Summary

Em larga escala de gravação de Neurônios por sondas de silicone móveis em Comportando Roedores

Published: March 04, 2012
doi:

Summary

Descrevemos os métodos de larga escala de gravação de várias unidades e potencial de campo local, comportando roedores com sondas de silício. Unidade de fabricação, o apego sonda para a unidade e os processos de implantação de teste são ilustrados em detalhes suficientes para a replicação fácil.

Abstract

Um dos grandes desafios da neurociência está ligando para o comportamento da atividade coletiva de montagens neurais. Entendimento de input-output relações de neurônios e circuitos requer métodos com a seletividade espacial e resolução temporal adequada para a análise mecanicista de conjuntos neurais em que o animal se comportar, ou seja, gravação de amostras representativas de grandes isolados neurônios individuais. Monitoramento conjunto da atividade neuronal tem progredido significativamente na última década em animais pequenos e grandes cérebros, incluindo seres humanos 1-11. De vários sites de gravação com dispositivos baseados em silício são particularmente eficazes graças à sua escalabilidade, volume pequeno e desenho geométrico.

Aqui, descrevemos métodos para gravar vários neurônios individuais e potenciais de campo locais em comportar-se de roedores, usando comercialmente disponíveis sondas micro-usinados de silicone com componentes feitos sob encomenda de acessórios. Existem duas opções de base fou interface sondas de silício para pré-amplificadores: placas de circuito impresso e cabos flexíveis. Empresas Sonda Abastecimento ( http://www.neuronexustech.com/ ; http://www.sbmicrosystems.com/ ; http://www.acreo.se/ ) geralmente oferecem o serviço de ligação e entregar sondas ligados a placas de circuito impresso ou cabos flexíveis. Aqui, nós descrevemos a implantação de uma haste 4, sonda 32-site ligado ao cabo de poliimida flexível, e montado sobre um microdrive móvel. Cada passo da preparação da sonda, microdrive construção e cirurgia é ilustrado de modo a que o utilizador final pode replicar facilmente o processo.

Protocol

1. Construção do microdrive Todas as unidades são feitos dos mesmos elementos básicos: uma parte móvel, que leva o eletrodo e uma parte fixa, que está ancorado ao crânio. Um microdrive ideal permite lisa mas longo de viagem suficiente do eléctrodo em múltiplos pequenos passos, é suficientemente robusta para impedir o movimento acidental do eléctrodo, fácil de manipular pelo experimentador, sem interferir com o comportamento do animal, de tamanho pequeno e um peso leve. Como um resu…

Discussion

Este filme ilustra o procedimento de implante de silicone de sondas para doenças crônicas de larga escala gravações no rato comportar. Passos essenciais para garantir qualidade gravações de atividade neuronal surgem a partir da fragilidade de ambos biológico (tecido cerebral) e silício (sonda) técnicas de materiais. Cuidados especiais devem ser tomados ao manusear a sonda para evitar qualquer contato de hastes com qualquer superfície remotamente "hard" (por exemplo, as canelas iria quebrar se alguém…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Marie Curie Fellowship International Outgoing (acordos da União Europeia FP/2007-2013 Grant # 221834 e 254780), JD McDonnell Foundation, NSF Grant SBE 0542013, National Institutes of Health Grant NS034994, National Institute of Mental Health Grant MH5467 e do Howard Hughes Medical Institute (Janelia Research Farm Campus de subvenção).

Materials

Name Type Company Catalog Number Comments
Silicon probe Buzsaki32, 4 shanks x 8 sites. Packaging: flexible polyamide cable Material NeuroNexus Probe: buzsaki32
Packaging: HC32
Recording probe
Round Brass Screw, 00-90 x 1/2 Round Brass Screws Material JIMorris R0090B500 Drive part
Brass Hex Nut, 00-90 Material JIMorris N0090B Drive part
Brass C260 Strip, ASTM-B36
Thickness: 0.025″, Length: 12″, Width: 1/2″
Material Small Parts B000FMYU72 Drive part
Connector Header, pitch 2mm, male, single row, straigt, 36 positions Material Digikey 2163S-36-ND Drive part
2-part Sylgard silicon Elastomer Material World Precision Instruments SYLG184 To extra-insulate the probe
Decon Contrad 70 Liquid Detergent Reagent Fisher Scientific 04-355
Decon Laboratories
No.:1002
To clean the recording sites
Impedance Conditioning Module Equipment FHC Inc. 55-70-0 Impedance meter
niPOD – 32 channels Equipment Neuronexus niPOD -32 Impedance meter
Grip Cement Industrial Grade Material Caulk Dentsply 675571 (powder)
675572 (solvent)
Grip cement
1,1′-dioctadecyl-3,3,3′,3′-tetramethylindocarbocyanine perchlorate (‘DiI’; DiIC18(3)) Reagent Invitrogen D282 To stain the probe track in the brain
Stainless Steel Machine Screw, Binding Head, Slotted Drive, #00-90, 1/8″ Material Small Parts MX-0090-02B Ground and reference screws
Magnet wire, 20G, nylon-polyurethane coating, MW80 Material Small Parts B000IJYRP2 Ground and reference wire
Stainless Steel Machine Screw, Binding Head Slotted Drive, #000-120, 1/16″ Material Small Parts MX-000120-01B Anchor screws
N-3 All purpose Flux Liquid Reagent La-Co (Markal) 23512 Allows to solder stainless-steel
MicroGrid Precision Expanded Copper Material Dexmet 3 CU6-050 FA Copper mesh for on-head Faraday cage
C&B-METABOND Quick! Cement System – Dentin Activator Material Parkell S380  
C&B-METABOND Quick! Cement System – Dental cement Material Parkell S380  
Sharp point tungsten needle and holder Tool Roboz Surgical instruments RS-6064 and RS-6061 To make the hook to lift the dura
Carbide Bur HP 1/4 Tool Henry Schein 9990013  
Paraffin (Granules) Material Fisher Scientific P31-500  
Mineral Oil, Light (NF/FCC) Material Fisher Scientific O121-1  
GC ELECTRONICS 10-114 2-Part Epoxy Adhesive Material Newark 00Z416  
Type 1 LITZ 21 AWG 40/36 Red Single Polyurethane-Nylon (MW80-C) TO 0.041″+/-0.002″ OD Material New England Wire Technologies Corporation N28-36E-400-2 To make the cable between the headstage and the amplifier
32-channel Very Large Scale Integration headstage, 20x gain Equipment Plexon HST/32V-G20 Headstage

References

  1. Buzsáki, G. High-frequency network oscillation in the hippocampus. Science. 256, 1025-1027 (1992).
  2. Wilson, M. A., McNaughton, B. L. Dynamics of the hippocampal ensemble code for space. Science. 261, 1055-1058 (1993).
  3. Buzsáki, G. Large-scale recording of neuronal ensembles. Nat. Neurosci. 7, 446-451 (2004).
  4. Buzsáki, G. Visualizing Large-Scale Patterns of Activity in the Brain: Optical and Electrical Signals. Society for Neuroscience. , (2004).
  5. Nicolelis, M. A. L. . Methods for Neural Ensemble Recordings. , (2008).
  6. Hatsopoulos, N. G., Donoghue, J. P. The science of neural interface systems. Annu. Rev. Neurosci. 32, 249-266 (2009).
  7. Battaglia, F. P. The Lantern: an ultra-light micro-drive for multi-tetrode recordings in mice and other small animals. J. Neurosci. Methods. 178, 291-300 (2009).
  8. Kloosterman, F., Davidson, T. J. Micro-drive Array for Chronic in vivo Recording: Drive Fabrication. J. Vis. Exp. 26, e1094-e1094 (2009).
  9. Nguyen, D. P., Layton, S. P. Micro-drive Array for Chronic in vivo Recording: Tetrode Assembly. J. Vis. Exp. (26), e1098-e1098 (2009).
  10. Haiss, F., Butovas, S., Schwarz, C. A miniaturized chronic microelectrode drive for awake behaving head restrained mice and rats. J. Neurosci. Methods. 187, 67-72 (2010).
  11. Cerf, M. On-line, voluntary control of human temporal lobe neurons. Nature. 467, 1104-1108 (2010).
  12. Kohn, D. F. Anesthesia and Analgesia in Laboratory Animals. American College of Laboratory Animal Medicine. series, (1997).
  13. Schjetnan, A. G. P., Luczak, A. Recording Large-scale Neuronal Ensembles with Silicon Probes in the Anesthetized Rat. J. Vis. Exp. (56), e3282-e3282 (2011).
  14. Paxinos, G., Watson, C. The Rat Brain. Stereotaxic Coordinates. , (1982).
  15. Harris, K. D. Accuracy of tetrode spike separation as determined by simultaneous intracellular and extracellular measurements. J. Neurophysiol. 84, 401-414 (2000).
  16. Hazan, L., Zugaro, M., Buzsáki, G. Klusters, NeuroScope, NDManager: a Free Software Suite for Neurophysiological Data Processing and Visualization. J. Neurosci. Methods. 155, 207-216 (2006).
  17. Kipke, D. R. Advanced neurotechnologies for chronic neural interfaces: new horizons and clinical opportunities. J. Neurosci. 28, 11830-11838 (2008).
  18. Csicsvari, J. Massively parallel recording of unit and local field potentials with silicon-based electrodes. J. Neurophysiol. 90, 1314-1323 (2003).
  19. Sodagar, A. M., Wise, K. D., Najafi, K. A fully integrated mixed-signal neural processor for implantable multichannel cortical recording. IEEE Trans. Biomed. Eng. 54, 1075-1088 (2007).
  20. O’Connor, D. H., Huber, D., Svoboda, K. Reverse engineering the mouse brain. Nature. 461, 923-929 (2009).
  21. Boyden, E. S. Millisecond-timescale, genetically targeted optical control of neural activity. Nat. Neurosci. 8, 1263-1268 (2005).
  22. Zhang, F. Circuit-breakers: optical technologies for probing neural signals and systems. Nat. Rev. Neurosci. 8, 577-581 (2007).
  23. Royer, S. Multi-array silicon probes with integrated optical fibers: light-assisted perturbation and recording of local neural circuits in the behaving animal. Eur. J. Neurosci. 31, 2279-2291 (2010).

Play Video

Citer Cet Article
Vandecasteele, M., M., S., Royer, S., Belluscio, M., Berényi, A., Diba, K., Fujisawa, S., Grosmark, A., Mao, D., Mizuseki, K., Patel, J., Stark, E., Sullivan, D., Watson, B., Buzsáki, G. Large-scale Recording of Neurons by Movable Silicon Probes in Behaving Rodents. J. Vis. Exp. (61), e3568, doi:10.3791/3568 (2012).

View Video