Summary

Implantationskirurgi for abdominal vagusnervestimulering og registrering af undersøgelser hos vågne rotter

Published: January 19, 2024
doi:

Summary

Denne protokol beskriver den kirurgiske teknik til implantering af et elektrodearray på abdominalvagusnerven hos rotter sammen med metoder til kronisk elektrofysiologitest og stimulering ved hjælp af den implanterede enhed.

Abstract

Abdominal vagusnervestimulering (VNS) kan anvendes på den subdiaphragmatiske gren af vagusnerven hos rotter. På grund af sin anatomiske placering har den ingen respiratoriske og hjertemæssige virkninger, der ofte er forbundet med cervikal VNS. Manglen på respiratoriske og hjertemæssige virkninger uden for målet betyder, at intensiteten af stimulering ikke behøver at blive sænket for at reducere bivirkninger, der almindeligvis opleves under cervikal VNS. Få nyere undersøgelser viser de antiinflammatoriske virkninger af abdominal VNS i rottemodeller af inflammatorisk tarmsygdom, reumatoid arthritis og glykæmi reduktion i en rottemodel af type 2-diabetes. Rotte er en fantastisk model til at udforske potentialet i denne teknologi på grund af vagusnervens veletablerede anatomi, nervens store størrelse, der muliggør nem håndtering og tilgængeligheden af mange sygdomsmodeller. Her beskriver vi metoderne til rengøring og sterilisering af abdominal VNS-elektrodearray og kirurgisk protokol hos rotter. Vi beskriver også den teknologi, der kræves til bekræftelse af suprathreshold stimulering ved at registrere fremkaldte sammensatte aktionspotentialer. Abdominal VNS har potentialet til at tilbyde selektiv, effektiv behandling af en række tilstande, herunder inflammatoriske sygdomme, og applikationen forventes at udvide sig på samme måde som cervikal VNS.

Introduction

Vagusnervestimulering (VNS) leveret på livmoderhalsstedet i nakken er USA’s Food and Drug Administration (FDA) -godkendte behandling af ildfast epilepsi, ildfast depression og post-iskæmisk slagtilfælderehabilitering 1 og Europa-Kommissionen godkendt til hjertesvigt i Europa2. Ikke-invasiv cervikal VNS er FDA-godkendt til migræne og hovedpine1. Dens anvendelse forventes at udvides, med nylige kliniske forsøg, der viser effekten af VNS i andre indikationer såsom Crohns sygdom3, reumatoid arthritis 4,5 og nedsat glukosetolerance og type 2-diabetes 6,7. Selvom det er lovende, kan cervikal VNS forårsage bradykardi og apnø på grund af aktivering uden for målet af nervefibrene, der inderverer lungerne og hjertet 8,9,10. Bivirkninger såsom hoste, smerter, stemmeændring, hovedpine og stigning i apnø-hypopnø-indeks er almindeligt rapporteret hos patienter, der får cervikal VNS11,12. Reduktion i stimuleringsstyrke er en almindelig strategi for at reducere disse bivirkninger, men reduceret ladning kan begrænse effekten af VNS-terapi ved ikke at aktivere terapeutiske fibre11. Til støtte for denne hypotese var responderraten for patienter, der fik højintensitetsstimulering til behandling af epilepsi, højere end for patienter, der fik stimulering med lav intensitet13.

Abdominal VNS påføres på den subdiaphragmatiske vagusnerve over lever- og cøliakigrene14 (figur 1). Vores tidligere undersøgelse viste, at abdominal VNS hos rotter ikke forårsager hjerte- eller åndedrætsbivirkninger forbundet med cervikal VNS10. Tidligere undersøgelser viser også antiinflammatoriske virkninger af abdominal VNS i en rottemodel af inflammatorisk tarmsygdom og reumatoid arthritis10,15 samt reduktion i glykæmi i en rottemodel af type 2-diabetes16. For nylig er abdominal VNS-teknologien blevet oversat til et første klinisk forsøg på mennesker til behandling af inflammatorisk tarmsygdom (NCT05469607).

Det perifere nerveelektrodearray, der bruges til at levere stimulering til abdominal vagusnerven (WO201909502017), er specialudviklet til brug hos rotter og består af to til tre platinelektrodepar placeret 4,7 mm fra hinanden, understøttet af en medicinsk silikone elastomermanchet, en sutureringsfane til at forankre arrayet til spiserøret, en blytråd og et perkutant stik, der skal monteres på lændehvirvelområdet (figur 2). Blytråden er tunneleret under huden på venstre side af dyret. Design af flere elektrodepar muliggør elektrisk stimulering af nerven samt registrering af elektrisk fremkaldte sammensatte aktionspotentialer (ECAP’er), hvilket bekræfter korrekt placering af implantatet på nerven og suprathreshold stimuleringsintensiteter. Abdominal VNS tolereres godt hos frit bevægelige rotter i måneder 10,15,16. Dette giver mulighed for vurdering af dets effektivitet på sygdomsmodeller.

Dette manuskript beskriver metoderne til elektrodearraysterilisering, abdominal vagusnerveimplantationskirurgi og kronisk stimulering og registrering af ECAP’er i vågne rotter til undersøgelse af effekten af abdominal VNS i en række sygdomsmodeller. Disse metoder blev oprindeligt udviklet til at studere effekten af abdominal VNS i rottemodellen for inflammatorisk tarmsygdom10 og er også med succes blevet brugt til en rottemodel af reumatoid arthritis15 og diabetes16.

Protocol

Alle procedurer, der involverede dyr, blev godkendt af Animal Ethics Committee of St. Vincent’s Hospital (Melbourne) og overholdt den australske kodeks for pleje og brug af dyr til videnskabelige formål (National Health and Medical Research Council of Australia) og loven om forebyggelse af grusomhed mod dyr (1986). I alt blev 24 Dark Agouti hunrotter (8-9 uger gamle) anvendt til denne undersøgelse. De eksperimentelle grupper bestod af: en normal kohorte (n = 8), der ikke modtog kollageninjektion eller VNS-implantat; en…

Representative Results

Registrering af fremkaldte sammensatte aktionspotentialer (ECAP’er, figur 3A, B) umiddelbart efter operationen er en teknik, der kan bruges til at bekræfte korrekt placering af nerven i array-kanalen, og at stimulering er effektiv til at aktivere vagusnerven. I figur 3 blev hunrotter med mørk agouti (8-9 uger) implanteret med VNS-elektrodearrayet. Hos rotter, der var tilfældigt udvalgt til at modtage terapeutisk st…

Discussion

Denne metode til abdominal VNS-implantatkirurgi og kronisk stimulering af vagusnerven og registrering af ECAP’er er blevet anvendt med succes og tolereret godt i 5 uger hos rotter efter implantation 10,15,16. Tilbagetrækning af mave, lever og tarm for at få et godt overblik over spiserøret og vagusnerven er et af de vigtigste trin i operationen. Når disse organer er trukket tilbage, bliver vagusnerven tilgængelig. Tilbagetr…

Divulgaciones

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Udviklingen af VNS-implantatet til rotter blev finansieret af Defense Advanced Research Projects Agency (DARPA) BTO under ledelse af Dr. Doug Weber og Dr. Eric Van Gieson gennem Space and Naval Warfare Systems Center (kontrakt nr. N66001-15-2-4060). Forskning rapporteret i denne publikation blev støttet af Bionics Institute Incubation Fund. Bionics Institute anerkender den støtte, de modtager fra den victorianske regering gennem sit operationelle infrastrukturstøtteprogram. Vi vil gerne takke Mr. Owen Burns for mekanisk design, Prof. John B Furness for anatomisk ekspertise, Prof. Robert K Shepherd for perifer grænseflade, neuromodulation og registrering ekspertise, Philippa Kammerer og Ms. Amy Morley for husdyrhold og testning, fru Fenella Muntz og Dr. Peta Grigsby for deres råd om postoperativ dyrepleje, og fru Jenny Zhou og elektrode fabrikation team fra NeoBionica for produktion af VNS arrays.

Materials

0.9% saline Briemarpak SC3050
Baytril Bayer
Betadine Sanofi-Aventis Healthcare
Buprelieve (Buprenorphine) Jurox
Data acquisition device National Instruments USB-6210
DietGel Boost (dietary gel supplement) ClearH2O
Dumont tweezer, style 5 ProSciTech T05-822
Dumont tweezer, style N7, self-closing ProSciTech EMS72864-D
Elmasonic P sonicator Elma
Hartmann's solution Baxter AHB2323
Hemostat ProSciTech TS1322-140
HPMC/PAA Moisturising Eye Gel Alcon
Igor Pro-8 software Wavemetrics, Inc
Isoflo (Isoflurane) Zoetis
Isolated differential amplifier World Precision Instruments ISO-80
Liquid pyroneg Diversey HH12291 cleaning solution
Marcaine (Bupivacaine) Aspen
Plastic drape Multigate 22-203
Rat vagus nerve implant Neo-Bionica
Rimadyl (Carprofen) Zoetis
Silk suture 3-0 Ethicon
Silk suture 7-0 Ethicon
SteriClave autoclave Cominox 24S
Sterile disposable surgical gown Zebravet DSG-S
Suicide Nickel hooks Jarvis Walker
Ultrapure water Merck Millipre Milli-Q Direct
Underpads Zebravet UP10SM
Vannas scissors ProSciTech EMS72933-01
Vicryl suture 4-0 Ethicon

Referencias

  1. Fang, Y. T., et al. Neuroimmunomodulation of vagus nerve stimulation and the therapeutic implications. Front Aging Neurosci. 15, 1173987 (2023).
  2. Fudim, M., et al. Device therapy in chronic heart failure: JACC state-of-the-art review. J Am Coll Cardiol. 78 (9), 931-956 (2021).
  3. Sinniger, V., et al. A 12-month pilot study outcomes of vagus nerve stimulation in Crohn’s disease. Neurogastroenterol Motil. 32 (10), 13911 (2020).
  4. Koopman, F. A., et al. Vagus nerve stimulation in patients with rheumatoid arthritis: 24 month safety and efficacy. Arthritis Rheumatol. 70, (2018).
  5. Genovese, M. C., et al. Safety and efficacy of neurostimulation with a miniaturised vagus nerve stimulation device in patients with multidrug-refractory rheumatoid arthritis: a two-stage multicentre, randomised pilot study. Lancet Rheumatol. 2 (9), e527-e538 (2020).
  6. Lu, J. Y., et al. A randomized trial on the effect of transcutaneous electrical nerve stimulator on glycemic control in patients with type 2 diabetes. Sci Rep. 13 (1), 2662 (2023).
  7. Huang, F., et al. Effect of transcutaneous auricular vagus nerve stimulation on impaired glucose tolerance: a pilot randomized study. BMC Complement Altern Med. 14, 203 (2014).
  8. Chang, R. B., Strochlic, D. E., Williams, E. K., Umans, B. D., Liberles, S. D. Vagal sensory neuron subtypes that differentially control breathing. Cell. 161 (3), 622-633 (2015).
  9. McAllen, R. M., Shafton, A. D., Bratton, B. O., Trevaks, D., Furness, J. B. Calibration of thresholds for functional engagement of vagal A, B and C fiber groups in vivo. Bioelectron Med (Lond). 1 (1), 21-27 (2018).
  10. Payne, S. C., et al. Anti-inflammatory effects of abdominal vagus nerve stimulation on experimental intestinal inflammation). Front Neurosci. 13, 418 (2019).
  11. Ben-Menachem, E., Revesz, D., Simon, B. J., Silberstein, S. Surgically implanted and non-invasive vagus nerve stimulation: a review of efficacy, safety and tolerability. Eur J Neurol. 22 (9), 1260-1268 (2015).
  12. Parhizgar, F., Nugent, K., Raj, R. Obstructive sleep apnea and respiratory complications associated with vagus nerve stimulators. J Clin Sleep Med. 7 (4), 401-407 (2011).
  13. Mao, H., Chen, Y., Ge, Q., Ye, L., Cheng, H. S. h. o. r. t. -. and long-term response of vagus nerve stimulation therapy in drug-resistant epilepsy: A systematic review and meta-analysis. Neuromodulation. 25 (3), 327-342 (2022).
  14. Payne, S. C., Furness, J. B., Stebbing, M. J. Bioelectric neuromodulation for gastrointestinal disorders: effectiveness and mechanisms. Nat Rev Gastroenterol Hepatol. 16 (2), 89-105 (2019).
  15. Payne, S. C., Romas, E., Hyakumura, T., Muntz, F., Fallon, J. B. Abdominal vagus nerve stimulation alleviates collagen-induced arthritis in rats. Front Neurosci. 16, 1012133 (2022).
  16. Payne, S. C., et al. Blood glucose modulation and safety of efferent vagus nerve stimulation in a type 2 diabetic rat model. Physiol Rep. 10 (8), 15257 (2022).
  17. Shepherd, R. K., Fallon, J. B., Payne, S. C., Burns, O., Furness, J. B. Peripheral nerve electrode array. US patent. , (2019).
  18. Castoro, M. A., et al. Excitation properties of the right cervical vagus nerve in adult dogs. Exp Neurol. 227 (1), 62-68 (2011).
  19. Payne, S. C., et al. Differential effects of vagus nerve stimulation strategies on glycemia and pancreatic secretions. Physiol Rep. 8 (11), 14479 (2020).
  20. Prechtl, J. C., Powley, T. L. The fiber composition of the abdominal vagus of the rat. Anat Embryol (Berl). 181 (2), 101-115 (1990).
  21. Gasser, H. S., Erlanger, J. The role played by the sizes of the constituent fibers of a nerve trunk in determining the form of its action potential wave. Am J Physiol-Legacy Content. 80 (3), 522-547 (1927).
  22. Parker, J. L., Shariati, N. H., Karantonis, D. M. Electrically evoked compound action potential recording in peripheral nerves. Bioelectron Med. 1 (1), 71-83 (2018).
  23. Villalobos, J., et al. Stimulation parameters for directional vagus nerve stimulation. Bioelectron Med. 9 (1), 16 (2023).
  24. Verma, N., et al. Characterization and applications of evoked responses during epidural electrical stimulation. Bioelectron Med. 9 (1), 5 (2023).
  25. Hoffman, H. H., Schnitzlein, H. N. The numbers of nerve fibers in the vagus nerve of man. Anat Rec. 139, 429-435 (1961).
  26. Bassi, G. S., et al. Anatomical and clinical implications of vagal modulation of the spleen. Neurosci Biobehav Rev. 112, 363-373 (2020).
  27. Courties, A., Berenbaum, F., Sellam, J. Vagus nerve stimulation in musculoskeletal diseases. Joint Bone Spine. 88 (3), 105149 (2021).
  28. Hilderman, M., Bruchfeld, A. The cholinergic anti-inflammatory pathway in chronic kidney disease-review and vagus nerve stimulation clinical pilot study. Nephrol Dial Transplant. 35 (11), 1840-1852 (2020).

Play Video

Citar este artículo
Hyakumura, T., Fallon, J. B., Payne, S. C. Implantation Surgery for Abdominal Vagus Nerve Stimulation and Recording Studies in Awake Rats. J. Vis. Exp. (203), e65896, doi:10.3791/65896 (2024).

View Video