraguna, U., Cirelli, C., Tononi, G., Gao, X. B. Direct evidence for wake-related increases and sleep-related decreases in synaptic strength in rodent cortex. J. Neurosci. 30 (25), 8671-8675 (2010).
  19. Iwai, Y., Honda, S., Ozeki, H., Hashimoto, M., Hirase, H. A simple head-mountable LED device for chronic stimulation of optogenetic molecules in freely moving mice. Neurosci. Res. 70 (1), 124-127 (2011).

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Citer Cet Article
Clegern, W. C., Moore, M. E., Schmidt, M. A., Wisor, J. Simultaneous Electroencephalography, Real-time Measurement of Lactate Concentration and Optogenetic Manipulation of Neuronal Activity in the Rodent Cerebral Cortex. J. Vis. Exp. (70), e4328, doi:10.3791/4328 (2012).

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