Summary

Évaluation de la récupération fonctionnelle de l’activité du diaphragme eupnéique après une hémisection unilatérale de la moelle épinière cervicale chez le rat

Published: June 14, 2024
doi:

Summary

Les complications respiratoires sont la principale cause de décès chez les personnes atteintes d’une lésion de la moelle épinière cervicale (SCI). Les modèles animaux de SCIc sont essentiels pour les évaluations mécanistes et les études précliniques. Ici, nous introduisons une méthode reproductible pour évaluer la récupération fonctionnelle de l’activité du muscle du diaphragme (DIAm) après une hémisection spinale unilatérale C2 (C2SH) chez le rat.

Abstract

Après une LMEC, l’activation du DIAm peut être affectée en fonction de l’étendue de la lésion. Le présent manuscrit décrit un modèle unilatéral d’hémisection C2 (C2SH) de cSCI qui perturbe l’activité électromyographique (EMG) du diaphragme ipsilatéral eupnéique (iDIAm) pendant la respiration chez le rat. Pour évaluer la récupération de la commande motrice DIAm, il faut d’abord établir clairement l’ampleur du déficit dû au C2SH. En vérifiant une perte initiale complète d’EMG iDIAm pendant la respiration, la récupération ultérieure peut être classée comme absente ou présente, et l’étendue de la récupération peut être estimée à l’aide de l’amplitude de l’EMG. De plus, en mesurant l’absence continue d’activité EMG iDIAm pendant la respiration après la période de choc rachidien aigu après C2SH, le succès de l’activité initiale C2SH peut être validé. La mesure de l’activité EMG du diaphragme controlatéral (cDIAm) peut fournir des informations sur les effets compensatoires du C2SH, ce qui reflète également la neuroplasticité. De plus, les enregistrements EMG DIAm d’animaux éveillés peuvent fournir des informations physiologiques vitales sur le contrôle moteur des DIAm après C2SH. Cet article décrit une méthode pour un modèleC2SH rigoureux, reproductible et fiable de cSCI chez le rat, qui constitue une excellente plate-forme pour étudier la neuroplasticité respiratoire, l’activité compensatoire de cDIAm et les stratégies thérapeutiques et pharmaceutiques.

Introduction

Il y a plus de 300 000 personnes atteintes de lésions de la moelle épinière (LME) aux États-Unis, dont environ la moitié ont des lésions cervicales1. Ces blessures entraînent une perte importante de bien-être et exercent une pression financière sur les individus, leurs familles et le système de santé. Heureusement, la majorité des lésions médullaires sont incomplètes, ce qui permet de renforcer les voies épargnées1. Cette neuroplasticité peut permettre la récupération d’au moins une partie de la fonction, y compris l’activité DIAm, qui est importante pour les comportements ventilatoires et non ventilatoires. Ainsi, la promotion de la neuroplasticité est une piste de recherche prometteuse pour aider les personnes atteintes de LME2.

Les modèles de LME chez les rongeurs ont le potentiel de contribuer de manière substantielle à la découverte de traitements visant à améliorer la santé humaine. L’un des modèles classiques de LME utilisés pour étudier la neuroplasticité est une transsection unilatérale (hémisection) de la moelle épinière en C2 (C2SH), qui laisse le côté controlatéral intact 3,4,5,6,7,8,9,10,11,12,13. L’effet du C2SH sur le débit phrénique et l’importance des voies controlatérales épargnées ont été révélés pour la première fois il y a plus de cent ans par Porter12, dont l’article fondateur a jeté les bases des études modernes sur la neuroplasticité respiratoire. Le modèle C2SH interrompt les entrées descendantes du groupe respiratoire ventral rostral (rVRG) dans la moelle, qui contient les neurones prémoteurs responsables de la transmission de la production du rythme respiratoire14. Ces neurones prémoteurs rVRG transmettent également l’entraînement neuronal excitateur aux motoneurones phréniques (Figure 1). Plusieurs chercheurs ont adopté des approches différentes du modèle C2SH 10,11,15,16, ce qui peut expliquer en partie la variabilité de la récupération d’une étude à l’autre. En bref, les approches varient en termes d’épargne des funicules dorsaux, d’exécution d’une hémisection complète ou d’exécution d’une section partielle latérale qui n’interrompt pas complètement les entrées descendantes du rVRG ipsilatéral. En général, les modèles C2SH sont particulièrement utiles pour étudier la neuroplasticité respiratoire en raison des taux de récupération spontanée de l’activité électromyographique (EMG) eupnéique iDIAm au fil du temps, qui peuvent être améliorés par plusieurs facteurs, dont la signalisation neurotrophique 17,18,19,20,21. Cependant, une perte de fonction initiale, définie comme l’inhibition de l’activité eupnéique de l’EMG iDIAm, doit d’abord être établie avant que la récupération puisse être clairement classifiée. Cette validation de l’inactivité au moment deC2SH n’est pas faite dans plusieurs études 3,4,6,7,11,22,23.

Les évaluations histologiques de la moelle épinière excisée ne fournissent que des signes de dommages à l’emplacement approprié des voies bulbospinales excitatrices ipsilatérales innervant les motoneurones phréniques dans la moelle épinière, mais l’histologie ne remplace pas les preuves physiologiques (par exemple, DIAm EMG). De plus, les évaluations histologiques sont effectuées in ex vivo à des moments terminaux (souvent plusieurs semaines à quelques mois après la blessure) et ne fournissent pasd’informations en temps réel. Certains chercheurs ont noté que l’ampleur de la lésion est liée à la quantité de déficit fonctionnel ou à l’absence de déficit fonctionnel 5,24,25,26. Il est important de noter que la validité de telles affirmations dépend probablement fortement de la façon dont la « fonction » est classifiée (c’est-à-dire ce que sont les tâches fonctionnelles et comment elles sont quantifiées), et la variabilité entre les études met en évidence la difficulté de produire des lésions fonctionnellement identiques chez les animaux. En effet, les chercheurs ont souligné que la relation entre l’étendue de la blessure et la fonction locomotrice des muscles des membres (quantifiée par le score de Basso, Beattie et Bresnahan (BBB)24) n’est pas linéaire27,28. Dans des études antérieures, nous n’avons trouvé aucune relation entre l’étendue du C2SH et l’étendue de la récupération de l’activité EMG eupnéique iDIAm après une lésion 10,29,30,31, bien que d’autres chercheurs aient rapporté une relation entre la fonction ventilatoire et l’étendue de la substance blanche épargnant 5. Ainsi, dans le cas du modèle C2SH, une approche de validation fonctionnelle de l’inactivité iDIAm au moment de l’intervention et de préférence au début des expériences de lésions chroniques de la moelle épinière est à la fois bénéfique et nécessaire.

Le présent article souligne l’utilisation de l’EMG DIAm pour la confirmation en temps réel de la perte initiale d’EMG DIAm pendant la respiration après le C2SH ainsi que pour les évaluations de confirmation ultérieures 3 jours (jour 3) après la lésion 18,21,31,32,33. Dans des travaux antérieurs avec le modèle C2SH, des laparotomies répétées ont été effectuées pour enregistrer DIAm EMG 10,13,30,34. Cependant, des travaux plus récents ont utilisé des électrodes EMG chroniques, qui permettent d’enregistrer l’EMG chez des rats anesthésiés et éveillés. De plus, les électrodes chroniques réduisent le risque de pneumothorax et ne nécessitent pas de laparotomies répétées, ce qui peut entraîner une inhibition du DIAm35,36. Bien que des versions du modèle C2SH aient été utilisées par de nombreux chercheurs, la confirmation de l’inactivation de l’activité iDIAm n’a pas été faite au moment de la chirurgie 3,4,6,7,11,22,23. En l’absence d’une telle confirmation de l’inactivité, il est difficile de savoir quelle partie de la récupération ultérieure attribuer à la neuroplasticité des voies ipsilatérales par rapport aux voies controlatérales, qui peuvent avoir des impacts différentiels. Il s’agit d’une considération importante car l’entraînement neuronal inspiratoire du rVRG vers les motoneurones phréniques est principalement ipsilatéral, avec une perte d’environ 50% des entrées glutamatergiques excitatrices vers les motoneurones phréniques après C2SH33. Cependant, il reste des entrées excitatrices inspiratoires du rVRG controlatéral qui décussent sous le site de la lésion pour innerver les motoneurones phréniques ipsilatéraux et peuvent être renforcées par la neuroplasticité pour favoriser la récupération fonctionnelle. En supprimant l’entrée excitatrice ipsilatérale prédominante dans les motoneurones phréniques, l’activité EMG eupnéique iDIAm est perdue (au moins sous anesthésie), tandis que l’activité de la cDIAm se poursuit et est même améliorée. La perte d’activité EMG iDIAm pendant la respiration est donc une mesure de la réussite d’un C2SH (Figure 2).

Un certain niveau d’activité EMG iDIAm est présent dès 1 à 4 jours après C2SH chezles animaux éveillés23,37. De plus, chez les animaux décérébrés, l’activité iDIAm est présente dans les minutes à quelques heures qui suivent l’hémisection cervicale supérieure et est supprimée par l’anesthésie38. De plus, le succès du C2SH est validé en confirmant l’absence d’activité EMG iDIAm pendant la respiration (eupnée) chez les rats anesthésiés le 3e jour après la blessure. Des études d’imagerie confocale ont confirmé la perte d’entrées synaptiques glutamatergiques sur les motoneurones phréniques au cours de cette phase initiale de la lésion37. Au jour 3 après la blessure, s’il y a une activité résiduelle de l’EMG eupnéic iDIAm, cela est interprété comme une preuve d’élimination incomplète de l’entraînement inspiratoire descendant ipsilatéral du rVRG. Le présent article est divisé en trois sections : (1) enregistrements EMG DIAm chroniques, (2) C2SH et (3) acquisition de données EMG chez les animaux éveillés et anesthésiés. Ce protocole décrit un modèleC2SH rigoureux, reproductible et fiable de cSCI chez le rat, qui constitue une excellente plate-forme pour l’étude de la neuroplasticité respiratoire, de l’activité compensatoire de cDIAm, des stratégies thérapeutiques et pharmaceutiques.

Protocol

Ce protocole a été approuvé par le Comité institutionnel de soins et d’utilisation des animaux de la Mayo Clinic (numéro de protocole : A00003105-17-R23). Les animaux de la présente étude étaient un mélange de rats Sprague-Dawley mâles et femelles âgés d’environ 3 mois et pesant entre 200 g et 350 g. Les détails des réactifs et de l’équipement utilisés dans l’étude sont énumérés dans la table des matériaux. 1. Implantation d’électrodes</st…

Representative Results

L’approche présentée dans cet article minimise la variabilité inter-opérateurs en établissant des critères clairs pour l’évaluation de l’EMG DIAm dans un modèle deC2SH chez le rat. Tout d’abord, l’arrêt de l’activité eupnéique de l’EMG iDIAm immédiatement après C2SH doit être observé, comme le montre la figure 2. Si ce n’est pas le cas, une section secondaire peut être effectuée jusqu’à ce que l’activité eupnéique iDIAm disparaiss…

Discussion

C2 hémisection spinale
La procédure décrite dans cet article met l’accent sur les évaluations de l’activité EMG DIAm qui servent à valider une lésion vertébraleC2 qui traverse les funicules latéraux et ventraux tout en épargnant les funicules dorsaux (Figure 2A). L’approche chirurgicale proposée présente deux avantages majeurs. Tout d’abord, il épargne les funicules dorsaux, qui préservent la fonction ambulatoire chez les rats, …

Divulgaciones

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Les auteurs mentionnent la source de financement des NIH (NIH R01HL146114).

Materials

25 G Needle Cardinal Health 1188825100 Covidien Monoject Hypdermic Standard Needles: 25 G x 1" (0.508 mm x 2.5 cm) A
3-0 Vicryl Violet Braided Ethicon J774D 3-0 Suture
Adson-Brown Forceps Fine Science Tools 11627-12 Tip Shape: Straight, Tips: Shark Teeth, Tip Width: 1.4mm, Tip Dimensions: 2 x 1.4 m, Alloy / Material: Stainless Steel, Length: 12 cm
Bowman Style Cage Braintree Scientific POR-530 Weight range: 250 up to 750 g; Maximum length: 9" (228 mm); Basic unit is constructed of .5" (123 mm) jeweled acrylic.
Castroviejo Needle Holder Fine Science Tools 12565-14 Tip Shape: Straight, Tip Width: 1.5 mm, Clamping Length: 10 mm, Lock: Yes, Scissors: No, Alloy / Material: Stainless Steel, Length: 14 cm, Serrated:
Yes, Feature: Tungsten Carbide
Clip Lead 1m TP Shielded Biopac Systems, Inc LEAD110S Shielded lead wires for EMG
Data Acquisition Software LabChart LabChart 7.3.8 Data recording, visualization, and analysis software for multi-channel recordings and real-time assessments
Data Analysis Software – Matlab 2023b Mathworks, Inc. Version 23.2 General purpose programming language for post hoc analysis
Dissecting Knife Fine Science Tools 10056-12 Cutting Edge: 4 mm, Thickness: 0.5 mm, Alloy / Material: Stainless Steel, Length: 12.5 cm, Blade Shape: Angled 30°
Dumont #3 Forceps Fine Science Tools 11293-00 Style: #3, Tip Shape: Straight, Tips: Standard, Tip Dimensions: 0.17 x 0.1 mm, Length: 12 cm, Alloy / Material: Dumostar
Electromyogram Amplifier Biopac Systems, Inc EMG100C EMG amplifier
Friedman Rongeur Fine Science Tools 16000-14 Tip Shape: Curved, Cup Size: 2.5mm, Alloy / Material: Stainless Steel, Length: 13cm, Joint Action: Single
Friedman-Pearson Rongeurs Fine Science Tools 16021-14 Alloy / Material: Stainless Steel, Length: 14cm, Joint Action: Single, Cup Size: 1mm, Tip Shape: Curved
Isolated Power Supply Module Biopac Systems, Inc IPS100C Operates 100-series amplifier modules indepdent of the Biopac Systems, Inc.'s MP series Data Acquisition System
Kelly Hemostats Fine Science Tools 13019-14 Tips: Serrated, Tip Width: 1.5mm, Clamping Length: 22mm, Alloy / Material: Stainless Steel, Length: 14cm, Tip Shape: Curved
Knife Curette V. Mueller VM101-4414 Tip: Sharp, Tip Diameter: 2 mm
Micro Dissecting Scissors Biomedical Research Instruments, Inc. 11-2420 Length: 4", Angle: Straight, Blade Length: 23 mm
Multistranded stainless steel wire Cooner Wire, Inc. AS 631 AWG 40; Overall diameter: 0.011 mm (with insulation), 0.008 mm (without insulation).
PowerLab 8/35 ADInstruments PL3508 Data acquisition system
Scalpel Blade #11 Fine Science Tools 10011-00 Blade Shape: Angled, Cutting Edge: 20 mm, Thickness: 0.4 mm, Alloy / Material: Carbon Steel
Scalpel Handle #3 Fine Science Tools 10003-12 Alloy / Material: Stainless Steel, Length: 12 cm
Sprague Dawley Rat Inotiv Order code: 002 Sprague Dawley outbred rats (female and male)
Surgical Microscope Olympus SZ61 Surgical microscope 
Suture Cutting Scissors George Tiemann & Co. 110-1250SB Alloy / Material: Stainless Steel, Tip Shape: Straight, Tips: Sharp/Blunt, Length: 4.5"
Vannas Spring Scissors Fine Science Tools 15000-08 Tips: Sharp, Cutting Edge: 2.5 mm, Tip Diameter: 0.05 mm, Length: 8 cm, Alloy / Material: Stainless Steel, Serrated: No, Tip Shape: Straight
Weitlaner Retractor Codman 50-5647 Prongs: 2 x 3 Blunt, Length: 4.5"

Referencias

  1. Center NSCIS. . Spinal cord injury model systems 2022 annual report – complete public version. , (2023).
  2. Punjani, N., Deska-Gauthier, D., Hachem, L. D., Abramian, M., Fehlings, M. G. Neuroplasticity and regeneration after spinal cord injury. N Am Spine Soc J. 15, 100235 (2023).
  3. El-Bohy, A. A., Goshgarian, H. G. The use of single phrenic axon recordings to assess diaphragm recovery after cervical spinal cord injury. Exp Neurol. 156 (1), 172-179 (1999).
  4. Fuller, D. D., et al. Modest spontaneous recovery of ventilation following chronic high cervical hemisection in rats. Exp Neurol. 211 (1), 97-106 (2008).
  5. Fuller, D. D., et al. Graded unilateral cervical spinal cord injury and respiratory motor recovery. Respir Physiol Neurobiol. 165 (2-3), 245-253 (2009).
  6. Golder, F. J., et al. Respiratory motor recovery after unilateral spinal cord injury: Eliminating crossed phrenic activity decreases tidal volume and increases contralateral respiratory motor output. J Neurosci. 23 (6), 2494-2501 (2003).
  7. Golder, F. J., Reier, P. J., Davenport, P. W., Bolser, D. C. Cervical spinal cord injury alters the pattern of breathing in anesthetized rats. J Appl Physiol. 91 (6), 2451-2458 (2001).
  8. Goshgarian, H. G. The role of cervical afferent nerve fiber inhibition of the crossed phrenic phenomenon. Exp Neurol. 72 (1), 211-225 (1981).
  9. Keomani, E., et al. A murine model of cervical spinal cord injury to study post-lesional respiratory neuroplasticity. J Vis Exp. 87, e51235 (2014).
  10. Miyata, H., Zhan, W. Z., Prakash, Y. S., Sieck, G. C. Myoneural interactions affect diaphragm muscle adaptations to inactivity. J Appl Physiol. 79 (5), 1640-1649 (1995).
  11. Moreno, D. E., Yu, X. J., Goshgarian, H. G. Identification of the axon pathways which mediate functional recovery of a paralyzed hemidiaphragm following spinal cord hemisection in the adult rat. Exp Neurol. 116 (3), 219-228 (1992).
  12. Porter, W. T. The path of the respiratory impulse from the bulb to the phrenic nuclei. J Physiol. 17 (6), 455-485 (1895).
  13. Zhan, W. Z., Miyata, H., Prakash, Y. S., Sieck, G. C. Metabolic and phenotypic adaptations of diaphragm muscle fibers with inactivation. J Appl Physiol. 82 (4), 1145-1153 (1997).
  14. Smith, J. C., Ellenberger, H. H., Ballanyi, K., Richter, D. W., Feldman, J. L. Pre-botzinger complex: A brainstem region that may generate respiratory rhythm in mammals. Science. 254 (5032), 726-729 (1991).
  15. Vinit, S., Gauthier, P., Stamegna, J. C., Kastner, A. High cervical lateral spinal cord injury results in long-term ipsilateral hemidiaphragm paralysis. J Neurotrauma. 23 (7), 1137-1146 (2006).
  16. Warren, P. M., et al. Rapid and robust restoration of breathing long after spinal cord injury. Nat Commun. 9 (1), 4843 (2018).
  17. Fogarty, M. J., Dasgupta, D., Khurram, O. U., Sieck, G. C. Chemogenetic inhibition of TrkB signalling reduces phrenic motor neuron survival and size. Mol Cell Neurosci. 125, 103847 (2023).
  18. Gransee, H. M., Zhan, W. Z., Sieck, G. C., Mantilla, C. B. Targeted delivery of TrkB receptor to phrenic motoneurons enhances functional recovery of rhythmic phrenic activity after cervical spinal hemisection. PLoS One. 8 (5), e64755 (2013).
  19. Gransee, H. M., Zhan, W. Z., Sieck, G. C., Mantilla, C. B. Localized delivery of brain-derived neurotrophic factor-expressing mesenchymal stem cells enhances functional recovery following cervical spinal cord injury. J Neurotrauma. 32 (3), 185-193 (2015).
  20. Mantilla, C. B., Greising, S. M., Stowe, J. M., Zhan, W. Z., Sieck, G. C. TrkB kinase activity is critical for recovery of respiratory function after cervical spinal cord hemisection. Exp Neurol. 261, 190-195 (2014).
  21. Sieck, G. C., Gransee, H. M., Zhan, W. Z., Mantilla, C. B. Acute intrathecal BDNF enhances functional recovery after cervical spinal cord injury in rats. J Neurophysiol. 125 (6), 2158-2165 (2021).
  22. Fuller, D. D., Golder, F. J., Olson, E. B., Mitchell, G. S. Recovery of phrenic activity and ventilation after cervical spinal hemisection in rats. J Appl Physiol. 100 (3), 800-806 (2006).
  23. Bezdudnaya, T., Hormigo, K. M., Marchenko, V., Lane, M. A. Spontaneous respiratory plasticity following unilateral high cervical spinal cord injury in behaving rats. Exp Neurol. 305, 56-65 (2018).
  24. Basso, D. M., Beattie, M. S., Bresnahan, J. C. A sensitive and reliable locomotor rating scale for open field testing in rats. J Neurotrauma. 12 (1), 1-21 (1995).
  25. Cloud, B. A., et al. Hemisection spinal cord injury in rat: The value of intraoperative somatosensory evoked potential monitoring. J Neurosci Methods. 211 (2), 179-184 (2012).
  26. Hurd, C., Weishaupt, N., Fouad, K. Anatomical correlates of recovery in single pellet reaching in spinal cord injured rats. Exp Neurol. 247, 605-614 (2013).
  27. Fouad, K., Hurd, C., Magnuson, D. S. Functional testing in animal models of spinal cord injury: Not as straight forward as one would think. Front Integr Neurosci. 7, 85 (2013).
  28. Fouad, K., Popovich, P. G., Kopp, M. A., Schwab, J. M. The neuroanatomical-functional paradox in spinal cord injury. Nat Rev Neurol. 17 (1), 53-62 (2021).
  29. Fogarty, M. J., et al. Novel regenerative drug, SPG302 promotes functional recovery of diaphragm muscle activity after cervical spinal cord injury. J Physiol. 601 (12), 2513-2532 (2023).
  30. Prakash, Y. S., Miyata, H., Zhan, W. Z., Sieck, G. C. Inactivity-induced remodeling of neuromuscular junctions in rat diaphragmatic muscle. Muscle Nerve. 22 (3), 307-319 (1999).
  31. Sieck, G. C., Mantilla, C. B. Role of neurotrophins in recovery of phrenic motor function following spinal cord injury. Respir Physiol Neurobiol. 169 (2), 218-225 (2009).
  32. Brown, A. D., et al. Mitochondrial adaptations to inactivity in diaphragm muscle fibers. J Appl Physiol. 133 (1), 191-204 (2022).
  33. Rana, S., Zhan, W. Z., Mantilla, C. B., Sieck, G. C. Disproportionate loss of excitatory inputs to smaller phrenic motor neurons following cervical spinal hemisection. J Physiol. 598 (20), 4693-4711 (2020).
  34. Mantilla, C. B., Rowley, K. L., Zhan, W. Z., Fahim, M. A., Sieck, G. C. Synaptic vesicle pools at diaphragm neuromuscular junctions vary with motoneuron soma, not axon terminal, inactivity. Neurociencias. 146 (1), 178-189 (2007).
  35. Ford, G. T., Whitelaw, W. A., Rosenal, T. W., Cruse, P. J., Guenter, C. A. Diaphragm function after upper abdominal surgery in humans. Am Rev Respir Dis. 127 (4), 431-436 (1983).
  36. Road, J. D., Burgess, K. R., Whitelaw, W. A., Ford, G. T. Diaphragm function and respiratory response after upper abdominal surgery in dogs. J Appl Physiol Respir Environ Exerc Physiol. 57 (2), 576-582 (1984).
  37. Rana, S., Sunshine, M. D., Greer, J. J., Fuller, D. D. Ampakines stimulate diaphragm activity after spinal cord injury. J Neurotrauma. 38 (24), 3467-3482 (2021).
  38. Ghali, M. G., Marchenko, V. Dynamic changes in phrenic motor output following high cervical hemisection in the decerebrate rat. Exp Neurol. 271, 379-389 (2015).
  39. Ditunno, J. F., Little, J. W., Tessler, A., Burns, A. S. Spinal shock revisited: A four-phase model. Spinal Cord. 42 (7), 383-395 (2004).
  40. Khurram, O. U., Gransee, H. M., Sieck, G. C., Mantilla, C. B. Automated evaluation of respiratory signals to provide insight into respiratory drive. Respir Physiol Neurobiol. 300, 103872 (2022).
  41. Khurram, O. U., Mantilla, C. B., Sieck, G. C. Neuromotor control of spontaneous quiet breathing in awake rats evaluated by assessments of diaphragm emg stationarity. J Neurophysiol. 130 (5), 1344-1357 (2023).
  42. Rana, S., Zhan, W. Z., Sieck, G. C., Mantilla, C. B. Cervical spinal hemisection alters phrenic motor neuron glutamatergic mRNA receptor expression. Exp Neurol. 353, 114030 (2022).
  43. Mantilla, C. B., Greising, S. M., Zhan, W. Z., Seven, Y. B., Sieck, G. C. Prolonged c2 spinal hemisection-induced inactivity reduces diaphragm muscle specific force with modest, selective atrophy of type IIx and/or IIb fibers. J Appl Physiol. 114 (3), 380-386 (2013).
  44. Jensen, V. N., Romer, S. H., Turner, S. M., Crone, S. A. Repeated measurement of respiratory muscle activity and ventilation in mouse models of neuromuscular disease. J Vis Exp. 122, e55599 (2017).
  45. Navarrete-Opazo, A., Mitchell, G. S. Recruitment and plasticity in diaphragm, intercostal, and abdominal muscles in unanesthetized rats. J Appl Physiol. 117 (2), 180-188 (2014).
  46. Redfern, M., Hughes, R., Chaffin, D. High-pass filtering to remove electrocardiographic interference from torso emg recordings. Clin Biomech (Bristol, Avon). 8 (1), 44-48 (1993).
  47. Seven, Y. B., Mantilla, C. B., Zhan, W. Z., Sieck, G. C. Non-stationarity and power spectral shifts in emg activity reflect motor unit recruitment in rat diaphragm muscle. Respir Physiol Neurobiol. 185 (2), 400-409 (2013).
  48. Christensen, H., Sogaard, K., Jensen, B. R., Finsen, L., Sjogaard, G. Intramuscular and surface emg power spectrum from dynamic and static contractions. J Electromyogr Kinesiol. 5 (1), 27-36 (1995).
  49. Belman, M. J., Sieck, G. C. The ventilatory muscles. Fatigue, endurance and training. Chest. 82 (6), 761-766 (1982).
  50. Belman, M. J., Sieck, G. C., Mazar, A. Aminophylline and its influence on ventilatory endurance in humans. Am Rev Respir Dis. 131 (2), 226-229 (1985).
  51. Levine, S., Gillen, J., Weiser, P., Gillen, M., Kwatny, E. Description and validation of an ecg removal procedure for emgdi power spectrum analysis. J Appl Physiol. 60 (3), 1073-1081 (1986).
  52. Schweitzer, T. W., Fitzgerald, J. W., Bowden, J. A., Lynne-Davies, P. Spectral analysis of human inspiratory diaphragmatic electromyograms. J Appl Physiol Respir Environ Exerc Physiol. 46 (1), 152-165 (1979).
  53. Sharp, J. T. The respiratory muscles in emphysema. Clin Chest Med. 4 (3), 421-432 (1983).
  54. Sinderby, C., Spahija, J., Beck, J. Changes in respiratory effort sensation over time are linked to the frequency content of diaphragm electrical activity. Am J Respir Crit Care Med. 163 (4), 905-910 (2001).
  55. Dougherty, B. J., et al. Recovery of inspiratory intercostal muscle activity following high cervical hemisection. Respir Physiol Neurobiol. 183 (3), 186-192 (2012).
  56. Lane, M. A., et al. Respiratory function following bilateral mid-cervical contusion injury in the adult rat. Exp Neurol. 235 (1), 197-210 (2012).
  57. Burns, D. P., Murphy, K. H., Lucking, E. F., O’halloran, K. D. Inspiratory pressure-generating capacity is preserved during ventilatory and non-ventilatory behaviours in young dystrophic mdx mice despite profound diaphragm muscle weakness. J Physiol. 597 (3), 831-848 (2019).
  58. Dow, D. E., Mantilla, C. B., Zhan, W. Z., Sieck, G. C. EMG-based detection of inspiration in the rat diaphragm muscle. Conf Proc IEEE Eng Med Biol Soc. 2006, 1204-1207 (2006).
  59. Rana, S., Sieck, G. C., Mantilla, C. B. Diaphragm electromyographic activity following unilateral midcervical contusion injury in rats. J Neurophysiol. 117 (2), 545-555 (2017).
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Khurram, O. U., Fogarty, M. J., Zhan, W., Mantilla, C. B., Sieck, G. C. Assessing Functional Recovery of Eupneic Diaphragm Activity Following Unilateral Cervical Spinal Cord Hemisection in Rats. J. Vis. Exp. (208), e66828, doi:10.3791/66828 (2024).

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