No radiactivo In situ La hibridación aplicable para el abeto rojo protocolo y una serie de especies de plantas

Este ARNm no radiactivos en el protocolo de hibridación in situ se ha optimizado para Noruega tejidos abeto y describió en detalle. Se basa en un Arabidopsis / colza en el protocolo de hibridación in situ optimizado en nuestros grupos, que a su vez se basa en los protocolos de la Meyerowitz y laboratorios irlandeses y optimizado por Vivian irlandés, Lincoln Cindy y largo Jeff entre otros 1-4. PROCEDIMIENTO 1. Fijación e inclusión Para proporcionar tejidos de ARN de retención deben ser fijadas y embebidas en cera antes de que en el experimento se lleva a cabo in situ. La fijación e inclusión es un paso crítico ya que los materiales mal fijo podría dar una señal de baja o no detectable a pesar de que el ARNm es muy abundante. Los tejidos se deshidratan, se aclaró y embebidos en cera en los cambios graduales para evitar daños en los tejidos. Para evitar una mayor contracción y la hinchazón de las células se añade NaCl al 0,85% de los pasos de etanol por primera vez en la deshidratación de los tejidos de abeto de Noruega. Es posible dejar de lado el NaCl en el etanol (por ejemplo, se deja en el protocolo de Arabidopsis / colza). La etapa de deshidratación durante la incrustación se puede realizar en el hielo para mantener la actividad RNasa, como mínimo, o en el 4 ° C. En este protocolo la solución de paraformaldehído al 4% solución contiene 0,25% de glutaraldehído, que se supone que para dar una mejor retención de ARN a pesar de que algunos sostienen que es probable que no hace ninguna diferencia (por ejemplo, se deja en el protocolo de Arabidopsis / colza). Lo más probable es toda fijación estándar y el protocolo de incorporación se puede utilizar. Como se ve por debajo de la incorporación de abeto rojo difiere ligeramente del protocolo de Arabidopsis / colza. 1.1 Día 1 Recogida de material vegetal y la fijación de paraformaldehído Recoger el material vegetal de interés y analizar si es necesario. Mantener los tejidos en el hielo y colocarlos en una solución de fijar helada (ver recetas abajo), directa o tan pronto como sea posible. NB! Mantener en hielo todo el tiempo! Aplicar un vacío de las muestras hasta que el paraformaldehído comience a burbujear. Mantener el vacío durante un máximo de tres horas (por ejemplo, 2 x 15 min de Arabidopsis y tejidos florales de colza o de una hora para Noruega conos de pino macho) y liberar el vacío lentamente. Los tejidos se supone a hundirse después de la infiltración de vacío del fijador, pero para ciertos tejidos que contienen una gran cantidad de aire que no es posible (por ejemplo, flores Arabidopsis). Un trozo de gasa puede ser utilizado para hacer los tejidos estancia en el fijador. Vuelva a colocar el fijador y se incuba a 4 ° C durante la noche (~ 16.12 horas) agitando suavemente. Opción 1 NB! Abeto rojo versión incorporación a continuación (pasos 4-8). Hacer que los tubos de centelleo o frascos de vidrio se utilizan, por lo menos en el paso 5. 1.2 Día 2 deshidratación NB! Abeto rojo versión de incrustación. 0,85% de NaCl 30 min con hielo 50% EtOH + 0,85% de NaCl 90 min con hielo EtOH al 70% + 0,85% de NaCl 90 min con hielo Haga una pausa! Es posible que parar aquí y almacenar los tejidos en un 70% EtOH + NaCl al 0,85% en 4 ° C durante varios meses. 85% EtOH + 0,85% de NaCl 90 min 4 ° C EtOH al 95% (+ eosina) 90 min 4 ° C NB! Eosina se añade a las manchas de los tejidos de color rosa lo que facilita su detección durante la inclusión y corte, pero puede ser excluida. EtOH al 100% (+ eosina) 90 min 4 ° C EtOH al 100% (+ eosina) durante la noche 4 ° C 1.3 Día 3 La deshidratación y la incrustación de NB! Abeto rojo versión de incrustación. <ol s= tarta de "5"> EtOH al 100% (+ eosina) 2 h a temperatura ambiente 50% + 50% EtOH Histoclear II 1 h a temperatura ambiente 100% Histoclear II 1 h a temperatura ambiente 100% Histoclear II 1 h a temperatura ambiente 50% Histoclear II + 50% Histowax durante la noche 40-50 ° C NB! En el último paso de la concentración de Histowax no es crucial, sólo vierte en algunos chips de cera. 1.4 Día 4 Incorporación de NB! Abeto rojo versión de incrustación. 100% derretida Histowax 60 ° C (Cambiar la mañana y noche) 1.5 Día 5 Incorporación de NB! Abeto rojo versión de incrustación. 100% derretida Histowax 60 ° C (Cambiar la mañana y noche) 1.6 Día 6 Integración NB! Abeto rojo versión de incrustación. 100% derretida Histowax 60 ° C (Cambiar la mañana y noche) NB! Esta bien, si la cera de vez en cuando se cambia una vez al día, pero luego se necesitan dos días para completar un día de cambios. El cambio de cera también se puede continuar por dos días más sin ningún problema. Esto se recomienda para muestras grandes, ya que ayuda a la infiltración de la cera en el centro de estos tejidos. Opción 2 NB! Arabidopsis / colza incorporación de la versión siguiente (pasos 4-8). 1.2 Día 2 deshidratación NB! Arabidopsis / versión de colza incrustación. NB! Todos los pasos a 4 ° C y agitando suavemente, si no se indica otra cosa. 1x PBS 30 min 1x PBS 30 min 30% de EtOH 60 min 40% EtOH 60 min 50% de EtOH 60 min 60% de EtOH 60 min EtOH al 70% 60 min Haga una pausa! Es posible que parar aquí y almacenar los tejidos en un 70% EtOH a 4 ° C durante varios meses. 85% de EtOH 60 min EtOH al 95% (+ eosina) durante la noche NB! Eosina se añade a las manchas de los tejidos de color rosa lo que facilita su detección durante la inclusión y corte, pero puede ser excluida. 1.3 Día 3 deshidratación y embeddING NB! Arabidopsis / versión de colza incrustación. NB! Todas las medidas a temperatura ambiente y agitando suavemente, si no se indica otra cosa. EtOH al 100% (+ eosina) 30 min EtOH al 100% (+ eosina) 30 min EtOH al 100% (+ eosina) 60 min EtOH al 100% (+ eosina) 60 min NB! La transferencia de los tejidos a viales de centelleo o viales (vidrio). 75% + 25% EtOH Histoclear II 30 min 50% + 50% EtOH Histoclear II 30 min 25% + 75% EtOH Histoclear II 30 min 100% Histoclear II 60 min 100% Histoclear II 60 min 100% Histoclear II + ¼ volúmenes de chips Histowax durante la noche (no sacudir) NB! En el último paso de la concentración de Histowax no es crucial, sólo vierte en algunos chips de cera. 1.4 Día 4 Incorporación de NB! Arabidopsis / versión de colza incrustación. Colocar los viales con los tejidos a 42 ° C hasta que las virutas de cera derretirse por completo. A continuación, agregue ¼ volumen de chips de cera y dejar que derrita completamente. Mover a +60 ° C y dejar los viales durante varias horas. Finalmente, vuelva a colocar la cera / II Histoclear con cera derretida y recién se incuban durante la noche a 60 ° C. 1.5 Día 5 Incorporación de NB! Arabidopsis / versión de colza incrustación. 100% derretida Histowax 60 ° C (Cambiar la mañana y noche) 1.6 Día 6 Integración NB! Arabidopsis / versión de colza incrustación. 100% derretida Histowax 60 ° C (Cambiar la mañana y noche) NB! En el protocolo de Arabidopsis / colza (en comparación con el protocolo de abeto rojo) no es un Día 7 incrustación de la misma manera como en los días 5-6, es decir, 100% Histowax funde a 60 ° C y el cambio por la mañana y por la tarde NB! Esta bien, si la cera de vez en cuando se cambia una vez al día, pero luego se necesitan dos días para completar un día de cambios. El cambio de cera también se puede continuar por dos días más sin ningún problema. Esto se recomienda para muestras grandes, ya que ayuda a la infiltración de la cera en el centro de estos tejidos. 1.7 Día 7 incrustación de objetos (el día 8 en el protocolo de Arabidopsis / colza) (Film! Los detalles técnicos se muestra en la película) Precaliente placas de Petri y / o moldes a +60 ° C. A su vez en una placa caliente (60 ° C) y asegúrese de Histowax derretida está disponible. Vierta los tejidos y Histowax se fundió en una placa de Petri (o un molde) colocado en el plato caliente. Añadir más Histowax modo que los tejidos están cubiertos. Calentar un par de pinzas y distribución de los tejidos de manera uniforme en el plato. Llene la caja de Petri (o molde). Si la cera se endurece antes de que los tejidos están en la posición correcta, se calienta de nuevo o eliminar la cera endurecida con el par de pinzas se calienta. Dejar que la cera de bloques se endurecen a temperatura ambiente antes de colocarlos en el 4 ° C. Es mejor hacer varios bloques de cera en lugar de incrustar los tejidos con demasiada fuerza ya que el bloque de cera puede rajarse cuando las piezas se cortan durante el corte. Haga una pausa! Almacenar a 4 ygrados; C. Los tejidos son estables durante años. NB! Trabajo RNasa libre de este paso y en adelante. Use guantes, DEPC tratar MilliQ de agua, tampones, cristalería, etc, tampones autoclave y horno de vidrio, etc, cuando proceda. 2. Seccionamiento (detalles Film! Técnico se muestran en la película) A su vez en dos platos calientes (60 ° C y +42 ° C) y asegúrese de Histowax derretida está disponible. Calentar un bisturí y corte cuidadosamente un bloque de cera de tejido de la placa de Petri (que podría romperse si uno es demasiado violento), o quitarlo del molde. Cuando un bloque de cera solo se ha separado, la forma de la pieza en el tamaño y la forma de facilitar el corte en el microtomo. La pieza de cera debe tener una cera extra "talón", debajo del tejido para que pueda ser conectada a la titular del bloque. Calentar el titular de bloque y el talón en la placa caliente (60 ° C) y fusionarlas. Podría ser necesario que se ponga una gota de Histowax II para hacer la fusión estable. Deje que se endurezca en el 4 ° C. Cortar el bloque de cera en secciones de 6-8 micras de espesor conectados en una larga cinta utilizando un microtomo. NB! Esto será más fácil si el bloque de cera es la cámara fría, es decir, el bloque de cera en el 4 ° C y llevarlo a la nevera al iniciar el corte. También puede ser beneficioso para mantener el frío cuchillo. Estudio de las cintas de las secciones de una lupa y marca los que se utilizarán. Ponga RNasa libre MilliQ de agua en las diapositivas (Probe-On Plus de Fisher Biotecnología, que se pre-limpiado y cargado). Corte la cinta en trozos más pequeños y los puso ("back" o el lado "brillante" hacia abajo) en las diapositivas. Las diapositivas con las cintas deben ser colocados en una placa de +42 ° C. La cinta debe aplanar (esto es importante!) En el agua. Que las secciones sentarse durante unos minutos y luego usar un papel Kimwipe / tejido para drenaje del agua. Deje los portaobjetos en la placa durante 1-2 horas. Incubación los portaobjetos en 42 ° C durante la noche para que los tejidos se adhieran a las diapositivas. Haga una pausa! Se recomienda el uso de las secciones lo más pronto posible, pero se pueden almacenar en seco en cajas cerradas con desecante hasta varios días a 4 ° C. 3. LA TOMA DE LAS SONDAS La hibridación in situ detecta expresión utilizando una sonda específica marcada por un determinado ARNm. La sonda, que suele ser un trozo de ARN complementarias, pueden ser marcadas con digoxigenina, DIG. DIG es una molécula pequeña, que se puede conectar a la uridina y por lo tanto incorporado en la sonda de ARN y luego detectados utilizando DIG anticuerpos específicos. El diseño y la fabricación de la sonda es el paso más crítico en un ARN en el experimento de hibridación in situ. Se debe tener cuidado para asegurarse de que la sonda tiene una alta especificidad y se etiqueta con UTPs de alta calidad. A veces la temperatura de hibridación y / o la longitud de la reacción tiene que ser ajustado para las sondas específicas. Como siempre, se debe tener cuidado para evitar la contaminación de RNasa. Antes de etiquetado, aislar a una plantilla de acuerdo a sus protocolos estándar, por ejemplo, uso clones cDNA, PCR fragmentos, y alinear la plantilla. Fragmentos de sentido y antisentido son aislados y amplificados a partir de la plantilla con primers específicos de genes. De fragmentos de amplificación de PCR no utilizan las enzimas que producen salientes 3 '. Para todos los fragmentos de un T7 (o SP6 o T3) saliente se agrega utilizando los cebadores que lleva el T7-secuencia o el uso de un vector con un promotor T7-. El sentido (ARNm o (- cadena)) de la sonda tiene la misma secuencia que el ARNm de destino y no se hibridan con el ARNm diana, mientras que el antisentido (anti-ARNm o (+) hebra) de la sonda que la secuencia complementaria y por lo tanto se hibridan con el objetivo de dar la señal de interés. La sonda de sentido se utiliza como control negativo y no hay señal se obtendrá si el experimento funcionaba correctamente. Un control positivo también es necesaria, por ejemplo, una sonda que detecta un gen mantenimiento de la casa. La mayoría de las diapositivas debe ser hibridado con las sondas antisentido, mientras que sólo unas cuantas diapositivas debe ser hibridado con las sondas de control diferentes. 3.1 Sonda de etiquetado utilizando Transcripción in vitro Los reactivos de la DIG RNA Etiquetado Kit (SP6/T7, 11175025910, Roche Ciencias Aplicadas, Mannheim, Alemania) o similares se utilizan al etiquetar las sondas. La reacción de 20 l se describe aquí debería producir unos 10 g de ARN marcada con DIG. Hacer una transcripción in vitro para incorporar nucleótidos marcados. Añadir los siguientes reactivos a un tubo (mantener en hielo): Ingrediente volumen / cantidad 10 x NTP mezcla de etiquetado 2 l 10 x tampón de transcripción 2 l Protector de inhibidor de RNasa 1 l (20U) ARN polimerasa T7 (SP6 o T3) 2 l Plantilla de ADN (500-1000 ng) x l RNasa libre MilliQ de agua l y, hasta un volumen final de 18 l Mezclar la mezcla de etiquetado NTP, tampón de transcripción, inhibidor de RNasa (NB! si la sonda es corto, por ejemplo, <500bp, usted puede aumentar la concentración de inhibidor de RNasa de 40U), de la polimerasa de ADN molde y el agua y centrifugar brevemente. Incubar la mezcla de reacción a 37 ° C durante 2 horas (NB! si la sonda es corto, por ejemplo, <500bp, aumentar el tiempo de reacción a 06.04 horas). Añadir 2 l de DNasa I y se incuba a 37 ° C durante 15 min. Detener la reacción añadiendo 2 l 0,2 M EDTA (pH 8,0). Compruebe el producto en gel. Precipitar la sonda mediante la adición de 2,5 l de 4 M LiCl y 75 l de etanol> 99,5%. Mezclar bien e incubar a -20 ° C durante la noche (NB! No utilice tRNA como portador. En lugar de utilizar el glucógeno o de acrilamida según los fabricantes). Centrífuga (13 000 rpm) durante 30 minutos a 4 ° C y retirar el sobrenadante. Lavar el sedimento (por lo menos 10 min 13 000 rpm) dos veces en el 70% de etanol (~ 150 a 300 l). Eliminar el sobrenadante y dejar que el pellet seco. Resuspender la sonda en 30 l de RNasa libre de agua durante 1-2 horas en el hielo. Haga una pausa! La sonda puede ser almacenado a -20 ° C durante más de un año. NB! Guardar muestras de 0,5 l en el paso 21 (antes de la transcripción in vitro), el paso 23 (antes del tratamiento con DNasa), el paso 24 (después del tratamiento con DNasa, pero antes de la precipitación) y una muestra de l a partir del paso 27 (cuando la sonda se ha resuspendido). Ejecutar las muestras en un gel de nondenaturating TBE 1%. Si la reacción DNasa ha funcionado correctamente en la plantilla de banda va a desaparecer. La transcripción in vitro debería generar una gruesa banda de RNA de aproximadamente el tamaño correcto. Si ves a múltiples bandas, denaturate las muestras a 80 ° C durante 5 minutos, seguido de enfriamiento en hielo antes de la carga. Si la recuperación desde el paso 27 se ve mal que podría ser así porque la sonda no se volvió a suspender también. Incubar el ARN a +55 ° C 50-10 minutos para llegar a una solución. 3.2 La hidrólisis de las sondas de largo NB! Si la sonda es mayor de 150 pb que se debe reducir a 50-150 pb para dar una señal de alto, debido a una mejor penetración. La sonda puede ser químicamente degradados en un tampón carbonato (pH 10.2). Si la sonda es del tamaño correcto omitir el paso de hidrólisis, pero recuerde que debe añadir un formamida volumen, es decir, 30 l, a la sonda. Prepare 0,2 M de bicarbonato de sodio (NaHCO 3) y 0,2 M de carbonato de sodio (Na 2 CO 3). Ambos deben ser frescos. Prueba de los dos topes mediante la mezcla de 5 ml H 2 O, 2 ml 0,2 M NaHCO 3 y 3 ml de 0,2 M Na 2 CO 3. El pH debe ser ~ 10.2. Calcular el tiempo de incubación: El tiempo de incubación (en minutos) = (L 0-L f) / (K * L * L 0 f) L = 0 a partir de longitud de la sonda en kb L f = longitud final de la sonda en kb = 0.100 kb por ejemplo, K = tasa constante de hidrólisis = 0,11 kb-1min-1 Hidrolizar la mitad de la sonda, guarde el resto para más tarde. Diluir la sonda a 50 ml con agua libre de RNasa y se añaden 20 l 0,2 M NaHCO 3 (añadir primero) y 30 l 0,2 M Na 2 CO 3. Mezclar e incubar a 60 ° C durante el tiempo de incubación calculado. Detener la reacción añadiendo 10 l de un pH 4,7 M NaOAc. Precipitar la sonda mediante la adición de 10 l 4 M LiCl 2 y 300 l etanol (glucógeno NB! uso o la acrilamida como soporte, si es necesario). Se incuba a 20 ° C durante la noche. Centrífuga (13 000 rpm) durante 30 minutos a 4 ° C y retirar el sobrenadante. Lavar el sedimento dos veces en el 70% de etanol (~ 300 l). Centrífuga (13 000 rpm) por lo menos 10 minutos en cada lavado a 4 ° C. Eliminar el sobrenadante y dejar que el pellet seco. Resuspender la sonda en 30 l de RNasa libre MilliQ de agua. Añadir un volumen de formamida, es decir, 30 l, a la sonda. Haga una pausa! La sonda puede ser almacenado a -20 ° C durante más de un año. NB! Tomar 2 l de la sonda no hidrolizadas y 2 l de la sonda hidrolizado (antes de la formamida se añade) y comprobar en un gel de nondenaturating TBE 1%. Debe haber una diferencia de tamaño entre las dos muestras. Las sondas que tenga que ser desnaturalizado a 80 ° C durante 5 minutos, seguido de enfriamiento en hielo antes de la carga. 4. Hibridación in situ (detalles Film! Técnico se muestran en la película) Asegúrese de que todas las soluciones son RNasa libre! No es necesario tratar con DEPC todo, pero el uso de por lo menos en autoclave MilliQ de agua. Asegúrese de que todos los objetos de vidrio se calienta a 200 ° C durante la noche o por lo menos durante 5 horas. El tratamiento de los envases de plástico y revuelva barras con NaOH 0,1 M con agitación durante la noche. Enjuague los contenedores de plástico en varias ocasiones con autoclave MilliQ de agua (~ 500 ml / contenedor). Es crucial para enjuagar los recipientes con cuidado para evitar restos de NaOH que podrían dificultar la hibridación. DEPC tratar a todas las soluciones de reserva, salvo el Tris-buffer. Compruebe todas las soluciones, etc antes de comenzar el experimento para asegurarse de que todo está disponible. Hasta el paso 61 (con excepción de los pasos 51-52) que mantenga las diapositivas en un bastidor, que se mueve con facilidad entre los contenedores. 4.1 En la sección de pre-tratamiento in situ Desparafinar / deshidratar secciones: 2x 10 min Histoclear II (uso de envases de vidrio) 2x 1-2 min EtOH al 100% 1-2 min 95% EtOH 1-2 min 90% EtOH 1-2 min 80% EtOH 1-2 min 60% EtOH 1-2 min 30% EtOH 1-2 min H 2 O Se lavan los portas durante 15-20 minutos en 2 x SSC a temperatura ambiente (NB! Prepare el paraformaldehído utilizado en el paso 42 durante el tiempo de incubación). El tratamiento de los tejidos durante 30 minutos con proteinasa K a 37 ° C con agitación suave (por ejemplo, 1 mg / ml de Arabidopsis / colza y de 3 mg / ml para el abeto rojo). Mezclar y precalentar a 37 ° C 100 mM Tris pH 8 y 50 mM EDTA. Añadir proteinasa K inmediatamente antes del tratamiento de las diapositivas. NB! El tratamiento con proteinasa K debe ser optimizado en función de los tejidos, las especies de plantas y la edad. (NB! Prepare la trietanolamina utilizado en el paso 45, durante el tiempo de incubación). El tratamiento de las diapositivas durante 2 minutos con 2mg/ml glicina en 1x PBS a temperatura ambiente. (NB! Mezclar la glicina con PBS el día antes de usarlo para asegurarse de que la glicina esté bien disuelta). Se lavan los portas durante 2 minutos en 1x PBS a temperatura ambiente. Se lavan los portas durante 2 minutos en 1x PBS a temperatura ambiente. Incubar los portaobjetos durante 10 minutos con un 4% (w / v) paraformaldehído (recién hecho) en 1x PBS pH 7 a temperatura ambiente. El uso de envases de vidrio. Se lavan los portas durante 5 minutos en 1x PBS a temperatura ambiente. Se lavan los portas durante 5 minutos en 1x PBS a temperatura ambiente. (Dispense anhídrido acético en la solución en el paso 45). Incubar los portaobjetos durante 10 minutos en 0,1 M de trietanolamina (hecho pH fresco, 8) y el anhídrido acético a temperatura ambiente. Se lavan los portas durante 5 minutos en 1x PBS a temperatura ambiente. Se lavan los portas durante 5 minutos en 1x PBS a temperatura ambiente. Deshidratar: 30 seg 30% EtOH 30 seg 60% EtOH 30 seg 80% EtOH 30 seg 90% EtOH 30 seg EtOH al 95% 2x 30 segundos EtOH al 100% Haga una pausa! Es posible parar aquí y guardar las diapositivas en un recipiente con una pequeña cantidad de EtOH en la parte inferior a + 4 ° C durante varias horas. 4.2 La hibridación in situ (Film! Los detalles técnicos se muestra en la película) Decidir que se desliza para el uso de que las sondas, no se olvide de utilizar tanto el sentido y las sondas antisentido, así como un control positivo. (NB! ProbeOn Plus diapositivas de la Biotecnología Fisher tienen un glaseado blanco que les permite ser insertado en parejas durante las etapas de la hibridación / detección del protocolo.) La misma sonda con la misma concentración debe ser usado en un par de diapositivas específicas. Determine la cantidad de solución de hibridación para hacer en función del número total de pares de diapositivas. Precaliente el sulfato de dextrano en +60 ° C. La solución de hibridación es muy viscoso del sulfato de dextrano. Ponga la solución de hibridación en 60 ° C y será más fácil de manejar. Seque al aire las diapositivas en las toallas de papel o papeles Kimwipe / tejido antes de que la sonda se aplica. Las diapositivas deberán estar completamente secas. Para cada par de guías añadir la sonda. Es importante probar diferentes concentraciones de la sonda (por ejemplo, 0,5, 2 y 4 l) para encontrar la concentración óptima antes del experimento real es preformada. Solución de hibridación 5 pares de diapositivas 10 pares de diapositivas 15 pares de diapositivas 20 pares de diapositivas 10x en sales in situ 100 l 200 l 300 l 400 l formamida desionizada 400 l 800 l 1200 l 1600 l 50% de sulfato de dextrano (60 ° C) 200 l 400 l 600 l 800 l Solución de 50x Denhardt 20 l 40 ml 60 l 80 l tRNA (100mg/ml) 10 l 20 l 30 l 40 ml H 2 O (DEPC tratados) 70 l 140 l 210 l 280 l Volumen total 800 l 1600 l 2400 l 3200 l Diluir la sonda en RNasa libre MilliQ de agua hasta un volumen final de 20 microlitros. Añadir un volumen (es decir, 20 l) formamida a la sonda para obtener un volumen total de 40 ml. El calor de la sonda a 80 ° C durante 2 minutos. Lugar en hielo durante 2 min. Espín hacia abajo. Mantenga la sonda en el hielo. Esta sonda mezcla es suficiente para un par de guías. Se multiplican según el número total de pares de diapositivas para la sonda específica. Añadir 160 l de solución de hibridación para cada par de guías para obtener un volumen final de 200 l (160 l solución de hibridación de la sonda + 40 l) por cada par de diapositivas. Mezcla sin generar burbujas. Aplicar la sonda a una diapositiva y poco a poco fusible los dos portaobjetos. (Intercalando NB! sólo se puede hacer con la sonda-en diapositivas Plus, o diapositivas equivalentes. Desliza sin helar se utilizan uso cubreobjetos en vez de sandwich.) Elevar diapositivas sobre toallas de papel húmedo en un recipiente de plástico (que sella herméticamente), utilizando pipetas de plástico. Hibridar 50-55 ° C durante la noche (12.16 horas). 4.3 La hibridación in situ mensaje (Film! Los detalles técnicos se muestra en la película) Prepare la hibridación in situ por el calentamiento posterior ~ 2 L 0,2 x SSC (55 ° C) y ~ 2 L 1x NTE (+37 ° C) durante la noche. Más cooperación Sur-Sur y la NTE son necesarios si el tratamiento de RNasa (pasos 57-59 abajo) se lleva a cabo. Sumerja cada par de diapositivas en caliente SSC 0,2 x (ver arriba) para separar y enjuague. A continuación, colocarlos en una rejilla en un contenedorcon agua tibia SSC 0.2x. Se lavan los portas durante 60 minutos en 0,2 x SSC con agitación suave a 55 ° C. (NB! Prepare la solución de bloqueo Boehringer utilizado en el paso 63 durante el tiempo de incubación). Repita el lavado en 0,2 x SSC durante 60 minutos. (NB! Si el paso de RNasa se ​​lleva a cabo que el deshielo de RNasa durante la incubación, si no se continúe con el paso 60.) Opcional: Se lavan los portas durante 5 minutos en agua tibia NTE 1x (ver más arriba) a 37 ° C con agitación suave. Opcional: Repita el lavado de NTE 1x caliente durante 5 min a 37 ° C con agtation suave. Opcional: Tratar las diapositivas con RNasa (20 mg / ml RNasa A en 1x NTE) durante 30 minutos a 37 ° C con agitación suave. Luego lavar durante 5 minutos en NTE 1x a +37 ° C con agitación suave. Repita el lavado NTE 1x. Se lavan los portas durante 60 minutos en 0,2 x SSC a 55 ° C con agitación suave. (NB! Prepare la solución de bloque que se utiliza en los pasos 64-65 y 67 durante el tiempo de incubación). Se lavan los portas durante 5 min en 1x PBS a temperatura ambiente (Pause! Usted puede guardar las diapositivas en 1XPBS a 4 ° C durante la noche si desea continuar al día siguiente.) Colocar los portaobjetos en la parte inferior de un recipiente grande de plástico con el lado de la muestra. Incubar el portaobjetos con un bloque de Boehringer% en 100 mM Tris pH 7,5, NaCl 150 mM durante 45 min a temperatura ambiente con agitación suave. Sólo cubren los portaobjetos con la solución de bloqueo. Vierta la solución de bloqueo, mientras que las diapositivas todavía están en el contenedor de plástico o colocar los portaobjetos en un nuevo contenedor. Cuando vertiendo la solución de las diapositivas por lo general se adhieren al recipiente de plástico, pero asegúrese de que no se caigan fuera del contenedor. Vuelva a colocar el bloque de Boehringer solución con 1,0% de BSA en 100 mM Tris pH 7,5, 150 mM NaCl, 0,3% Triton X-100. Realizar la incubación como en el paso 63. Diluir el anticuerpo anti-DIG (1:1250, es decir, 8 l anticuerpos en 10 ml de BSA) en la solución de BSA / Tris / NaCl / Triton de 64 pasos. Hacer un charco de solución de anticuerpos en una bolsa de pesar la cápsula. Sandwich portaobjetos, para permitir que las fuerzas capilares para tirar de la solución. Escurrir sobre papel Kimwipe / tejido y repito, tratar de evitar las burbujas. Elevar diapositivas sobre toallas de papel húmedo en un recipiente de plástico y deje las diapositivas para sentarse a temperatura ambiente durante 2 horas. Drenaje se desliza sobre Kimwipe / un pañuelo de papel y por separado. Coloque en el fondo del recipiente de plástico como en el paso 63. Lavar 4 veces en la solución de BSA / Tris / NaCl / Triton. 15 min cada vez, una suave agitación a temperatura ambiente. 10 min 100 mM Tris pH 9,5, 100 mM NaCl, 50 mM MgCl 2. Coloque en el fondo del recipiente de plástico como en el paso 63. Dip de diapositivas en Tris pH 2 9.5/NaCl/MgCl solución para asegurar que todos los de detergente se lava. Haga sándwiches y elaborar una solución azul occidental como en el 65. Repetir una vez. Colocar los portaobjetos en un recipiente de plástico por encima de las toallas de papel húmedo en la oscuridad total (envolver en papel de aluminio) por 1-5 días a temperatura ambiente. Verificación después de 6 horas, 12 y 24 de una vez todos los días. Diapositivas Escurrir, enjuagar en 1xTE para detener la reacción. Puesto en la cubierta se desliza antes de las diapositivas se examinan en el microscopio. Las diapositivas se pueden guardar en 1x TE durante varios meses, pero tomar fotos tan pronto como sea posible. RECETAS / SOLUCIONES DE ARCHIVO NB! Uso libre de RNasa MilliQ de agua tanto como sea posible, por ejemplo, DEPC tratamiento MilliQ de agua (0,1% Añadir DEPC. Deje autoclave durante la noche. (20 minutos a 15 psi, es decir, 1,05 kg / cm 2, en el ciclo de líquido) o su uso en al autoclave MilliQ de agua. En la preparación de tampones y soluciones de archivo también es posible disolver RNasa libre de sales, etc en el agua tratada con DEPC, en lugar de DEPC el tratamiento de los tampones y soluciones de valores propios. Si no DEPC tratar el agua , tampones y soluciones de archivo, al menos, esterilizar en autoclave o filtrarlos. Haga una pausa! Buffers almacenar y soluciones en acciones a temperatura ambiente si no se indica otra cosa. NB! Usted puede encontrar muchos de los amortiguadores, así como consejos sobre cómo hacer que en la clonación molecular (Sambrook, J., y Russell DW. 2001. Molecular Cloning Manual de Laboratorio. 3 ed. Cold Spring Harbor Laboratory Press, Cold Spring Harbor, Nueva York, EE.UU.). Anhídrido acético en 0,1 M de trietanolamina (pH 8, volumen: 800 ml). Ingrediente volumen / cantidad concentración final Trietanolamina 10,4 ml 0,1 M de trietanolamina MilliQ de agua 786,4 ml volumen final de 800 ml HCl 3,2 ml dando pH8.0 El anhídrido acético 4,8 ml 0,6% Para hacer trietanolamina 0,1 M, pH 8,0, diluir 10,4 ml de trietanolamina en 786,4 ml de H 2 O y añadir 3,2 ml de HCl para llevar el pH a 8.0 (consulte con el indicador de pH). Elevar el bastidor de diapositivas con pipetas de plástico rotos 10 ml o similar en un recipiente de trietanolamina con una barra de agitación en la parte inferior. Prescindir de 4,8 ml de anhídrido acético en la trietanolamina unos minutos antes de poner diapositivas en la que se mezcla bien. NB! Hacer la trietanolamina 0,1 M fresco y el anhídrido acético, añadir justo antes de la incubación. NB! El uso de envases de vidrio. Trietanolamina buffer debe ser utilizado por el anhídrido acético es inestable en el agua. Agarosa (1%) en gel de 1 x TBE (volumen: 100 ml) Ingrediente volumen / cantidad concentración final Agarosa 1 g 1% 1 x TBE hasta 100 ml Mezcla de agarosa con 1 x TBE. Calor / hervir hasta que la agarosa se haya derretido. Lanzar un gel. Correr el gel en una solución tampón 1 x TBE. Sulfato de dextrano Diluir 5 g de sulfato de dextrano a 10 ml con tratada con DEPC MilliQ de agua (es decir, 50% (w / v)) y se disuelven en 60 ° C. Haga una pausa! Almacenar a -20 ° C. EDTA 0,5 M pH 8,0 (Titriplex III, volumen 500 ml) Ingrediente volumen / cantidad concentración final EDTA (372,24 g / mol) 93,06 g EDTA 0,5 M MilliQ de agua hasta 500 ml NaOH ~ 10 g pellets dar a pH 8,0 DEPC 0,5 ml 0,1% DEPC Disolver el EDTA en agua (que sucede a pH 8,0), ajustado a un volumen final de 500 ml. Añadir 0,1% DEPC. Deja toda la noche. Autoclave. Fix solución / fijador (pasos 1-3, 42) – 4% (w / v) de paraformaldehído en PBS 1x, pH 7,0 (650 ml) Ingrediente volumen / cantidad concentración final MilliQ de agua 585 ml 10x PBS 65 ml 1x PBS 10M NaOH 520 l pH da ~ 11 Paraformaldehído 26 g 4% HCl concentrado 449 l pH da ~ 7 Mezclar el agua, PBS y NaOH y el calor a 60-70 ° C (la temperatura y el pH alto, será más fácil de disolver el paraformaldehído. Añadir (en campana extractora de humos) paraformaldehído. Cuando la solución se ha despejado el lugar en el hielo y ajustar el pH a 7,0 mediante la adición de 449 l de HCl concentrado. NB! Hacer fresco. NB! En el protocolo de glutaraldehído abeto se añadió a una concentración final de 0,25%, es decir, 6,5 ml de glutaraldehído al 25% del volumen total de 650 ml o 10 ml de glutaraldehído al 25% del volumen total de 1.000 ml (recuerde que para reducir el agua con un igual volumen). NB! Añadir unas gotas de Tween 20 y / o Triton X-100, se ajusta el pH, para reducir la tensión superficial para facilitar la fijación en los pasos 1-3. NO UTILICE EN EL PASO 42! NB! La fijación de tejidos de la planta un volumen menor (por ejemplo, 100 – 200 ml) de fijador es generalmente necesario. 10x en sales in situ (volumen 100 ml) Ingrediente volumen / cantidad concentración final 5 M NaCl 60 ml 3M NaCl 1 M Tris-Cl pH 8,0 10 ml 0,100 M Tris 1 M Na fosfato pH 6,8 10 ml 0,100 M Na fosfato EDTA 0,5 M 10 ml 0,050 M EDTA MilliQ de agua hasta 100 ml Mezcla de un tampón fosfato de Na con un pH de 6,8 (46,3 ml 1 M Na 2 HPO 4 + 53,7 ml de 1 M NaH 2 PO 4). Mezcla de NaCl, Tris, Na tampón fosfato, EDTA y agua. Autoclave. Pausa! Almacenar a -20 ° C. 4 M LiCl 2 (cloruro de litio, el volumen: 100 ml) Ingrediente volumen / cantidad concentración final LiCl 2 (42,39 g / mol) 16,956 g 4M LiCl 2 MilliQ de agua hasta 100 ml DEPC 0,1 ml 0,1% DEPC Disolver LiCl 2 en el agua, adaptarse a un volumen final de 100 ml. Añadir 0,1% DEPC. Deja toda la noche. Autoclave. Haga una pausa! Almacenar a 4 ° C. 1 M de MgCl 2 · H 2 O (cloruro de magnesio, el volumen: 100 ml) Ingrediente volumen / cantidad concentración final De MgCl 2 · H 2 O (203,30 g / mol) 20,33 g 1 M de MgCl 2 · H 2 O MilliQ de agua hasta 100 ml DEPC 0,1 ml 0,1% DEPC Disolver en agua de MgCl 2, ajustarse a un volumen final de 100 ml. Añadir 0,1% DEPC. Deja toda la noche. Autoclave. NB! MgCl2 es muy higroscópico. No almacene las botellas abiertas por largos periodos de tiempo. 5 M NaCl (cloruro de sodio, el volumen: 1 l) Ingrediente volumen / cantidad concentración final NaCl (58,44 g / mol) 292,2 g 5 M NaCl MilliQ de agua hasta 1 litro DEPC 1 ml 0,1% DEPC Disolver NaCl en agua, adaptarse a un volumen final de 1 l. Añadir 0,1% DEPC. Deja toda la noche. Autoclave. 1 M NaOAc pH 4,7 (acetato de sodio, el volumen: 100 ml) Ingrediente volumen / cantidad concentración final NaOAc (82,03 g / mol) 0,8203 g 1 M NaOAc MilliQ de agua hasta 100 ml El ácido acético dar a pH 4,7 DEPC 0,1 ml 0,1% DEPC Disolver NaOAc en el agua. Ajustar el pH a 4.7. Ajuste un volumen final de 100 ml. Añadir 0,1% DEPC. Deja toda la noche. Autoclave. 0,2 M Na 2 CO 3 pH11.4 (carbonato de sodio, el volumen: 10 ml) Ingrediente volumen / cantidad concentración final Na 2 CO 3 </sub> 0,21198 g 0,2 M Na 2 CO 3 pH = 11,4 MilliQ de agua hasta 10 ml Disolver Na 2 CO 3 en agua, ajustar a un volumen final de 10 ml. El pH debe ser 11.4. NB! Hacer fresco. 0,2 M NaHCO 3 pH8.2 (bicarbonato de sodio, el volumen: 10 ml) Ingrediente volumen / cantidad concentración final NaHCO3 0,16802 g 0,2 M NaHCO 3: pH = 8,2 MilliQ de agua hasta 10 ml Disolver NaHCO 3 en el agua, adaptarse a un volumen final de 10 ml. El pH debe ser 8,2. NB! Hacer fresco. 1 M Na 2 HPO 4 · 2 H 2 O (volumen 500 ml) Ingrediente volumen / cantidad concentración final Na 2 HPO 4 · 2 H 2 O (177,99 g / mol) 88,995 g 1 M Na 2 HPO 4 MilliQ de agua hasta 500 ml DEPC 0,5 ml 0,1% DEPC Disolver Na 2 HPO 4 en el agua, adaptarse a un volumen final de 500 ml. Añadir 0,1% DEPC. Deja toda la noche. Autoclave. 1 M NaH 2 PO 4 · H 2 O (volumen 500 ml) Ingrediente volumen / cantidad concentración final NaH 2 PO 4 · H 2 O (137,99 g / mol) 68,995 g 1 M NaH 2 PO 4 MilliQ de agua hasta 500 ml DEPC 0,5 ml 0,1% DEPC Disolver NaH 2 PO 4 en el agua, adaptarse a un volumen final de 500 ml. Añadir 0,1% DEPC. Deja toda la noche. Autoclave. NTE 5x (volumen total: 1 l) Ingrediente volumen / cantidad concentración final 5 M NaCl 500 ml 2,5 M NaCl 1 M Tris-Cl pH 8 25 ml 50 mM Tris-Cl pH 8 EDTA 0,5 M 5 ml 5 mM EDTA MilliQ de agua 470 ml 1l volumen final Mezcla de NaCl, Tris, EDTA y agua. No DEPC tratar. Autoclave. 10 x PBS (buffer fosfato salino) pH 7.0 (volumen total: 1 l) Ingrediente volumen / cantidad concentración final 5 M NaCl 260 ml 1,3 M NaCl 1 M Na 2 HPO 4 70 ml 70 mM Na 2 HPO 4 1 M NaH 2 PO 4 30 ml 30 mM NaH 2 PO 4 MilliQ de agua 640 ml 1l volumen final DEPC 1 ml 0,1% DEPC Mezcla de NaCl, Na 2 HPO 4, NaH 2 PO 4 y el agua. Ajustar el pH a pH 7,0 con HCl. Añadir 0,1% DEPC. Deja toda la noche. Autoclave. 20x SSC pH 7,0 (volumen total: 1 l) Ingrediente volumen / cantidad concentración final NaCl (58,44 g / mol) 175,32 g 3 M NaCl Citrato de Na (294,1 g / mol) 88,23 g 0,300 M Na Citrato MilliQ de agua hasta 1 l HCl dando un pH de 7,5 DEPC 1 ml 0,1% DEPC Disolver NaCl y citrato de sodio en el agua ~ 800 ml. Ajustar el pH a pH 7,0 con HCl. Ajuste el volumen a 1 l con agua. Añadir 0,1% DEPC. Deja toda la noche. Autoclave. 5 x TBE (volumen: 1 l) Ingrediente volumen / cantidad concentración final Tris (121,14 g / mol) 54 g ~ 0,45 M Tris Ácido bórico (61,83 g / mol) 27,5 g ~ 0,45 M de ácido bórico EDTA (372,24 g / mol) 3,7 g ~ 0,01 M EDTA MilliQ de agua hasta 1 litro Mezcla de Tris, ácido bórico, EDTA y agua. El pH debe ser ~ 8,3. Diluir a 1 x TBE antes de su uso. 10 x TE pH 8,0 (Tris EDTA, volumen: 1 l) Ingrediente volumen / cantidad concentración final 1 M Tris-Cl, pH 8,0 100 ml 0,100 M Tris-Cl EDTA 0,5 M pH 8,0 100 ml 0,050 M EDTA MilliQ de agua hasta 1 litro Mezcla de Tris, EDTA y agua. No DEPC tratar. Autoclave. NB! Tris no debe ser tratada con DEPC! Uso libre de RNasa en polvo y se diluye con DEPC-treated/RNase-free MilliQ de agua. 1 M Tris-HCl pH 7,5 a 9,5 (volumen 500 ml) Ingrediente volumen / cantidad concentración final Tris (121,14 g / mol) 60,57 g 1 M Tris MilliQ de agua hasta 500 ml HCl dando un pH de 7,5 HCl dar a pH 8,0 NaOH dando un pH de 9,5 Disolver Tris en agua tratada con DEPC. Ajustar al pH deseado. Ajuste un volumen final de 500 ml. Autoclave. NB! Tris no debe ser tratada con DEPC! Uso libre de RNasa en polvo y se diluye con DEPC-treated/RNase-free MilliQ de agua. NB! En la clonación molecular (ver arriba) hay una tabla que describe la cantidad de HCl concentrado se necesita para alcanzar el pH correcto. MATERIAL Y MÉTODOS El protocolo en situ es el que antecede y en la película. Información adicional de aquí el material vegetal y sondas utilizadas en este ejemplo concreto se describen. Material vegetal y diseño experimental Conos masculinos de Picea abies [L] Karst. (Abeto rojo) se recogieron en Uppsala, Suecia, el otoño de 2007. Ocho conos fueron seccionadas y secciones decada cono se utilizan en cada tratamiento. Tres proteinasa K concentraciones fueron probados, 1, 3 y 5 mg / l y la concentración de cada uno, fueron tratados con o sin RNasa. Las diapositivas no tratados con RNasa se ​​quedaron en PBS durante el tratamiento con RNasa. Arabidopsis thaliana [L] Heynh. y Brassica napus L., se cultivan en condiciones controladas en cámara de cultivo con el 22 º C/18 º C día / noche las temperaturas y un fotoperíodo de 16 h. Inflorescencias jóvenes que contiene botones florales, las etapas 0-10 (etapas de acuerdo con Smyth 5) fueron estudiados. cRNA sondas ARN total fue aislado de P. abies conos masculinos como se describió anteriormente 6 y de A. thaliana y B. napus usando Trizol (Gibco BRL, Frederick, Maryland, EE.UU.) y la Planta de Qiagen RNeasy Mini Kit (Qiagen, Hilden, Alemania), respectivamente, de acuerdo con las recomendaciones del fabricante. El cDNA fue sintetizado a 0,5 a 1 mg de ARN total, dependiendo de la especie, utilizando Superíndice III de la transcriptasa inversa (Invitrogen, Carlsbad, California, EE.UU.) siguiendo las instrucciones del fabricante. AtAP3 y BnAP3 sentido y fragmentos de antisentido y P. fragmentos abies sentido fueron aislados y amplificados utilizando primers específicos de genes (Tabla 1). DAL13 fragmentos antisentido fueron aislados y amplificado utilizando los primers como en 7. Un voladizo T7 se añadió a los fragmentos de A. thaliana y P. abies utilizando modificado atrás primers llevar la T7-secuencia (Tabla 1). Un fragmento de 500 pb fue aislado utilizando BnAP3 primers específicos (Tabla 1) y se clonó en un vector pGEM-T con una T7-promotor. Para el P. abies fragmentos de todas las reacciones de PCR se realizaron en un volumen final de 20 l que contenía 0,2 U Phusion alta Fidility ADN polimerasa (Finnzymes, Espoo, Finlandia), 1x Phusion HF tampón, 200 mM de cada dNTP, 0,3 mM de cada imprimación y 25-50 ng de cDNA y un programa estándar de PCR se utilizó con la temperatura de recocido 60-55 ° C (la toma de contacto -1 ° C / ciclo), seguido de 55 ° C. Sentido y antisentido cRNA sondas para las tres especies fueron sintetizados con la transcripción in vitro utilizando el kit de etiquetado DIG RNA (SP6/T7; Roche Ciencias Aplicadas, Mannheim, Alemania) de acuerdo con las recomendaciones del fabricante y las sondas de largo fueron digeridos con aproximadamente 100-150 pb fragmentos con un Na 2 CO 3 de amortiguación de acuerdo a tres. RESULTADOS Aquí, en el resultado sección se describen tres ejemplos diferentes de los resultados típicos de experimentos in situ. El mecanismo genético que regula el desarrollo reproductivo en gimnospermas y angiospermas por la identidad especifica de órganos masculinos y femeninos parece ser conservado evolutivamente 7-9 a pesar de que los dos linajes separados de semillas de plantas hace 285 millones años 10. En A. thaliana los genes homeóticos florales APETALA3 (AP3 11) y PISTILLATA (IP 12) son necesarias y suficientes para especificar el desarrollo reproductivo masculino en el contexto de una flor, y esta función parece ser conservadas en el linaje de las angiospermas 13. En las gimnospermas, que carecen de flores y tienen sus órganos reproductores dispuestos en distintos conos masculinos y femeninos (Fig. 1A-C), genes homólogos a AP3 y PI se expresan específicamente en los órganos que producen polen del cono masculino, el microsporophylls 7,14. Por lo tanto, un conjunto similar de genes homólogos, tanto en angiospermas y gimnospermas define los órganos de polen fértil. Sondas genéticas específicas dirigidas contra AtAP3 y BnAP3, respectivamente, dio señales de la etapa 3 de los jóvenes brotes florales en una región que corresponde a la espiral de dos y tres en la A. thaliana y B. napus. En etapas posteriores brotes de las señales se limitaron a desarrollar pétalos y estambres (Fig. 2A y B). Estos resultados están de acuerdo con estudios previos 11,15,16. Sondas dirigidas hacia la AP3 homólogo en P. abies, DAL13, produce señales en el microsporophylls de P. abies conos masculinos, tanto antes como después de la terminación meristemo apical (Fig. 2C y D), como se espera de los estudios previos 7,14. Sondas sentido dio ninguna señal por encima del fondo (Fig. 3A-B y los datos no mostrados). En conjunto, estos resultados demuestran la expresión de A. thaliana AP3 y su orthologs en ​​B. napus y P. abies en el desarrollo de los órganos reproductivos masculinos. Figura 1. A.thaliana y B. napus flores y el polen producen conos masculinos de la P. de coníferas Fotos abies muestran inflorescencias con botones florales y flores abiertas de A.thaliana y B.napus en A y B, respectivamente. Tenga en cuenta que las flores de las angiospermas, aparte de la perianto estéril alberga los órganos reproductivos tanto masculinos como femeninos, estambres y carpelos. Se muestra en C es una rama de las gimnospermas P. abies con agujas verde vegetación y el rojo conos reproductivo masculino. Figura 2. Expresión de A. AP3 thaliana y los genes homólogos en B. napus y P. abies. Micrografías muestran secciones longitudinales de A. thaliana y B. inflorescencias napus en A y B, respectivamente, y P. abies conos masculinos en C y D. Secciones hibridación con sondas antisentido dirigidos contra AtAP3 en señal de muestra A y B BnAP3 en el segundo y tercer verticilo órganos florales. Números indican las fases florales, de acuerdo a Smyth 5. Antisentido sonda dirigida hacia el gen DAL13 dio la señal en el microsporophylls que producen polen de P. abies conos masculinos, como se muestra en CD. Ejemplos de microsporophylls se indican con flechas. Puntas de flecha en el punto de AD a la señal de hibridación, que aparece como morado. En C y D compuestos fenólicos dan color marrón inespecífica a celdas individuales en la médula central. s, sépalo, p, pétalo, st, estambre, c, carpelo; ms, microsporophyll, pi, medulares, pp; pre-polen de las células. Bar: 100 micras. Figura 3. DAL13 expresión en conos masculinos de P. abies. Todas las micrografías (AH), se muestran las secciones longitudinales de conos masculinos después de la terminación meristema apical. Puntas de flecha a punto de los tipos de células en las que se expresa DAL13. Las secciones en A, B y se hibridan con una sonda de control de los sentidos para determinar la tinción de fondo. Micrografías C a H se hibridan con una sonda antisentido DAL13. Secciones de los experimentos con y sin RNasa tratamiento se muestran en D, F, H y C, E, G, respectivamente. Micrografías de los experimentos con 1 mg / ml de proteinasa K se muestran en la C y D, 3 mg / ml en E y F, y 5 mg / ml de G y H. Bar: 100 micras.