Étiquetage immunohistologique des microtubules dans dendrites des neurones sensoriels, trachées et les muscles dans la Drosophile Mur Corps Larve
Summary
Pour comprendre comment les formes cellulaires complexes, comme les dendrites neuronales, sont atteints au cours du développement, il est important d'être en mesure de précision de dosage organisation des microtubules. Nous décrivons ici une méthode de marquage immunohistochimique robustes afin d'examiner l'organisation des microtubules des cellules dendritiques dendrites des neurones sensoriels arborisation, la trachée, les muscles et les autres<em> Drosophile</em> Tissus du corps larvaire mur.
Abstract
Pour comprendre comment les différences dans les formes cellulaires complexes sont atteints, il est important de suivre avec précision l'organisation des microtubules. Le mur de la drosophile corps des larves contient plusieurs types de cellules qui sont des modèles pour étudier des cellules et la morphogenèse des tissus. Par exemple trachées sont utilisées pour examiner une morphogenèse du tube, et l'arborisation dendritique (DA) des neurones sensoriels de la larve de drosophile sont devenus un système de primaires pour l'élucidation des généraux et des neurones spécifiques à la classe des mécanismes de différenciation dendritiques de 2-5 et une dégénérescence 6 .
La forme des branches des dendrites peut varier considérablement entre les classes de neurones, et même entre les différentes branches d'un seul neurone 7,8. Les études génétiques suggèrent que les neurones DA différentiel de l'organisation du cytosquelette peuvent sous-tendre les différences morphologiques en forme la branche dendritiques 4,9-11. Nous fournissons une méthode immunologique robuste à un étiquetagessay dans l'organisation des microtubules in vivo chez DA sensorielle tonnelle neurone dendrite (figures 1, 2, Film 1). Ce protocole illustre la dissection et immunomarquage du stade larvaire d'abord, un stade où les actifs excroissance sensorielle dendrites des neurones et l'organisation de branchement se produit 12,13.
En plus de coloration des neurones sensoriels, cette méthode permet d'obtenir l'étiquetage robuste de l'organisation des microtubules dans les muscles (Cinéma 2, 3), la trachée (figure 3, Film 3), et d'autres tissus de la paroi du corps. Il est précieux pour les chercheurs souhaitant analyser l'organisation des microtubules in situ dans la paroi du corps où l'étude des mécanismes de contrôle et que le tissu forme des cellules.
Protocol
Discussion
Pour comprendre comment des formes complexes cellulaires sont qu'elle atteint est important d'être en mesure de précision de dosage organisation des microtubules. Nous décrivons ici une méthode de marquage robuste immunohistologiques à l'organisation des microtubules dendritiques dosage des dendrites des neurones sensoriels arborisation. En plus de coloration des neurones sensoriels, cette méthode permet d'obtenir robustes coloration immunohistochimique de la trachée, muscles et autres tissus de l…
Divulgations
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Nous remercions RIKEN pour le financement. P10-Gal4 a été un cadeau genre d'Alain Vincent (Université Paul Sabatier, Toulouse, France).
Materials
| Name of the reagent | Company |
Catalogue number |
Comments (optional) |
|---|---|---|---|
| Forceps | Dumont | 11251-20 | |
| Microscissors | FST | 15000-08 | |
| Mouse anti-α-tubulin (Clone: DM1A) | Sigma | T9026 | Dilution 1/1000 |
| Mouse anti-Futsch (Clone: 22C10), supernatant |
Developmental Studies Hybridoma Bank |
22C10 | Dilution 1/1000 |
| Rat anti-CD8 (Clone: 5H10) | Caltag | MCD0800 | Dilution 1/1000 |
| Alexa Fluor 488 anti-mouse IgG | Invitrogen | A-11001 | Dilution 1/500 |
| Cy3 anti-Rat IgG | Jackson Immunoresearch | 712-166-150 | Dilution 1/200 |
References
- Schottenfeld, J., Song, Y., Ghabrial, A. S. Tube continued: morphogenesis of the Drosophila tracheal system. Curr. Opin. Cell. Biol. 22, 633-639 (2010).
- Gao, F. B., Brenman, J. E., Jan, L. Y., Jan, Y. N. Genes regulating dendritic outgrowth, branching, and routing in Drosophila. Genes Dev. 13, 2549-2561 (1999).
- Corty, M. M., Matthews, B. J., Grueber, W. B. Molecules and mechanisms of dendrite development in Drosophila. Development. 136, 1049-1061 (2009).
- Moore, A. W. Intrinsic mechanisms to define neuron class-specific dendrite arbor morphology. Cell. Adh. Migr. 2, 81-82 (2008).
- Grueber, W. B., Jan, L. Y., Jan, Y. N. Tiling of the Drosophila epidermis by multidendritic sensory neurons. Development. 129, 2867-2878 (2002).
- Nishimura, Y. Selection of Behaviors and Segmental Coordination During Larval Locomotion Is Disrupted by Nuclear Polyglutamine Inclusions in a New Drosophila Huntington’s Disease-Like Model. J. Neurogenet. 24, 194-206 (2010).
- Ramon y Cajal, S. . Histology of the nervous system of man and vertebrates, 1995 translation. , (1911).
- London, M., Hausser, M. Dendritic computation. Annu. Rev. Neurosci. 28, 503-532 (2005).
- Jinushi-Nakao, S. Knot/Collier and cut control different aspects of dendrite cytoskeleton and synergize to define final arbor shape. Neuron. 56, 963-978 (2007).
- Li, W., Gao, F. B. Actin filament-stabilizing protein tropomyosin regulates the size of dendritic fields. J. Neurosci. 23, 6171-6175 (2003).
- Ye, B. Differential regulation of dendritic and axonal development by the novel Kruppel-like factor Dar1. J. Neurosci. 31, 3309-3319 (2011).
- Parrish, J. Z., Xu, P., Kim, C. C., Jan, L. Y., Jan, Y. N. The microRNA bantam functions in epithelial cells to regulate scaling growth of dendrite arbors in drosophila sensory neurons. Neuron. 63, 788-802 (2009).
- Sugimura, K. Distinct developmental modes and lesion-induced reactions of dendrites of two classes of Drosophila sensory neurons. J. Neurosci. 23, 3752-3760 (2003).
- Budnik, V., Gorczyca, M., Prokop, A. Selected methods for the anatomical study of Drosophila embryonic and larval neuromuscular junctions. Int. Rev. Neurobiol. 75, 323-365 (2006).
- Sullivan, W., Ashburner, M., Hawley, R. S. . Drosophila Protocols. , (2000).
- Shimono, K. Multidendritic sensory neurons in the adult Drosophila abdomen: origins, dendritic morphology, and segment- and age-dependent programmed cell death. Neural. Dev. 4, 37-37 (2009).
- Colomb, S., Joly, W., Bonneaud, N., Maschat, F. A concerted action of Engrailed and Gooseberry-Neuro in neuroblast 6-4 is triggering the formation of embryonic posterior commissure bundles. PLoS One. 3, 2197-2197 (2008).
- Dubois, L. Collier transcription in a single Drosophila muscle lineage: the combinatorial control of muscle identity. Development. 134, 4347-4355 (2007).
- Feng, Y., Ueda, A., Wu, C. F. A modified minimal hemolymph-like solution, HL3.1, for physiological recordings at the neuromuscular junctions of normal and mutant Drosophila larvae. J Neurogenet. 18, 377-402 (2004).
- Hummel, T., Krukkert, K., Roos, J., Davis, G., Klambt, C. Drosophila Futsch/22C10 is a MAP1B-like protein required for dendritic and axonal development. Neuron. 26, 357-370 (2000).
- Zipursky, S. L., Venkatesh, T. R., Teplow, D. B., Benzer, S. Neuronal development in the Drosophila retina: monoclonal antibodies as molecular probes. Cell. 36, 15-26 (1984).
- Brent, J., Werner, K., McCabe, B. D. Drosophila Larval NMJ Immunohistochemistry. J. Vis. Exp. (25), e1108-e1108 (2009).
- Karim, M. R., Moore, A. W. Morphological Analysis of Drosophila Larval Peripheral Sensory Neuron Dendrites and Axons Using Genetic Mosaics. J. Vis. Exp. (57), e3111-e3111 (2011).
- Brent, J. R., Werner, K. M., McCabe, B. D. Drosophila Larval NMJ Dissection. J. Vis. Exp. (24), e1107-e1107 (2009).
- Tao, J., Rolls, M. M. Dendrites have a rapid program of injury-induced degeneration that is molecularly distinct from developmental pruning. J. Neurosci. 31, 5398-5405 (2011).
- Yamamoto, M., Ueda, R., Takahashi, K., Saigo, K., Uemura, T. Control of axonal sprouting and dendrite branching by the Nrg-Ank complex at the neuron-glia interface. Curr. Biol. 16, 1678-1683 (2006).
- Mattie, F. J. Directed microtubule growth, +TIPs, and kinesin-2 are required for uniform microtubule polarity in dendrites. Curr. Biol. 20, 2169-2177 (2010).
- Pawson, C., Eaton, B. A., Davis, G. W. Formin-dependent synaptic growth: evidence that Dlar signals via Diaphanous to modulate synaptic actin and dynamic pioneer microtubules. J. Neurosci. 28, 11111-11123 (2008).
- Williams, D. W., Tyrer, M., Shepherd, D. Tau and tau reporters disrupt central projections of sensory neurons in Drosophila. J. Comp. Neurol. 428, 630-640 (2000).
