Dimostriamo iniezione intraperitoneale in zebrafish adulti. Usiamo una microsiringa da 10 microlitri NanoFil controllato da un controller Micro4 e UltraMicroPump III. Questa dimostrazione include l'uso di acqua fredda come anestetico.
Un metodo conveniente per trattare chimicamente zebrafish è quello di introdurre il reattivo in acqua serbatoio, dove verrà ripreso dai pesci. Tuttavia, questo metodo rende difficile sapere quanto reagente viene assorbita o ripreso per i pesci. Alcune domande sperimentali, in particolare quelli relativi a studi metabolici, può essere meglio affrontata fornendo una quantità definita per ogni pesce, in base al peso. Qui vi presentiamo un metodo per intraperitoneale (IP) iniezione in zebrafish adulti. L'iniezione è nella cavità addominale, posteriore al cingolo pelvico. Questa procedura è adattato da metodi veterinari utilizzati per pesci più grandi. E 'sicuro, come abbiamo osservato mortalità pari a zero. Inoltre, abbiamo visto sanguinamento nel sito di iniezione in solo 5 su 127 iniezioni, e in ciascuno di questi casi l'emorragia è stata breve, della durata di alcuni secondi, e la quantità di sangue perso era piccola. Successo con questa procedura richiede una gestione delicata del pesce attraverso diversi passaggi tra cui il digiuno, pesatura, anestetizzante, iniezione, e il recupero. Precauzioni necessarie per minimizzare lo stress durante l'intera procedura. Le nostre precauzioni includono l'utilizzo di un piccolo volume di iniezione e un ago 35G. Noi usiamo soluzione salina Cortland come il veicolo, che è osmoticamente bilanciato per pesci d'acqua dolce. L'aerazione delle branchie è mantenuta durante la procedura di iniezione per prima cosa portare il pesce in un piano chirurgico di anestesia, che permette movimenti opercolo lenti, e la seconda, tenendo il pesce in una vasca all'interno di un saturo d'acqua spugna durante la stessa iniezione. Abbiamo dimostrato l'utilità di iniezione IP, iniettando glucosio e il monitoraggio del livello del glucosio nel sangue e il suo successivo ritorno alla normalità. Lo stress è noto per aumentare il glucosio nel sangue nei pesci teleostei, mettiamo a confronto i livelli di glucosio nel sangue in adulti veicolo a iniezione e non per iniezione e dimostrare che la procedura non causa un significativo aumento del glucosio nel sangue.
Iniezione intraperitoneale prevede cinque fasi: il digiuno, pesatura, anestetizzante, iniezione, e il recupero. Per ogni tappa ci sono buone pratiche che possono assicurare il successo. Successo include un paziente sano pesce, nonché un buon risultato sperimentale.
Il digiuno: A 24 ore di digiuno dovrebbe svuotare il bulbo intestinale. Questa pratica è tratto dalla letteratura veterinaria pesce (per esempio, Brown, 1993). Ulteriori considerazioni digiuno sono discussi di seguito.
A lungo termine il digiuno: Abbiamo scoperto che una di 72 ore di digiuno è richiesto di ridurre il glucosio nel sangue a un livello base prima dell'iniezione (Eames et al, 2010).. Abbiamo anche scoperto che per gli studi di glucosio ci sono diverse procedure che sono necessarie per garantire che i pesci sono a digiuno in modo corretto. Inizia con un serbatoio pulito (senza residui sul fondo). Cisterne devono essere in linea, chiaramente etichettati come 'digiuno', e in una posizione dove entusiasta personale di assistenza di pesce non li alimentano. Valutare l'ambiente esterno della cisterna e di prendere misure per evitare che il pesce venga sottolineato da disturbi, come lo stress è noto per aumentare la glicemia (Chavin e Young, 1970;. Groff et al, 1999). Per esempio, abbiamo avuto un esperimento digiuno in cui è stato operato una radio ogni giorno sulla panchina che aveva in mano le vasche dei pesci. Abbiamo scoperto che il glucosio nel sangue era insolitamente alto e ha concluso che i pesci erano sottolineato dalle vibrazioni. Un altro fattore di stress è il sovraffollamento. I pesci devono essere mantenuti a una densità che è conforme con le buone pratiche di allevamento dei pesci. Per i consigli, vedere Marca et al. (2002) e Westerfield (1995). Abbiamo avuto buoni risultati digiuno nostri pesci con una densità di 10-12 pesci in un acquario 9 litro (con 3 strati di marmi occupare parte di questo volume). La separazione dei sessi può causare stress, quindi si consiglia di mantenere un misto di sesso popolazione durante il digiuno. Ciò significa che le uova possono essere deposte, e le uova devono essere sequestrato in modo che non sarà mangiato. Un modo semplice per sequestrare le uova è di coprire il fondo della vasca con 2-3 strati di marmi. La qualità dell'acqua deve essere mantenuto, eliminando uova e rifiuti e sostituendo circa il 10-15% dell'acqua della vasca, tutti i giorni. Per la rimozione di uova e rifiuti, sifone funziona bene.
Peso: quando pesare i pesci che non sono anestetizzate, si dovrebbe aver cura di ridurre al minimo il trasferimento di acqua dalla rete nel becher, per garantire la precisione di pesatura. Se la rete (con pesce) è cancellata su carta assorbente, la maggior parte l'acqua in eccesso può essere rimosso, e il peso può essere misurata con precisione. Può essere più facile per anestetizzare il pesce prima della pesata, ma non abbiamo testato gli effetti possibili di anestetizzare un pesce due volte in un giorno. Abbiamo testato la nostra tecnica pesando il primo pesce con la rete / assorbente metodo e poi pesando il pesce dopo che è stato anestetizzato, e delicatamente asciugate. Abbiamo trovato alcuna differenza significativa nel peso tra i metodi (P = 0,7927, t-test). Inoltre, abbiamo testato se questa rete / assorbente di glucosio nel sangue colpite metodo, rispetto al semplice trasferimento del pesce al bicchiere non appena si compensano (senza assorbente). Abbiamo trovato alcuna differenza significativa nel livello di glucosio nel sangue tra i due metodi di trasferimento (p = 0,2241, t-test).
L'anestesia: l'anestesia chimica può essere adatto a molti studi. Qui abbiamo dimostrato l'anestesia acqua fredda, in alternativa, in quanto gli anestetici molti (tra cui tricaine/MS-222 (Brown, 1993)), aumentare il glucosio nel sangue. In studi precedenti, abbiamo stabilito che l'acqua fredda non solleva glicemia nel pesce zebra (Eames et al., 2010).
Per l'anestesia acqua fredda, la temperatura deve essere ridotta lentamente. Il tasso di riduzione sembra dipendere dalle dimensioni del pesce, con pesci più piccoli di andare sotto più veloce di pesci più grandi. Dopo l'iniezione, si può osservare che il pesce si sta riprendendo da troppo lentamente l'anestetico (vedi sotto). Ciò può portare, quando sia la temperatura iniziale è troppo bassa, o quando la temperatura diminuisce troppo rapidamente. La temperatura di partenza è troppo bassa se il pesce si piega lateralmente entrando l'acqua. Se la temperatura di partenza è corretto, il pesce mantiene il suo equilibrio inizialmente. Ruoterà sue pinne pettorali in posizione orizzontale, senza fiato, e hanno movimenti rapidi opercolo. Tipicamente, si nuotare. Al diminuire della temperatura, i movimenti si riduce e il pesce perde l'equilibrio. Un aereo chirurgico di anestesia viene raggiunta quando il pesce può essere gestita senza reagire. Per mantenere il pesce in anestesia chirurgica, le dita devono essere fredde, in modo da tenerli in acqua prima del trattamento del pesce. La spugna deve essere mantenuto freddo alla stessa temperatura come l'acqua utilizzata per anestetizzare i pesci. E 'importante saturare la spugna con l'acqua che è sufficiently freddo per mantenere l'anestesia una volta che il pesce viene posto su di esso.
Iniezione: Prima di iniezioni di impresa, si consiglia di analizzare almeno un pesce per avere un'idea dello spessore della parete del corpo. Questo può aiutare a valutare in quale misura l'ago deve inserire per accedere alla cavità addominale. Inoltre, come si inserisce l'ago, si può sentire la parete del corpo "dare" quando l'ago entra nella cavità addominale. Durante l'iniezione, prendere misure per mantenere il paziente felice. Assicurarsi che la spugna è saturata con l'acqua fredda della temperatura corretta per evitare che il pesce da far rivivere durante l'iniezione. Una spugna ben saturi e morbida è importante per minimizzare i danni alle scale e muco la copertura della cute. A ben saturi spugna è importante anche per mantenere le branchie aerato. Consigliamo vivamente la spugna in schiuma di seguito elencati sotto Materiali. Infine, una volta che il pesce è anestetizzato, lavorare velocemente per minimizzare il tempo che il pesce è sotto.
Recupero: Il pesce deve riprendersi dalla anestesia praticamente entrando l'acqua calda del serbatoio. Se il pesce non inizia immediatamente nuoto, capovolgere delicatamente l'acqua verso le branchie per accelerare il recupero. Se il recupero è lento, poi il pesce è andato sotto troppo in fretta e si dovrebbe regolare la procedura di anestesia in modo appropriato. Le possibili cause della lenta ripresa sono discussi in Anestesia.
The authors have nothing to disclose.
Questo studio è stato supportato da Juvenile Diabetes Research Foundation concedere 5-2007-97 (a PEV), dall'Istituto Nazionale del Diabete e digestive e Malattie Renali concede R01DK064973 (a PEV), R01DK48494 (a LHP), T32DK07074 (supporto SCE), K01DK083552 (a MDK), e da P60DK20595 per L'Università di Chicago Ricerca Diabete e Training Center. I contenuti sono di esclusiva responsabilità degli autori e non rappresentano necessariamente il punto di vista ufficiale del NIDDK o il NIH.
Material Name | Type | Company | Catalogue Number | Comment |
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Foam Sponge | Jaece Industries | L800-D | ||
60 mm Petri dish | ||||
Pipet tip box lid | not too deep, e.g. 1.5 cm | |||
Plastic storage container | deep, e.g. 7 cm | |||
Thermometer | ||||
Crushed ice | made from facility water | |||
Warm facility water | 1 liter or more | |||
500 ml beaker | for weighing | |||
NanoFil syringe | World Precision Instruments (WPI) | NANOFIL | or Hamilton syringe | |
35 gauge needle | WPI | NF35BV-2 | beveled | |
Silflex tubing | WPI | SILFLEX-2 | ||
UltraMicroPump III and Micro4 controller | WPI | UMPS-1 | ||
Foot switch | WPI | 15867 | ||
Dissecting microscope | ||||
Plastic wrap | ||||
Paper towels | ||||
Cortland salt solution |