Summary

Generación, mantenimiento e identificación de modelos de pez cebra libres de gérmenes desde las larvas hasta las etapas juveniles

Published: April 12, 2024
doi:

Summary

Este protocolo describe los pasos principales para obtener embriones de peces libres de gérmenes (GF) y mantenerlos desde las larvas hasta la etapa juvenil, incluido el muestreo y la detección de su estado estéril. El uso de modelos de GF con infección es importante para comprender el papel de los microbios en la salud del huésped.

Abstract

El pez cebra sirve como modelos valiosos para la investigación sobre el crecimiento, la inmunidad y la microbiota intestinal debido a sus similitudes genómicas con los mamíferos, embriones transparentes desarrollados en un entorno de corion relativamente limpio y un desarrollo extremadamente rápido de las larvas en comparación con los modelos de roedores. El pez cebra libre de gérmenes (Danio rerio) es crucial para evaluar la toxicidad de los contaminantes y establecer modelos de enfermedades similares a las humanas relacionadas con las funciones microbianas. En comparación con los modelos de cría convencional (CR) (peces en cría común), el pez cebra GF permite una manipulación más precisa de la microbiota del huésped, lo que ayuda a determinar la relación causal entre los microorganismos y los huéspedes. En consecuencia, desempeñan un papel fundamental en el avance de nuestra comprensión de estas relaciones. Sin embargo, los modelos de pez cebra GF generalmente se generan e investigan durante las primeras etapas de la vida (desde embriones hasta larvas) debido a limitaciones en la función inmune y la absorción de nutrientes. Este estudio optimiza la generación, el mantenimiento y la identificación de modelos tempranos de pez cebra GF sin alimentación y con alimentación a largo plazo utilizando alimentos GF (como Artemia sp., camarones en salmuera). A lo largo del proceso, se realizaron muestreos e identificados diariamente a través de múltiples detecciones, incluidas placas y secuenciación de ARNr 16S. Se registraron la tasa de aséptica, la supervivencia y los índices de desarrollo del pez cebra GF para garantizar la calidad y cantidad de los modelos generados. Es importante destacar que este estudio proporciona detalles sobre el aislamiento bacteriano y las técnicas de infección para peces GF, lo que permite la creación eficiente de modelos de peces GF desde las etapas larvales hasta juveniles con el apoyo alimenticio de GF. Al aplicar estos procedimientos en la investigación biomédica, los científicos pueden comprender mejor las relaciones entre las funciones bacterianas intestinales y la salud del huésped.

Introduction

La microbiota (es decir, arqueas, bacterias, eucariotas y virus) desempeña un papel crucial en el mantenimiento de la salud del huésped y contribuye al desarrollo de diversas enfermedades al influir en los procesos fisiológicos y patológicos a través de interacciones simbióticas dentro de la barrera intestinal, la superficie epitelial y las funciones de la mucina en los individuos 1,2,3. La composición de la microbiota en las diferentes etapas de la vida, desde la infancia hasta la juventud, la adultez y el envejecimiento, así como su presencia en diversos lugares, como las narinas, la boca, la piel y los intestinos, está moldeada dinámicamente por diversos hábitats y entornos4. La microbiota intestinal de los organismos está implicada en la absorción de nutrientes, la respuesta inmunitaria, la invasión de patógenos, la regulación metabólica, etcétera 5,6. Los estudios en pacientes han demostrado que las alteraciones de la microbiota intestinal están relacionadas con la obesidad humana, los trastornos del sueño, la depresión, la enfermedad inflamatoria intestinal (EII), las enfermedades neurodegenerativas (Parkinson, Alzheimer), el envejecimiento y diversos tipos de cáncer 7,8,9. Además, las vías interactivas entre la microbiota intestinal y los huéspedes involucran factores inflamatorios, neurotransmisores, metabolitos, barrera intestinal y estrés oxidativo, como se observó en investigaciones anteriores con modelos de ratones y peces10,11.

Recientemente, se han explorado múltiples enfoques o terapias relacionados con las bacterias, incluidos los posibles probióticos y el trasplante de microbiota fecal (TMF), para estos trastornos en modelos clínicos y animales. Estas exploraciones se basan en descubrimientos relacionados con el eje microbiota-intestino-cerebro/hígado/riñón, los productos derivados de la microbiota y la alteración de la actividad de los receptores12,13. Sin embargo, el desarrollo, las diversas funciones y los mecanismos del sistema microbiota-huésped aún no se comprenden e identifican completamente debido a la complejidad de la comunidad microbiana y al desafío de generar modelos potentes de enfermedades similares a los humanos.

Para abordar estos problemas, a mediadosdel siglo XIX se propusieron urgentemente modelos animales libres de gérmenes (GF) y se desarrollaron principalmente durante el sigloXX. Los refinamientos posteriores, incluidos los modelos tratados con antibióticos y gnotobióticos, junto con los avances en las tecnologías de detección y observación microbiana, perfeccionaron aún más estos modelos 14,15,16. Los animales GF, creados borrando su propio fondo y evitando los microbios ambientales, ofrecen una excelente estrategia para explorar las interacciones entre los microorganismos y sus huéspedes17. A través de la aplicación de modelos animales y protocolos refinados, los investigadores han replicado con éxito composiciones microbianas similares encontradas en pacientes con ratones y peces GF. Además, otros modelos animales de GF, como perros, pollos y cerdos, ofrecen diversas opciones como sujetos de investigación 18,19,20,21. Este enfoque ha permitido investigar los posibles efectos terapéuticos de los microbiomas comensales en diversas enfermedades, incluida la inmunoterapia contra el cáncer en humanos16,18. Los modelos GF ofrecen información más precisa sobre las características y los mecanismos de la colonización, migración, multiplicación e interacción bacteriana específica dentro de los huéspedes. Esto proporciona nuevos conocimientos cruciales sobre la aparición y el desarrollo de enfermedades relacionadas con la microbiota22,23. La historia del establecimiento y la aplicación del pez cebra GF en la investigación microbiana ha evolucionado desde los informes de Rawls et al. en 2004 y Bates et al. en 2006 hasta el protocolo de Melancon et al. en 2017 16,24,25. Sin embargo, la viabilidad de los modelos de GF adultos o reproductivos sigue siendo un proceso prolongado, acompañado de longevidad, tasas de éxito y desafíos de salud variables.

Entre varios modelos animales, el pez cebra (Danio rerio) se destaca como una herramienta crítica para la investigación básica y biomédica debido a su ventajosa similitud con los órganos humanos y la genómica, su corto ciclo de desarrollo, su alta fecundidad y sus embriones transparentes19,26. El pez cebra, que sirve como modelo fiable de enfermedades humanas, ofrece una representación visual de los procesos fisiológicos y patológicos in vivo, proporcionando información sobre las atractivas características de las interacciones huésped-microbio. En particular, el pez cebra exhibe linajes celulares distintos, lo que permite obtener imágenes de la fisiología intestinal, la dinámica microbiana, las gónadas y el desarrollo reproductivo, la maduración del sistema inmunológico del huésped, el comportamiento y el metabolismo. Los embriones de pez cebra se desarrollan dentro de coriones protectores hasta la eclosión, convirtiéndose en larvas a los 3 días después de la fertilización (dpf). Cazan activamente alimento a los 5 dpf y alcanzan la madurez sexual alrededor de los 3 meses después de la fertilización (mpf)28. El primer pez cebra libre de gérmenes (GF) exitoso, reportado por Rawls et al.24, mostró que las larvas alimentadas con alimento esterilizado en autoclave después de la absorción de la yema exhibieron necrosis tisular a partir de 8 dpf y muerte total a 20 dpf. Esto indicó los efectos de la dieta o la importancia de considerar el suministro de nutrientes exógenos en experimentos con peces GF a largo plazo (>7 dpf)29. Estudios posteriores mejoraron el protocolo de generación de peces GF, empleando alimentos estériles y métodos perfeccionados en diferentes modelos de peces16.

Sin embargo, la mayoría de las investigaciones sobre modelos de pez cebra GF se han centrado en las primeras etapas de la vida, involucrando infección bacteriana a 5 dpf durante 24 h a 48 h, con muestras recolectadas antes de 7 dpf al final de los experimentos 25,30,31. Es ampliamente reconocido que la microbiota de los organismos, incluidos los humanos y el pez cebra, se coloniza al comienzo de la vida y se moldea durante el crecimiento y el desarrollo. La composición se mantiene estable en las etapas adultas, y el papel de la microbiota en el huésped es crucial a lo largo de la vida, especialmente en los aspectos relacionados con el envejecimiento, la obesidad neurodegenerativa, la obesidad metabólica y las enfermedades intestinales3. Por lo tanto, las perspectivas de los animales GF con una supervivencia más larga pueden proporcionar información sobre los mecanismos de los roles microbianos en el desarrollo y las funciones de los órganos del huésped, considerando los sistemas inmunológico y reproductivo inmaduros de las larvas de peces en los primeros años de vida. Si bien las cepas bacterianas en los intestinos del pez cebra se han aislado e identificado en estudios previos, lo que ofrece el potencial de infectar modelos animales GF para seleccionar probióticos o investigar las funciones bacterianas en el huésped19,25, la generación y aplicación de modelos de peces GF se ha restringido principalmente a las primeras etapas de la vida. Esta limitación, atribuida al complejo proceso de producción, a los elevados costes de mantenimiento y a los problemas asociados con la alimentación y la inmunidad, dificulta los esfuerzos de investigación destinados a investigar los efectos crónicos y del desarrollo de la microbiota en el huésped.

La tasa de supervivencia, el comportamiento, el crecimiento, la maduración y la salud general de los peces, especialmente en modelos libres de gérmenes (GF), están significativamente influenciados por las prácticas de alimentación, que abarcan la ingesta y absorción de nutrientes durante el período de apertura de la boca desde las larvas tempranas hasta los juveniles32,33. Sin embargo, uno de los desafíos en la cría de peces transgénicos es la escasez de dietas estériles adecuadas, lo que limita la efectividad del apoyo nutricional para mantener el crecimiento y la supervivencia de las larvas. Resolver este problema es crucial para restaurar la vida de los peces GF, teniendo en cuenta sus mecanismos de defensa del desarrollo y su débil capacidad de digestión debido a la ausencia de un microbioma intestinal. En términos de alimentación, el camarón de salmuera vivo (Artemia sp.) emerge como la dieta más adecuada para las larvas con la boca abierta a los peces juveniles. Se ha observado que los peces alimentados con camarones vivos exhiben mayores tasas de crecimiento y supervivencia en comparación con los alimentados con yema de huevo cocida u otros cebos naturales y sintéticos34. Si bien los modelos de vida temprana de los peces GF pueden sobrevivir con el apoyo de la yema y los modelos de larvas GF pueden mantenerse con alimentación estéril, la generación de modelos a largo plazo desde larvas hasta juveniles y alcanzar la madurez sexual sigue siendo un desafío. Además, los alimentos en escamas o en polvo están limitados por una composición nutricional desigual y pueden afectar la calidad del agua. Por el contrario, la Artemia viva tiene ventajas como la supervivencia tanto en agua salada como dulce, tamaño pequeño adecuado para larvas y adultos, facilidad de procesamiento por lotes y mayor calidad de eclosión35. Sobre la base de los métodos anteriores 16,24,30, hemos simplificado el complejo proceso de tratamiento y abordado el desafío de la dieta al establecer Artemia sp. viva GF fácilmente incubable como alimento estéril durante períodos más largos que los peces GF tempranos.

Este estudio presenta un protocolo optimizado que cubre (1) la generación, (2) el mantenimiento, (3) la identificación de la tasa de esterilidad y (4) el mantenimiento y la alimentación para garantizar el crecimiento del pez cebra libre de gérmenes (GF) desde los embriones hasta las larvas y las etapas juveniles. Los resultados ofrecen evidencia preliminar sobre la eclosión, supervivencia, crecimiento y esterilidad del pez cebra GF, junto con índices esenciales para GF Artemia sp. como alimento estéril. Los pasos detallados en la generación de modelos y la preparación de alimentos vivos estériles proporcionan un apoyo técnico crucial para la construcción y aplicación de modelos a largo plazo de peces GF, así como de GF Artemia sp. en la investigación de la interacción entre la microbiota y el huésped. El protocolo aborda el aislamiento, la identificación y la infección bacteriana en modelos de peces GF, describiendo métodos para el etiquetado de fluorescencia bacteriana y observando su colonización en los intestinos de los peces bajo un microscopio. Los peces GF, los peces gnotobióticos con infección bacteriana o los modelos de microbiota humana transferidos se someterán a diversas detecciones para dilucidar sus funciones y efectos sobre la inmunidad del huésped, la digestión, el comportamiento, la regulación transcriptómica y los aspectos metabólicos. A largo plazo, este protocolo puede extenderse a diferentes especies de peces de tipo salvaje, como la medaka marina, y potencialmente a otras líneas de pez cebra transgénicas seleccionadas correlacionadas con tejidos o enfermedades específicas.

Protocol

Los experimentos con peces se llevaron a cabo de acuerdo con las directrices del Comité de Cuidado y Uso de Animales de Chongqing y el Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales de la Universidad Médica de Chongqing, China, así como con las normas para animales de experimentación emitidas por la Oficina Estatal de Calidad y Supervisión Técnica (ID de aprobación: GB14922-2001 a GBT14927-2001). El pez cebra (Danio rerio, tipo salvaje, cepa AB) se obtuvo del Instituto de Hidrobiología de la Academia…

Representative Results

Los modelos de pez cebra GF se pueden producir de manera eficiente utilizando los abundantes huevos desovados por parejas de peces cebra, con el protocolo optimizado sobre la base de modelos anteriores de peces GF35. Una sola placa de 6 pocillos puede cultivar aproximadamente de 30 a 48 embriones/larvas, lo que permite una amplia recopilación de datos y análisis estadísticos. Después del tratamiento estéril, los embriones GF se cultivan en una incubadora limpia hasta la eclosión de las larva…

Discussion

Pasos críticos dentro de los protocolos de preparación de pescado y alimentos sin gluten
Durante la generación de los modelos de peces GF, se involucraron varios pasos críticos, incluida la preparación de materiales estériles, la esterilización de embriones, la renovación diaria de GZM, la recolección de varias muestras y el examen estéril de cada muestra utilizando múltiples métodos. Entre estos pasos, el tratamiento inicial de los embriones es fundamental y decisivo para el éxito de los…

Divulgaciones

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Agradecemos sinceramente el apoyo del Proyecto de Talento de la Universidad Médica de Chongqing (No. R4014 para DSP y R4020 para PPJ), la Fundación Nacional de Ciencias Naturales de China (NSFC, No.32200386 para PPJ), el Estudio Mentor de Innovación Postdoctoral de Chongqing (X7928 DSP) y el Programa del Centro Conjunto China-Sri Lanka para la Investigación y Demostración de Tecnología del Agua de la Academia China de Ciencias (CAS) / Centro Conjunto China-Sri Lanka para la Educación y la Investigación de CAS.

Materials

AB-GZM Amphotericin:Solarbio;  kanamycin:Solarbio; Ampicillin:Solarbio. Amphotericin:CAS:1397-89-3;
kanamycin:CAS: 25380-94-0; Ampicillin:CAS: 69-52-313.
49.6 mL GZM, 50 µL amphotericin stock solution (250 µg/mL), 25 µL kanamycin stock solution (10 mg/mL), and 250 µL ampicillin stock solution (20 mg/mL).
1.5 mL, 15 mL, 50 mL EP tubes biosharp BS-15-M To collect samples, and hold agents
2.4 g/L NaClO XILONG SCIENTIFIC Co., Ltd. CAS: 7681-52-9 Diluted with 8% sodium hypochlorite aqueous solution.
6-well plates, 24-, 48- well plates LABSELECT  11112 To culture fish
Aeronomas NCBI database No.MK178499 2019-JPP-ESN
Anaerobic TSA plates tryptone:Oxoid ;
soy peptone:Solarbio ;NaCl:Biosharp;
agar powder:BioFroxx.
tryptone:LP0042B;
soy peptone:Cat#S9500;
NaCl:BS112;
agar powder:9002-18-0.
The TSA plates were prepared with 400 mL medium containing 6 g tryptone, 2 g soy peptone, 2 g NaCl, and 6 g agar powder under the anaerobic system.
Anaerobic work station GENE SCIENCE E200G Bacterial isolation, sterile testing
Analysis GraphPad Prism 5 v6.07 To analysis the data
API 20 E kits  BioMerieux SA, France No.1005915090 Ref 20100 Kits to detect bacterial metabolism
Artemia (Brine shrimp) Shangjia Aquarium Co., Ltd. Aquamaster brand Artemia cysts, and brine shrimp eggs 
Auto cycle system for fish culture Ningbo Hairui Technology Co., Ltd No Cat Maintain the fish
Autoclave Zeal Way G154DWS Prepare the materials
BHI Aerobic Coolaber Cat#PM0640 BHI medium was prepared, wherein 100 mL medium included 3.7 g BHI powder.
BHI Anaerobic Coolaber Cat#PM0640 BHI medium was prepared and divided into anaerobic tubes under the anaerobic system.
Biochemical incubator LongYue Co., Ltd SPX For fish and plates
Biosafety cabinet Haier HR40-IIA2 Sterile treatment and testing
Bleaching agent of 0.02 g/L NaClO XILONG SCIENTIFIC Co., Ltd. CAS: 7681-52-9 Working solution with sodium hypochlorite (NaClO) concentration: Diluted with 8% sodium hypochlorite aqueous solution or 166.6 uL 6% sodium hypochlorite with 500 mL distilled water.
Blood plates sheep blood:Solarbio Cat. NO. TX0030 Sterile-defibrinated sheep blood was added into TSA to prepare 5% blood plates.
Cell culture flask Corning 430639 To culture fish
CM-Dil dyes Molecular Probes Cat#C7000   To label the bacteria
Constant temperature shaking incubator Peiving Co., Ltd HZQ-X100 Bacterial culture
Database NCBI Bacteria and Archaea database Link: Archaea FTP: ftp://ftp.ncbi.nlm.nih.gov/refseq/TargetedLoci/Archaea/
Bacteria FTP: ftp://ftp.ncbi.nlm.nih.gov/refseq/TargetedLoci/Bacteria/
Disposable Pasteur pipette biosharp bs-xh-03l Used to change water, and transfer eggs
Disposable petri dish biosharp BS-90-D To culture fish
DNA kits Solaribio Cat#D1600 Bacterial genomic DNA extraction kits 
Electric pipette SCILOGEX Levo me Change water
Exiguobacterium NCBI database No.MK178504 2019-JPP-ESN
GZM Sea salt:LANDEBAO Co., Ltd. No Cat Composed of 1 L of water and 1.5 mL of sea salt solution (40 g/L), autoclaved. The content of sea salt in the GZM solution was 60 mg/L.
Laboratory pure water system Hitech Co., Ltd Prima-S15 Prepare the agents
Microscope Nikon SMZ18 With fluorescent light to observe fish larvae
PCR kits TIANGEN Cat#ET101 Taq DNA Polymerase kit
Pipette LABSELECT  sp-013-10 Change water
Povidone iodine (PVP-I) Aladdin Lot#H1217005 Aqueous solution povidone iodine 0.4 g/L pure water.
Timing converter PinYi Co., Ltd AL-06 To regulate the light
TSA plates tryptone:Oxoid ;
soy peptone:Solarbio ;NaCl:Biosharp;
agar powder:BioFroxx.
tryptone:LP0042B;
soy peptone:Cat#S9500;
NaCl:BS112;
agar powder:9002-18-0.
TSA plates were prepared with 400 mL medium containing 6 g tryptone, 2 g soy peptone, 2 g NaCl, 6 g agar powder.
TSB Aerobic tryptone:Oxoid ;
soy peptone:Solarbio ;NaCl:Biosharp;
tryptone:LP0042B;
soy peptone:Cat#S9500;
NaCl:BS112;
TSB medium was prepared, wherein 400 mL medium included 6 g tryptone, 2 g soy peptone, and 2 g NaCl.
TSB Anaerobic tryptone:Oxoid ;
soy peptone:Solarbio ;NaCl:Biosharp;
tryptone:LP0042B;
soy peptone:Cat#S9500;
NaCl:BS112;
TSB medium was prepared and divided into the anaerobic tubes under the anaerobic system.
Ultra-clean workbench Airtech SW-CJ-2FD Sterile treatment and testing
Ultra-pure flow system for fish culture Marine Biological Equipment company No Cat Produce water for fish
Vibrio NCBI database No.MK178501 2019-JPP-ESN

Referencias

  1. Sieber, M., Traulsen, A., Schulenburg, H., Douglas, A. E. On the evolutionary origins of host-microbe associations. Proc Natl Acad Sci U S A. 118 (9), e2016487118 (2021).
  2. Sommer, F., Backhed, F. The gut microbiota–masters of host development and physiology. Nat Rev Microbiol. 11 (4), 227-238 (2013).
  3. Kim, S., Jazwinski, S. M. The gut microbiota and healthy aging: A mini-review. Gerontology. 64 (6), 513-520 (2018).
  4. Milani, C., et al. The first microbial colonizers of the human gut: Composition, activities, and health implications of the infant gut microbiota. Microbiol Mol Biol Rev. 81 (4), e00036 (2017).
  5. De Vos, W. M., Tilg, H., Van Hul, M., Cani, P. D. Gut microbiome and health: Mechanistic insights. Gut. 71 (5), 1020-1032 (2022).
  6. Shi, N., Li, N., Duan, X., Niu, H. Interaction between the gut microbiome and mucosal immune system. Mil Med Res. 4 (1), 14 (2017).
  7. Liu, B. N., Liu, X. T., Liang, Z. H., Wang, J. H. Gut microbiota in obesity. World J Gastroenterol. 27 (25), 3837-3850 (2021).
  8. Aron-Wisnewsky, J., Warmbrunn, M. V., Nieuwdorp, M., Clément, K. Metabolism and metabolic disorders and the microbiome: The intestinal microbiota associated with obesity, lipid metabolism, and metabolic health-pathophysiology and therapeutic strategies. Gastroenterology. 160 (2), 573-599 (2021).
  9. Chen, Y. W., Zhou, J. H., Wang, L. Role and mechanism of gut microbiota in human disease. Front Cell Infect Microbiol. 11, 625913 (2021).
  10. Hao, W. Z., Li, X. J., Zhang, P. W., Chen, J. X. A review of antibiotics, depression, and the gut microbiome. Psychiatry Res. 284, 112691 (2020).
  11. Nadal, A. L., et al. gut immunity: Using the zebrafish model to understand fish health. Front Immunol. 11, 114 (2020).
  12. Asadi, A., et al. Obesity and gut-microbiota-brain axis: A narrative review. J Clin Lab Anal. 36 (5), e24420 (2022).
  13. Mlynarska, E., et al. The role of the microbiome-brain-gut axis in the pathogenesis of depressive disorder. Nutrients. 14 (9), 1921 (2022).
  14. Yu, Y. J., Raka, F., Adeli, K. The role of the gut microbiota in lipid and lipoprotein metabolism. J Clin Med. 8 (12), 2227 (2019).
  15. Al-Asmakh, M., Zadjali, F. Use of germ-free animal models in microbiota-related research. J Microbiol Biotechnol. 25 (10), 1583-1588 (2015).
  16. Melancon, E., et al. Best practices for germ-free derivation and gnotobiotic zebrafish husbandry. Methods Cell Biol. 138, 61-100 (2017).
  17. Bhattarai, Y., Kashyap, P. C. Germ-free mice model for studying host-microbial interactions. Methods Mol Biol. 1438, 123-135 (2016).
  18. Wang, X. N., Wu, C. W., Wei, H. Humanized germ-free mice for investigating the intervention effect of commensal microbiome on cancer immunotherapy. Antioxid Redox Signal. 37 (16), 1291-1302 (2022).
  19. Jia, P. P., et al. Role of germ-free animal models in understanding interactions of gut microbiota to host and environmental health: A special reference to zebrafish. Environ Pollut. 279, 116925 (2021).
  20. Gootenberg, D. B., Turnbaugh, P. J. Companion animals symposium: Humanized animal models of the microbiome. J Anim Sci. 89 (5), 1531-1537 (2011).
  21. Hintze, K. J., et al. Broad scope method for creating humanized animal models for animal health and disease research through antibiotic treatment and human fecal transfer. Gut Microbes. 5 (2), 183-191 (2014).
  22. Kamareddine, L., Najjar, H., Sohail, M. U., Abdulkader, H., Al-Asmakh, M. The microbiota and gut-related disorders: Insights from animal models. Cells. 9 (11), 2401 (2020).
  23. Rogala, A. R., Oka, A., Sartor, R. B. Strategies to dissect host-microbial immune interactions that determine mucosal homeostasis vs. Intestinal inflammation in gnotobiotic mice. Front Immunol. 11, 214 (2020).
  24. Rawls, J. F., Samuel, B. S., Gordon, J. I. Gnotobiotic zebrafish reveal evolutionarily conserved responses to the gut microbiota. Proc Natl Acad Sci U S A. 101 (13), 4596-4601 (2004).
  25. Bates, J. M., et al. Distinct signals from the microbiota promote different aspects of zebrafish gut differentiation. Dev Biol. 297 (2), 374-386 (2006).
  26. Choi, T. Y., Choi, T. I., Lee, Y. R., Choe, S. K., Kim, C. H. Zebrafish as an animal model for biomedical research. Exp Mol Med. 53 (3), 310-317 (2021).
  27. Xia, H., et al. Zebrafish: An efficient vertebrate model for understanding role of gut microbiota. Mol Med. 28 (1), 161 (2022).
  28. Parichy, D. M., Elizondo, M. R., Mills, M. G., Gordon, T. N., Engeszer, R. E. Normal table of postembryonic zebrafish development: Staging by externally visible anatomy of the living fish. Dev Dyn. 238 (12), 2975-3015 (2009).
  29. Pham, L. N., Kanther, M., Semova, I., Rawls, J. F. Methods for generating and colonizing gnotobiotic zebrafish. Nat Protoc. 3 (12), 1862-1875 (2008).
  30. Shan, Y., et al. Immersion infection of germ-free zebrafish with listeria monocytogenes induces transient expression of innate immune response genes. Front Microbiol. 6, 373 (2015).
  31. Arias-Jayo, N., Alonso-Saez, L., Ramirez-Garcia, A., Pardo, M. A. Zebrafish axenic larvae colonization with human intestinal microbiota. Zebrafish. 15 (2), 96-106 (2018).
  32. Singleman, C., Holtzman, N. G. Growth and maturation in the zebrafish, danio rerio: A staging tool for teaching and research. Zebrafish. 11 (4), 396-406 (2014).
  33. Clift, D., Richendrfer, H., Thorn, R. J., Colwill, R. M., Creton, R. High-throughput analysis of behavior in zebrafish larvae: Effects of feeding. Zebrafish. 11 (5), 455-461 (2014).
  34. Nascimento, M. D., Schorer, M., Dos Santos, J. C. E., Rocha, M. S. A., Pedreira, M. M. Live and frozen Artemia nauplii for catfish (steindachner, 1876) larvae in different salinities. Trop Anim Health Prod. 52 (2), 653-659 (2020).
  35. Jia, P. P., et al. Breaking the mold: The first report on germ-free adult marine medaka (oryzias melastigma) models. bioRxiv. , (2023).
  36. Avdesh, A., et al. Regular care and maintenance of a zebrafish (Danio rerio) laboratory: An introduction. JoVE. (69), e4196 (2012).
  37. Wilson, C. Aspects of larval rearing. ILAR J. 53 (2), 169-178 (2012).
  38. Aleström, P. a. -. O., et al. Zebrafish: Housing and husbandry recommendations. Lab Anim. 54 (3), 213-224 (2020).
  39. Brand, M., Granato, M., Nüsslein-Volhard, C. Keeping and raising zebrafish. Zebrafish. , (2002).
  40. Nursyirwani, N., et al. Phenotype and genotype of lactic acid bacteria (lab) isolated from the tiger grouper Epinephelus fuscoguttatus alimentary tract. F1000Res. 6, 1984 (2017).
  41. Karolenko, C., Desilva, U., Muriana, P. M. Microbial profiling of biltong processing using culture-dependent and culture-independent microbiome analysis. Foods. 12 (4), 844 (2023).
  42. Jia, P. P., et al. Chronic exposure to graphene oxide (go) induced inflammation and differentially disturbed the intestinal microbiota in zebrafish. Environ Sci Nano. 6 (8), 2452-2469 (2019).
  43. Sun, B. L., et al. Probiotic supplementation mitigates the developmental toxicity of perfluorobutanesulfonate in zebrafish larvae. Sci Total Environ. 799, 149458 (2021).
  44. Qian, H. F., Liu, G. F., Lu, T., Sun, L. W. Developmental neurotoxicity of microcystis aeruginosa in the early life stages of zebrafish. Ecotoxicol Environ Saf. 151, 35-41 (2018).
  45. Bertotto, L. B., Catron, T. R., Tal, T. Exploring interactions between xenobiotics, microbiota, and neurotoxicity in zebrafish. Neurotoxicology. 76, 235-244 (2020).
  46. Jia, P. P., et al. Bacteriophage-based techniques for elucidating the function of zebrafish gut microbiota. Appl Microbiol Biotechnol. 107 (7-8), 2039-2059 (2023).
  47. Xin, G. Y., et al. Gut bacteria vibrio sp. And aeromonas sp. Trigger the expression levels of proinflammatory cytokine: First evidence from the germ-free zebrafish. Fish Shellfish Immunol. 106, 518-525 (2020).
  48. Dremova, O., et al. Sterility testing of germ-free mouse colonies. Front Immunol. 14, 1275109 (2023).
  49. Lam, S. H., Chua, H. L., Gong, Z., Lam, T. J., Sin, Y. M. Development and maturation of the immune system in zebrafish, danio rerio: A gene expression profiling, in situ hybridization and immunological study. Dev Comp Immunol. 28 (1), 9-28 (2004).
  50. Rolig, A. S., Parthasarathy, R., Burns, A. R., Bohannan, B. J. M., Guillemin, K. Individual members of the microbiota disproportionately modulate host innate immune responses. Cell Host Microbe. 18 (5), 613-620 (2015).
  51. Stressmann, F. A., et al. Mining zebrafish microbiota reveals key community-level resistance against fish pathogen infection. ISME J. 15 (3), 702-719 (2021).
  52. Guitton, E., et al. Production of germ-free fast-growing broilers from a commercial line for microbiota studies. JoVE. (160), e61148 (2020).
  53. Rea, V., Bell, I., Ball, T., Van Raay, T. Gut-derived metabolites influence neurodevelopmental gene expression and wnt signaling events in a germ-free zebrafish model. Microbiome. 10 (1), 132 (2022).
  54. Russo, P., et al. Zebrafish gut colonization by mcherry-labelled lactic acid bacteria. Appl Microbiol Biotechnol. 99 (8), 3479-3490 (2015).
  55. Rawls, J. F., Mahowald, M. A., Ley, R. E., Gordon, J. I. Reciprocal gut microbiota transplants from zebrafish and mice to germ-free recipients reveal host habitat selection. Cell. 127 (2), 423-433 (2006).

Play Video

Citar este artículo
Jia, P., Liu, X., Wu, M., Li, Y., Zhang, L., Pei, D. Generation, Maintenance, and Identification of Germ-Free Zebrafish Models from Larvae to Juvenile Stages. J. Vis. Exp. (206), e66512, doi:10.3791/66512 (2024).

View Video