Aquí, presentamos un protocolo para crear un defecto de cavidad de caja en el tejido de diáfisis femoral de rata. Este modelo puede evaluar el rendimiento de los biomateriales bajo estrés biomecánico y explorar los mecanismos de regeneración ósea relacionados con la osteogénesis intramembranosa.
Los defectos óseos graves o las fracturas complejas pueden dar lugar a complicaciones graves, como la falta de consolidación o la cicatrización insuficiente del hueso. La ingeniería de tejidos, que implica la aplicación de células, andamios y citoquinas, se considera una solución prometedora para la regeneración ósea. En consecuencia, varios modelos animales que simulan defectos óseos desempeñan un papel crucial en la exploración del potencial terapéutico de la ingeniería de tejidos para la cicatrización ósea. En este estudio, establecimos un modelo de defecto óseo cortical en forma de caja en la parte media del fémur de ratas, que podría servir como modelo ideal para evaluar la función de los biomateriales en la promoción de la curación ósea. Este defecto óseo cortical en forma de caja se perforó con una pieza de mano oral de baja velocidad y se moldeó con una aguja de torno. Inmediatamente se realizó un análisis de micro-TC postoperatorio para confirmar el establecimiento exitoso del defecto óseo cortical de la cavidad de caja. Los fémures del lado operado de las ratas se recolectaron en múltiples puntos de tiempo después de la cirugía (0 días, 2 semanas, 4 semanas y 6 semanas). El proceso de cicatrización del área defectuosa de cada muestra se evaluó mediante micro-TC, tinción con hematoxilina y eosina (H&E) y tinción con tricrómico de Masson. Estos resultados demostraron un patrón de cicatrización consistente con la osificación intramembranosa, con una curación esencialmente completa a las 6 semanas. La categorización del proceso de curación de este modelo animal proporciona un método in vivo eficaz para investigar nuevos biomateriales y fármacos que se dirigen a la osificación intramembranosa durante la cicatrización de defectos de tejido óseo.
El hueso fracturado y defectuoso suele ser el resultado de traumatismos, tumores, inflamación y malformaciones congénitas 1,2. Aunque el tejido óseo en individuos jóvenes y sanos suele poseer capacidades regenerativas robustas3, los defectos que superan un tamaño crítico o los impedimentos de cicatrización debidos a enfermedades sistémicas (por ejemplo, diabetes, osteoporosis e infecciones) pueden provocar complicaciones como discontinuidad ósea o deterioro de la cicatrización4. Para abordar este desafío clínico, los injertos óseos o biomateriales se utilizan comúnmente para reemplazar hueso gravemente defectuoso o para reconstruir segmentos óseos grandes. Sin embargo, estos tratamientos tienen limitaciones. Por ejemplo, a pesar de ser considerado el estándar de oro, el injerto óseo autólogo sufre de un suministro restringido de donantes y de posibles complicaciones en el sitio donante 5,6. Los aloinjertos también presentan ciertos riesgos, como el rechazo inmunomediado, la posible transmisión de enfermedades y los impactos negativos en las propiedades biomecánicas y biológicas del injerto7.
En los últimos años se ha producido un aumento de la investigación centrada en los mecanismos de curación de los defectos óseos. El uso de biomateriales alternativos y los avances en la ingeniería de tejidos se han convertido en temas destacados dentro del dominio de la regeneración ósea8. Antes de que estos biomateriales puedan aplicarse a la terapia humana, deben ser probados in vitro e in vivo para garantizar su eficacia y seguridad. Sin embargo, la reducida complejidad de los entornos in vitro y la ausencia de respuestas inmunitarias e inflamatorias limitan la evaluación de diversos biomateriales in vitro. En consecuencia, es necesario el establecimiento de modelos animales para diversos tipos de defectos del tejido óseo9. Los modelos animales permiten la evaluación de biomateriales en diferentes condiciones de carga, facilitan la comprensión de las características óseas específicas de cada especie y proporcionan información sobre la similitud entre los modelos animales y las situaciones clínicas humanas. Estas ventajas son esenciales para estudiar las interacciones hueso-andamio y trasladar los hallazgos de la investigación a la práctica clínica 9,10.
En la actualidad, los modelos animales de defectos óseos mecánicos son ampliamente utilizados para validar el rendimiento de los biomateriales, siendo los modelos de defectos óseos craneales y los modelos de defectos óseos segmentarios los métodos más comúnmente aplicados11. Los modelos de defectos óseos segmentarios, a menudo utilizados para imitar un traumatismo grave de huesos largos o tibiales que terminan en pseudoartrosis ósea, son ventajosos debido a sus dimensiones uniformes y posiciones anatómicas definidas, lo que simplifica las evaluaciones radiológicas o histológicas de la formación de hueso nuevo y la revascularización. Sin embargo, estos modelos requieren implantes metálicos para estabilizar los segmentos de fractura bilateral y requieren un proceso de cicatrización complejo que involucra tanto la osificación endocondral como la intramembranosa12. Por otro lado, los modelos de defectos óseos en la pantorrilla se han convertido en una herramienta de cribado primaria para evaluar biomateriales debido a sus diámetros de defecto estandarizados, su cómodo acceso quirúrgico y la función de soporte de la duramadre y los tejidos blandos13. A pesar de que son ampliamente utilizados para modelar la formación de hueso intramembranoso en escenarios clínicamente relevantes, no son adecuados para evaluar la cicatrización ósea en condiciones de carga biomecánica debido a su naturaleza no portante durante el proceso de cicatrización14.
Para abordar estas limitaciones, establecimos un modelo de defecto óseo cortical de cavidad cuadrada en el tejido de diáfisis femoral de ratas. Utilizando microtomografía computarizada (TC), reconstrucción tridimensional (3D) y tinción histopatológica (hematoxilina y eosina [HE] y Masson), analizamos el proceso de curación de este modelo en condiciones de hemostasia. Nuestro objetivo es ofrecer nuevos conocimientos para evaluar el rendimiento de los biomateriales en condiciones de carga biomecánica y para estudiar la bioingeniería y el mecanismo de la regeneración ósea frente a la osificación intramembranosa.
Los modelos animales preclínicos son vitales para examinar la cicatrización ósea y la influencia de los biomateriales en la regeneración ósea. Este protocolo ilustra un modelo de defecto de la cavidad femoral que replica el proceso de formación de hueso intramembranoso asociado con la regeneración ósea clínica. El área defectuosa se estandarizó intraoperatoriamente mediante una sonda oral premarcada. Los resultados de la micro-TC y de la tinción histopatológica mostraron una cicatrización progresiva a lo la…
The authors have nothing to disclose.
Este estudio fue financiado por subvenciones de la Fundación Nacional de Ciencias Naturales de China 82101000 (H. W.), U21A20368 (L. Y.) y 82100982 (F. L.), y respaldado por el Programa de Ciencia y Tecnología de Sichuan 2023NSFSC1499 (H. W.).
1.2 mm slow speed ball drill | Dreybird Medical Equipment Co., Ltd. | RA3-012 | For preparation of box cavity defects |
3.0 suture | Chengdu Shifeng Co., Ltd. | None | For suturing wounds |
4% paraformaldehyde | Biosharp | BL539A | For fix the femoral specimens |
Cotton balls | Haishi Hainuo Group Co., Ltd. | 20120047 | For skin sterilization and cleaning of surgical field |
Cotton sticks | Lakong Medical Devices Co., Ltd. | M6500R | For skin disinfection |
Dental technician grinding machine | Marathon | N3-140232 | For preparation of box cavity defects |
Disposable scalpel | Hangzhou Huawei Medical Supplies Co., Ltd. | 20100227 | For creating skin incisions as well as to sharply separate muscle tissue |
Electric shaver | JASE | BM320210 | Removal of hair tissue from the surgical area |
Hematoxylin and Eosin Stain kit | Biosharp | C1005 | For the histological analysis of the specimens |
Masson’s Trichrome Stain Kit | Solarbio | G1340 | For the histological analysis of the specimens |
Micro CT | Scanco medical ag | µCT 45 | For analyzing the healing of defects in femoral samples |
Needle holder | Chengdu Shifeng Co., Ltd. | None | For suture-holding needles |
Olympus Research Grade Whole Slide Scanning System VS200 | Chengdu Knowledge Technology Co. | VS200 | For analyzing the results of HE staining and Masson staining |
Ophthalmic forceps | Chengdu Shifeng Co., Ltd. | None | For clamping skin, muscle tissue |
Ophthalmic scissors | Chengdu Shifeng Co., Ltd. | None | For forming a skin incision approach |
Oral low-speed handpiece | Marathon | Y221101003 | For preparation of box cavity defects |
Oral probe | Shanghai Sangda Medical Insurance Co., Ltd. | 20000143 | For measuring the diameter of defects |
Periosteal separator | Chengdu Shifeng Co., Ltd. | None | For blunt separation of muscle tissue |
Sprague–Dawley rats | Byrness Weil Biotech Ltd | None | For the establishment of femoral bone boxy cavitary defect |
Tissue scissors | Chengdu Shifeng Co., Ltd. | None | For forming a skin incision approach |