JoVE Journal > Immunology and Infection
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Resultados
Discussion
Divulgaciones
Acknowledgements
Materials
Referencias
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Inmunología y contagio

Deneysel Otoimmün Ensefalomiyelitte Merkezi Sinir Sistemi İnflamasyonu, Demiyelinizasyon ve Akson Hasarının Skorlanması

Published: February 23, 2024
doi:
10.3791/65738
, , , , , , , ,
1Department of Immunology,University of Toronto, 2Keenan Research Centre for Biomedical Science of St. Michael’s Hospital, 3Sickkids Research Institute,The Hospital for Sick Children, 4BARLO MS Centre,St. Michael’s Hospital, 5Women’s College Research Institute,Women’s College Hospital

Summary

Deneysel otoimmün ensefalomiyelit (EAE), multipl sklerozun bir hayvan modeli olarak hizmet eder. Bu makalede EAE’de spinal kord inflamasyonu, demiyelinizasyon ve aksonal yaralanmayı skorlamaya yönelik bir yaklaşım anlatılmaktadır. Ek olarak, canlı farelerde aksonal hasarın değerlendirilmesini kolaylaştıran, fare serumundaki çözünür nörofilament ışık seviyelerini ölçmek için bir yöntem sunulmaktadır.

Abstract

Deneysel otoimmün ensefalomiyelit (EAE), multipl sklerozun (MS) yaygın immün temelli bir modelidir. Bu hastalık kemirgenlerde, miyelin kılıfının protein bileşenleri ve Tam Freund adjuvanı (CFA) ile aktif bağışıklama yoluyla veya miyelin proteini / CFA ile hazırlanmış kemirgenlerden miyelin spesifik T efektör hücrelerinin saf kemirgenlere aktarılmasıyla indüklenebilir. EAE’nin şiddeti tipik olarak artan felç derecesini ölçen 5 puanlık bir klinik ölçekte puanlanır, ancak bu ölçek EAE’den iyileşme derecesini değerlendirmek için uygun değildir. Örneğin, inflamasyonun çözülmesine rağmen bazı EAE modellerinde (örneğin, miyelin oligodendrosit glikoprotein [MOG] peptit kaynaklı EAE modeli) klinik puanlar yüksek kalmaktadır. Bu nedenle, klinik skorlamayı, merkezi sinir sisteminde (MSS) hücresel hasarın altında yatan mekanizmaları incelemek için bir araç sağlayan EAE’nin histolojik skorlaması ile tamamlamak önemlidir.

Burada, farelerden omurilik ve beyin kesitlerini hazırlamak ve boyamak ve omurilikte inflamasyon, demiyelinizasyon ve aksonal hasarı puanlamak için basit bir protokol sunulmaktadır. Omurilikte lökosit infiltrasyonunu skorlama yöntemi, EAE’de beyin inflamasyonunu skorlamak için de uygulanabilir. Canlı farelerde genel CNS hasarının derecesi hakkında geri bildirim sağlayan bir Küçük Molekül Testi (SIMOA) testi kullanılarak farelerin serumundaki çözünür nörofilament ışığını (sNF-L) ölçmek için bir protokol de açıklanmaktadır.

Introduction

Deneysel otoimmün ensefalomiyelit (EAE), insan demiyelinizan hastalığı Multipl Skleroz (MS) için en yaygın fare modelidir1. IFN-γ (gama) ve IL-17 üreten T yardımcı hücrelerinin2 infiltrasyonu, inflamatuar monositlerin3 infiltrasyonu, perivasküler ve submeningeal inflamatuar demiyelinizan lezyonların4 oluşumu ve merkezi sinir sisteminde (MSS) akson hasarı4 oluşumunu içeren klasik MS inflamatuar patolojisi de EAE 5,6,7,8,9’da gözlenir. EAE ve MS arasındaki immün mekanizmalardaki benzerlik, EAE’yi MS için natalizumab, fingolimod, dimetil fumarat ve glatiramer asetat dahil olmak üzere bir dizi onaylanmış immün temelli tedavinin etkinliğini ve etki mekanizmalarını test etmek için uygun bir klinik öncesi model haline getirmiştir (1,5’te gözden geçirilmiştir). Bazı EAE rejimleri, beyinde submeningeal inflamasyon, kronik demiyelinizasyon, omurilik atrofisi, sinaps ve nöron kaybıdahil olmak üzere aksonal hasarın ötesinde ilerleyici MS patolojisinin diğer yönlerini modellemektedir 6,10,11,12. Bu nedenle, EAE, MS için nöroprotektif tedavilerin etkinliğini taramak için faydalıdır.

EAE, kemirgenlerde çeşitli şekillerde indüklenir. Aktif bağışıklama en yaygın indüksiyon yöntemidir ve kemirgenlerin ısıyla öldürülmüş Mycobacterium tuberculosis13 ile desteklenmiş CFA’da emülsifiye edilmiş miyelin antijenleri (tam proteinler veya peptitler) ile aşılanmasını içerir. Farenin türüne bağlı olarak, boğmaca toksini (PTX), hastalığın penetransını artırmak için aşılamanın 0. ve 2. gününde de uygulanır13. EAE ayrıca, miyelin / CFA primli farelerden elde edilen miyelin spesifik T hücrelerinin sağlıklı farelere14 evlat edinilerek aktarılmasıyla indüklenebilir veya ana miyelin antijenlerine özgü T hücresi reseptörlerini aşırı eksprese eden farelerde kendiliğinden gelişebilir5.

EAE hastalığının şiddeti ve ilerlemesi genellikle ayrı bir 5 puanlık klinik ölçek kullanılarak puanlanır: 1 – kuyruk gevşekliği, 2 – arka bacak veya ayak güçsüzlüğü, 3 – bir veya her iki arka bacakta tam felç, 4 – ön ayak zayıflığı, 5 – can çekişen veya ölü13. Bu klinik skorlama sistemi, hastalık başlangıcında ortaya çıkan artan felcin ilerlemesini belgelemede sağlamdır, ancak CNS inflamatuar ataklarından iyileşme derecesini yakalamada daha az hassastır. Örneğin, hem zorlukla yürüyen farelere hem de kolayca yürüyen ancak ayak kavrama zayıflığı sergileyen farelere EAE ölçeğinde 2 puan verilir. Kalıcı akson hasarı veya kaybının varlığına bağlı olarak, enflamatuar yanıtın çözülmesine rağmen EAE’nin akut sonrası fazında skorlar yüksek kalabilir9. EAE 9,16,17,18’de klinik eksikliklerdeki farklılıkları daha iyi yakalamak için daha rafine skorlama sistemleri, davranış testleri, arka bacak ve kavrama gücü ölçümleri ve kızılötesi izleme sistemleri geliştirmeye yönelik çeşitli girişimlerde bulunulmuştur; Bununla birlikte, bu daha karmaşık skorlama ölçümleri, altta yatan nörolojik defisitlere karşı doku hasarına karşı inflamasyonun katkısını ayırt etmemektedir. Bu nedenle, EAE’nin şiddetini skorlamak için altın standart yaklaşım hem klinik hem de histolojik skorlama yapmaktır.

Burada, fare omuriliği ve beyin örneklerinin, EAE’de meydana gelen stokastik lezyon oluşumu sürecini yakalayacak şekilde parafine nasıl kesileceği ve gömüleceği için bir protokol açıklanmaktadır. Orijinal olarak Kluver ve Barrera19 tarafından oluşturulan ve CNS’deki miyelini tespit eden Luxol fast blue (LFB) ile bölümlerin nasıl boyanacağına dair bir protokol de sunulmaktadır. Kesitler ya tek başına LFB ile boyanır (demiyelinizasyon analizi için) ya da enflamatuar lezyonları görselleştirmeye ve skorlamaya yardımcı olmak için hematoksilen ve eozin (H&E) ile boyanır. Ticari olarak temin edilebilen antikorlar, immünohistokimyasal (IHC) teknikler ve halka açık yazılımlar kullanılarak omurilikteki toplam lökositlerin (CD45), miyelin kaybını ve yaralı akson sayısını (SMI-32) ölçmek için protokoller de sağlanmıştır. Omurilikteki lökositleri ölçmek için kullanılan protokol, beyindeki lökositleri ölçmek için de uygulanabilir.

Beyindeki aksonal kayıp ve hasarın histolojik değerlendirmesi, beyin beyaz cevher yolları birbirine paralel çalışmadığı için omurilikten nispeten daha zordur. Serum nörofilament ışığının (sNF-L) ölçümü, MS20,21’de nöronal hasar için umut verici bir biyobelirteç olarak ortaya çıkmıştır. Son çalışmalar bu teknolojiyi EAE 22,23,24’e genişletmiştir. Burada, bir Küçük Molekül Testi (SIMOA) testi kullanılarak canlı farelerde serum nörofilament ışığını (sNF-L) ölçmek için bir yöntem sunulmaktadır. Bu yöntem sadece az miktarda serum gerektirir ve canlı farelerde sadece yarım gün içinde yapılabilir ve test edilen bir tedavinin genel CNS hasarını nasıl etkilediğine dair hızlı geri bildirim sağlar. Burada açıklanan yöntemlerin tümü, herhangi bir cinsiyet veya suştaki farelere uygulanabilir.

Protocol

Farelerle yapılan tüm deneyler, Kanada Hayvan Bakımı Konseyi tarafından belirlenen yönergelere uygun olarak, Unity Health Toronto Hayvan Bakım Komitesi tarafından onaylanan hayvan kullanım protokolleri altında gerçekleştirildi. Laboratuvar prosedürleri boyunca laboratuvar önlüğü, koruyucu eldiven ve gözlük taktığınızdan emin olun. 1. Beyin ve omuriliğin toplanması ve sabitlenmesi Fareyi kurumsal politikalara göre ötenazi yapın. Fareyi yüzüstü bir diseksiyon masasına yatırın ve cerrahi makas kullanarak (aşağı doğru keserek) kafasını kesin. Adson forseps kullanarak (baskın olmayan elde), farenin kafasının üstündeki cildi kavrayın. Daha sonra cerrahi makas kullanarak başın üstündeki deride 2,5 cm’lik bir kesi yapın. Altta yatan kafatasını görselleştirmek için kafadaki cildi yanal olarak itmek için parmaklarınızı kullanın. Standart Adson forseps ile göz yuvalarını kavrayarak farenin kafasını sabitleyin. İnce makas (baskın el) kullanarak, kafatasında servikal omurgadan koku soğancıklarına kadar orta hat boyunca küçük kesikler yapın.NOT: Altta yatan beyne zarar vermemek için bir seferde kafatasının altına yalnızca birkaç milimetre makas ucu yerleştirin. Altta yatan beyni ortaya çıkarmak için kafatasını yanal olarak yansıtmak için dişlerle Adson forseps kullanın. Baskın olmayan elinizi kullanarak kafayı tutun. Makası kapalı tutarak (baskın el), omuriliği servikal omurgadan çıkarın ve beyni kafatasından nazikçe dışarı iterek kraniyal sinirleri kesin. Beyni, hayvanın kimliği ile etiketlenmiş 10 mL% 10 nötr tamponlu formalin içeren konik bir tüpe yerleştirin. Kürkü farenin gövdesinin orta çizgisi boyunca boynundan kuyruğa doğru kesin. Omurgayı görselleştirmek için cildi yanal olarak itmek için parmaklarınızı kullanın. Cerrahi makas kullanarak, femurların kalçaya bağlandığı seviyede omurgadan aşağı doğru kesin. Omurganın her iki tarafındaki vücut duvarını kalçadan boyuna kesmek için cerrahi makas kullanın. Bağlı organları kesin. Omuriliği içeren omurgayı, beyni içeren aynı formalin tüpüne yerleştirin. Beyin ve omuriliğin 5-7 gün boyunca sabitlenmesine izin verin.NOT: Fiksasyonun zamanlaması önemlidir. Doku aşırı sabitlenirse bazı antikorlar çalışmaz. Doku az sabitlenmişse, 2. adımda omuriliği omurgadan çıkarmak zordur. 2. Omurilik ve beynin brütlenmesi ve işlenmesi NOT: Çeker ocakta aşağıdaki adımlar gerçekleşir. Başlamadan önce, 2 x 10 cm’lik temiz Petri kapları, filtre kağıdı ile kaplı bir huni ile donatılmış bir Erlenmeyer şişesi, iki neşter (biri kemik kesmek ve diğeri CNS dokularını kesmek için), lens kağıdı, bir kurşun kalem, gömme kasetleri ve formalin ile önceden doldurulmuş numune kavanozları hazırlayın. Makas kullanarak küçük bir parça lens kağıdı kesin (aynı genişlikte ancak kasetin iki katı uzunluğunda) ve bir Petri kabına yerleştirin. Plastik bir kaseti bir kalem kullanarak numune kimliği ile etiketleyin. Sabit beyni ve omurgayı içeren tüpü huniye dökün. Omurgayı ve beyni boş Petri kabına aktarın.NOT: Kullanılmış formalin, Erlenmeyer şişesine süzülür ve adım 2.13’te yeniden kullanılabilir. Beyni bir neşter kullanarak altı koronal parçaya bölün. Beyincik için bir kaudal kesik, biri beyinciğin ortasında, biri beyincik için sadece rostral ve kalan rostral beyinde iki kesik yaparak eşit kalınlıkta 3 ek koronal dilim oluşturun. Forseps kullanarak, beyin örneklerini Petri kabındaki lens kağıdının yarısına aktarın. Neşter kullanarak omuriliği üç parçaya bölün: ilk kesim göğüs kafesinin alt kısmında, ikinci kesim ise servikal omurgadaki eğriliğin hemen altında yapılır. Aynı neşteri kullanarak, omurilik görselleştirilene kadar sakral omurga parçasını kaudal uçta kesin. Torasik omurgayı alın (baskın olmayan el). Adson forsepslerini dişleri sıkıca kapalı (baskın el) tutun ve forsepsin ucunu hafif bir bükülme hareketi kullanarak omurganın daha küçük açıklığına hafifçe itin. Kordon diğer uçtan çıkmalıdır.NOTLAR: Omurilik büyüklüğünde herhangi bir yuvarlak uçlu alet bu amaç için çalışacaktır. Omurilik doğal olarak dışarı çıkmazsa, zorlamayın. Bunun yerine, omurganın yan tarafındaki kemikleri kesmek için ince makas kullanın ve omuriliği ortaya çıkarmak için açık bir şekilde yansıtın. Alternatif olarak, omuriliği ve beyni formalin içinde birkaç gün daha sabitleyin; Bununla birlikte, antikor boyamasında değişkenlik oluşmasını önlemek için tüm örneklere aynı fiksasyon süresi uygulanmalıdır. Standart Adson Forseps’i (baskın el) alın. Omurilik parçasını daha az baskın olan elle tutarak, ortaya çıkan kordonu kolondan nazikçe çekmek için forseps kullanın. Omurilik parçasını lens kağıdının bulunduğu Petri kabına yerleştirin. Bu işlemi lomber/sakral ve servikal kolon parçaları için tekrarlayın. Üç omurilik parçasını (servikal, torasik, lomber / sakral) bir neşter kullanarak daha küçük kesit parçalarına bölün. Her biri 2 mm’den daha az kalınlıkta olması gereken en az 15 parça kesin.NOT: Bölümlerin genişliğinden daha kısa olduğundan emin olun, bu da 3. adımdaki gömme işlemi sırasında bölümlerin enine kesitte daha kolay düşmesini sağlayacaktır. Omurilik parçalarını, beyin parçalarını içeren lens kağıdının aynı yarısına yerleştirin. Doku parçalarını sandviçlemek için lens kağıdını katlayın ve bunu etiketli kasete yerleştirin.NOT: Lens kağıdı, işleme sırasında küçük doku parçalarının kasetten kaçmasını önler. Kaseti, geri dönüştürülmüş veya taze formalin içeren bir numune kavanozuna aktarın. Kalan numuneler için 2.1–2.13 arasındaki adımları tekrarlayın. 5-7 günlük fiksasyondan sonra, kasetleri numune kabından otomatik doku işlemcisindeki ilk formalin banyosuna aktarın (bkz. Doku işlemcisini Ek Tablo 1’de açıklanan programa göre gece boyunca çalıştırın. Numuneler gömülene kadar ılık parafin mumu içinde tutulur. 3. Beyin ve omurilik bölümlerinin gömülmesi ve kesilmesi Kasetleri işlemciden parafin gömme istasyonunun sıcak tutma odasına aktarın (bkz. Her fareden omurilik ve beyin kesitlerini aşağıdaki gibi tek bir parafin bloğuna gömün (Şekil 1):İlk olarak, kalıbın altını kaplamak için parafin mumu dökün. İnce forseps kullanarak, beyin koronal ve omurilik kesit parçalarını kalıbın altındaki parafine yerleştirin. Beyin ve omurilik parçalarını yerine sabitlemek için kalıbı birkaç saniye soğutma yüzeyine aktarın. Kalıbı ısıtılmış yüzeye geri taşıyın ve üstüne sıcak parafin ile doldurun. Kaset kapağını (numune kimliği ile etiketlenmiş) kalıbın üzerine yerleştirin. Kaset kapağının üstüne daha fazla parafin dökün. Balmumunun kuruması için kalıbı soğutma istasyonuna aktarın (30-60 dakika soğutun).NOT: Omurilik bölümlerinin gömülmesi pratik gerektirir. Başarıyı artırmak için, daha kısa omurilik uzunlukları (<2 mm) kullanın, çünkü bunların enine kesite düşme olasılığı daha yüksektir. Omurilik parçalarının enine kesitte olup olmadığını ayırt etmeye yardımcı olmak için cerrahi göz lupları takılabilir. Parafin bloğunu döner mikrotom üzerine monte edin. Parafin bölümünde ilgilenilen dokular görünene kadar bloğu kesin. Her bloğun 5 μM şeridini kesin ve bunları 42 °C’lik bir su banyosuna aktarın. Slaytlardaki bölümleri toplayın ve slaytları bir cam slayt rafına yerleştirin. Bölümleri 37 °C’de kuru fırında gece boyunca pişirin. Boyamaya geçmeden önce slaytları soğutun. 4. Boyamaya hazırlanırken bölümlerin de-parafinizasyonu ve rehidrasyonu NOT: Adımlar çeker ocakta gerçekleştirilir. Başlamadan önce, çözücü banyoları hazırlayın. Tüm yıkama adımları için %0,05 Tween-20 (PBS-T) içeren 5 L 1x PBS (1 L ddH2O, 8 g NaCl, 0,2 g KCl, 1,44 g Na2HPO4, 0,24 g KH2PO4; pH = 7,4) hazırlayın. Slaytları iki ardışık ksilen banyosuna veya ksilen bazlı olmayan bir çözücüye her biri 5 dakika boyunca hafif çalkalayarak bir çalkalayıcı üzerine yerleştirerek parafinden arındırın. Slaytları azalan etanol yüzdelerinin ardışık banyolarından geçirerek dokuları rehidre edin: 2 x 0 etanol (her biri 5 dakika), 2 x etanol (her biri 3 dakika) ve 1 x etanol (3 dakika). LFB boyama için% 95 etanol içinde tutun ve% 70 etanole rehidrat edin ve immünohistokimya (IHC) için PBS-T’de tutun. 5. H & E ile miyelin için LFB % 0.1 LFB’lik bir çözelti hazırlayın (0.2 g LFB, Malzeme Tablosuna bakınız, 200 mL% 95 etanol, 0.5 mL buzlu asetik asit). Karıştırın ve bir Erlenmeyer şişesine süzün.  Kullanana kadar koyu renkli bir şişede saklayın. etanolden bölümleri, LFB içeren bir boyama kabına yerleştirilmiş bir cam sürgülü rafa aktarın. Çanağı örtün ve buharlaşmayı önlemek için parafin film ile kapatın. Bölümleri gece boyunca (maksimum 16 saat) 56 °C fırında inkübe edin. Ertesi sabah, slaytları bir ddH2O banyosuna aktarın ve tutun. Bu arada, (1) taze% 0.05 lityum karbonat çözeltisi (0.05 g lityum karbonat, 100 mLddH2O) hazırlayın; (2) Eozin Y çözeltisi (40 mL ddH20’ye 2 g eozin tuzu ekleyin veçözünene kadar karıştırın ve ardından 160 mL% 95 etanol ile karıştırın).Aşağıdaki banyoları hazırlayın: 1 x lityum karbonat, 3 x etanol, 3 x etanol, 2 x 0 etanol, 3 x ddH20. Banyoları kullanım sırasına göre yerleştirin (Ek Tablo 2’ye bakınız). Ek Tablo 2’de özetlenen adımları izleyin. Slaytlar kuruduktan sonra, demiyelinizan lezyonları mikroskop altında görselleştirin. 6. H & E olmadan miyelin için LFB Miyelin analizi için bu boyama prosedürünü uygulayın.NOT: Prosedür 5. adımla aynıdır (bkz. Ek Tablo 2), ancak kısaltılmış bir iş akışına sahiptir. 4. adımdan sonra, 10. adımdan başlayarak işleme devam edin. 7. İmmünohistokimyasal (IHC) lekeler için antijen alımı ve peroksidaz söndürme NOT: Başlamadan önce, metanol içinde 100 mL hidrojen peroksit hazırlayın (çeker ocakta 9 kısım 0 metanolde 1 kısım hidrojen peroksit çözeltisi). Tween-20 ile 1 L 10 mM sitrat tamponu hazırlayın (2.94 g trisodyum sitrat, karıştırma plakasında bir beher içinde 1 L ddH20 içinde çözülür, pH’ı 6.0’a getirin ve 500 μl Tween-20 ekleyin). PBS-T’yi hazırlayın (bkz. adım 4). Tüm yıkamalar, aksi belirtilmedikçe PBS-T banyolarında hafif çalkalama ile (çalkalayıcı üzerinde) yapılır. Slaytları 15 dakika boyunca metanol içinde% 3 hidrojen peroksit içine yerleştirerek endojen peroksidazı söndürün (çeker ocakta). Slaytları PBS-T’de iki kez yıkayın (her biri 2 dakika). Slaytları metal bir sürgü tutucuya aktarın ve bir düdüklü tencerede 1 L sitrat tamponuna yerleştirin. Kapağı kapatın ve buhar tahliye deliğinin üstüne lastik bir tıpa ekleyin. Düdüklü tencerenin üzerindeki maksimum basınca ulaşıldığını gösteren sarı çıkıntı görünene kadar mikrodalgada yüksek ateşte pişirin. Maksimum basınçta 5 dakika daha pişirin ve ardından koruyucu eldiven kullanarak düdüklü tencereyi mikrodalgadan çıkarın. Durdurucuyu çıkararak basıncı boşaltın.  Kapağı çıkarın ve slaytları sitrat tamponunda 20 dakika soğumaya bırakın ve ardından istediğiniz boyama yöntemine geçin.DİKKAT: Haşlanma yaralanmasına neden olabileceğinden buharı bırakırken geri çekilin. 8. CD45 immünohistokimya NOT: Bu IHC yöntemi, sızan lökositleri görselleştirmek için kullanılır. Avid/biotin bloke edici adımlar, blokaj ve primer antikor inkübasyon adımları ile birleştirilir. Bloke edici tampon hazırlayın (1x PBS’de% 2 BSA,% 2 tavşan serumu). Slaytları cam slayt tepsisine aktarın ve PBS-T ile iki kez yıkayın (her biri 2 dakika). Avidin / bloke edici çözelti hazırlayın (1 x PBS’de% 2 BSA /% 2 tavşan serumunda 4 damla / mL avidin, Malzeme Tablosuna bakınız). Bir laboratuvar kağıt mendili kullanarak doku etrafındaki fazla PBS-T’yi kurutun. Hidrofobik bir kalem kullanarak, dokunun etrafına bir daire çizin ve slaytı nemli odaya yerleştirin. Her bölüme avidin/blokaj solüsyonu uygulayın (400 μL/slayt). Nemli odayı kapatın ve oda sıcaklığında 30 dakika inkübe edin.  Bu adım sırasında, biyotin içeren bloke edici tamponda anti-CD45 antikoru (Ek Tablo 3) hazırlayın (1x PBS’de 4 damla / mL biyotin,% 2 BSA /% 2 tavşan serumu). Engelleme solüsyonunun tüy bırakmayan bir laboratuvar mendili üzerine kaydırılmasına dokunun. Fazla sıvıyı çıkarmak için bir laboratuvar mendili kullanarak dokunun etrafına sürün. Slaytı nemli bir odaya geri yerleştirin. Bölüme 400 μL CD45 antikor çözeltisi (Malzeme Tablosuna bakınız) ekleyin. Kapalı nemli bir odada gece boyunca 4 °C’de inkübe edin. Ertesi gün, primer antikoru boşaltın ve slaytları PBS-T’de 3 kez yıkayın (her biri 5 dakika). Tüy bırakmayan bir laboratuvar kullanarak bölümün etrafındaki alanı kurutun ve ardından her bölüme 400 μL ikincil antikor (bloke edici tamponda 1:200 seyreltme) ekleyin. Oda sıcaklığında 1 saat inkübe edin. Bu arada, 5 mL 1x PBS’ye 2 damla A reaktifi ekleyerek ABC reaktifini hazırlayın ( Malzeme Tablosuna bakınız) ve karıştırın. Aynı çözeltiye 2 damla B reaktifi ekleyin ve karıştırın (kullanmadan ~ 30 dakika önce hazırlayın). Slaytları 3x PBS-T’de (her biri 5 dakika) 1 değişiklikle yıkayın ve slaytları nemli bir odaya yerleştirin. Bölümlere 400 μL ABC reaktifi ekleyin. Nemli odayı kapatın ve oda sıcaklığında 30 dakika inkübe edin. Slaytları 3x PBS-T’lik 1 değişiklikle (her biri 5 dakika) yıkayın. Bu arada, üreticinin talimatlarına göre folyo kaplı 15 mL’lik bir santrifüj tüpünde uygun miktarda DAB çözeltisi hazırlayın (bkz. Bir slayt alın ve mikroskop altında omurilik bölümüne odaklanın. Slayta 400 μL DAB ekleyin ve laboratuvar zamanlayıcısını başlatın. Gelişirken bölümü görselleştirin ve lökositler kahverengi olduğunda zamanlayıcıyı durdurun. Reaksiyonu durdurmak için slaytı bir ddH20 banyosuna aktarın. 5 dakika suda tutun. Kalan slaytlar için aynı geliştirme süresi kullanılır.DİKKAT: DAB kanserojendir. DAB atıklarını ve DAB sonrası ddH2O’yu tehlikeli atık olarak atın. Mayer’in Hematoksilen ile ~ 4-10 dakika boyunca karşı boyama slaytları (Ek Tablo 2’ye bakınız). Slaytları akan musluk suyu altında 10 dakika durulayın. % 95 etanol (1 x 3 dakika) içinde dehidrat, ardından mutlak% 100 etanol (her biri 2 x 3 dakika). Çeker ocak içine geçerken, slaytları 5 dakika boyunca ksilen veya ksilen ikameli bir çözücüye aktarın. Lamel montaj ortamı ile lamel ve sürgülerin çeker ocakta 1-2 gün kurumasını bekleyin.DİKKAT: Ksilen kullanıyorsanız, toksik olduğundan ve eldivenleri çözebileceğinden, kapak kayma sırasında slaytları tutmak için çift eldiven ve forseps kullanın. Slaytları ksilen kullanarak temizleyin ve 20 x büyütmede bir slayt tarayıcı kullanarak tarayın. 9. Aksonal hasar için SMI-32 IHC NOT: Bu protokol, yaralı aksonlardabirikebilen fosforile olmayan nörofilament ağırlığa karşı reaksiyona giren bir fare SMI-32 antikoru kullanır 25. Bu antikor farede yükseltildiğinden ve bir fare antijeni tespit ettiğinden, bir Fare Üzerinde Fare (MOM) kitinin kullanılması önerilir. Bu prosedürde, avidin/biotin bloke etme adımı, primer antikor inkübasyonundan ayrı bir adım olarak yapılır. Bu protokole başlamadan önce, parafinizi de-parafinize edin, rehidre edin, endojen peroksidaz aktivitesini söndürün ve adım 4 ve adım 7’de açıklandığı gibi antijen alımını gerçekleştirin. Bölümleri 2 x PBS-T (her biri 2 dakika) ile iki kez yıkayın. Bir laboratuvar mendili kullanarak bölümlerin etrafındaki fazla sıvıyı çıkarın ve hidrofobik bir kalem kullanarak dokuların etrafına bir daire çizin. Bölümlere avidin (4 damla / mL) ile 400 μL bloke edici tampon (1x PBS-T’de% 2 (a / h) keçi serumu) ekleyin. Oda sıcaklığında 15 dakika inkübe edin. Slaytları 1x PBS-T’ye iki kez batırın. Slayta biyotin (4 damla / mL) içeren 400 μL bloke edici tampon ekleyin ve oda sıcaklığında 15 dakika inkübe edin. Slaytları 1 x PBS-T banyosunda 2 dakika yıkayın. Bu arada, 2.5 mL 1x PBS’ye 2 damla stok çözeltisi ( Malzeme Tablosuna bakınız) ekleyerek MOM bloke edici reaktifi hazırlayın. Bölüme 400 μL MOM reaktifi ekleyin. Oda sıcaklığında 1 saat inkübe edin. Slaytları 1x PBS-T banyosunda 2 dakika boyunca iki kez yıkayın. Bu arada, 3.75 mL 1x PBS’ye 300 μL protein konsantresi stok çözeltisi ekleyerek MOM seyreltici hazırlayın. 400 μL MOM seyreltici ekleyin ve oda sıcaklığında 5 dakika inkübe edin. Bu arada, MOM seyrelticisindeki SMI-32 antikorunu (Malzeme Tablosuna bakınız) seyreltin. Slaytlardaki seyrelticiyi hafifçe vurun ve bölüme 400 μL SMI-32 antikor çözeltisi ekleyin. Nemli odayı kapatın ve oda sıcaklığında 30 dakika inkübe edin. Slaytları 1x PBS-T banyosunda 2 dakika boyunca her biri hafif çalkalama ile iki kez yıkayın. Bu arada, MOM anti-fare IgG çalışma reaktifini seyreltici içinde seyreltin (2.5 mL seyreltici içinde 10 μL stok). Slayt başına 400 μL anti-fare IgG çalışma reaktifi ekleyin. 10 dakika inkübe edin. Slaytları 1x PBS-T banyosunda her biri 2 dakika boyunca iki kez yıkayın. CD45 boyama protokolünde belirtilen adımları izleyerek boyamaya devam edin (adım 8.11 – 8.19). 10. Demiyelinizan lezyonların varlığı için LFB ve H&E skorlaması NOT: Aşağıdakiler, inflamatuar demiyelinizasyonun ciddiyeti hakkında hızlı bilgi edinmek için uygulanabilecek bir analiz yaklaşımıdır. Bu analiz, farklı seviyelerde örneklenen kord bölümlerinde (servikal, torasik ve lomber, seviye başına en az 3 bölüm) gerçekleştirilir. Omuriliğin anatomik seviyesini belirlemeye yardımcı olması için Fare omuriliği26 için Allen Beyin Atlası’na bakın. Bu analiz TIFF dosyaları gerektirir. Taranan görüntüler .czi biçimindeyse, czi dosyalarını TIFF dosyalarına dönüştürmek için Ek Tablo 4’teki talimatları izleyin. Dosyayı ImageJ’ye sürükleyip bırakarak analiz edilecek bölümün TIFF görüntüsünü açın. Omurilik bölümünü 4 kadranda gözlemleyin: dorsal, sol lateral, sağ lateral ve anterior (Şekil 2A, B). Şekil 2’de gösterildiği gibi her kadranda demiyelinizan lezyonların varlığı için skor.NOT: Bir lezyonun varlığı, bölüm başına toplam 4 olası puan için bu kadranda 1 puanla sonuçlanır. Bir kadranda birden fazla lezyon olsa bile 1 puan verilir. Her fare için tüm noktaları toplayın ve submeningeal lezyonlara sahip kadranların fraksiyonunu elde etmek için örneklenen toplam kadran sayısına bölün. 11. Omurilik beyaz cevherinde LFB boyamanın alan fraksiyonunun hesaplanması NOT: Bu analiz, LFB ile boyanan omurilik beyaz cevherinin yüzde alan fraksiyonunu ölçer. Dosyayı ImageJ’ye sürükleyerek/bırakarak TIFF dosyası olarak kaydedilmiş LFB lekeli bir bölümü açın. Gri tonlamalı bir görüntü oluşturmak için Görüntü > Türü > 8 bit’e tıklayın. Eşiği ayarlamak > resme > tıklayın. Kırmızı kaplamanın gözle görülen tüm karanlık bölgeleri (miyelin) yakalaması için alt kaydırıcıyı ayarlayın (Şekil 2C–E). Uygula’ya tıklayın. ROI Yöneticisi’ni açmak için Analyze > Tools > ROI Manager’a tıklayın. ImageJ araç çubuğunda çokgen çizim aracını seçin. Bu çizim aracı, bilgisayar faresi ile omuriliğin bir bölgesini çizmeye izin verir. Omuriliğin dorsal bölgesini ana hatlarıyla belirtin ve klavyedeki t’ye tıklayarak çokgeni ROI Yöneticisine ekleyin. Omurilik beyaz maddesinin ön-yan bölgesini ana hatlarıyla belirtin ve çokgeni ROI yöneticisine ekleyin.NOT: İzleme sırasında, normalde daha az miyelinli olan büyük kan damarlarını, dokudaki yırtıkları, artefaktları ve dorsal boynuza bitişik alanları (Şekil 2A, B oku) hariç tutun. Çok fazla beyaz arka plan eklemek sonuçları çarpıtacağından, izleme sırasında mümkün olduğunca doğru olun. Analiz Et’e tıklayın > Ölçümleri Ayarlayın ve Alan Kesri’ni seçin. ROI Yöneticisi’nde Ölç’e tıklayın. Bu, LFB ile boyanan ana hatlarıyla belirtilen alanın fraksiyonunu verecektir. Yeni oluşturulan sonuçlar kutusundan değerleri Excel’e kopyalayın ve görüntü penceresini kapatın. Dorsal ve ventro-lateral bölgeler için boyanan ortalama % fraksiyon alanını hesaplayın. Söz konusu bölüm için bir değer elde etmek üzere bunların ortalamasını alın. Servikal, torasik ve lomber bölümler için 11.1–11.9 arasındaki adımları tekrarlayın (N = 3/seviye/fare). Her fare için tüm bölümler için ortalama yüzde miyelin fraksiyonunu hesaplayın. Demiyelinizasyon yüzdesi, alan boyama yüzdesinin 100’den çıkarılmasıyla tahmin edilir. 12. CD45+ hücre sayısının ve SMI-32+ akson ovallerinin analizi CD45 veya SMI-32 lekeli bir TIFF görüntüsünü ImageJ’e sürükleyip bırakın. Ölçek çubuğunu tüm görüntülerde ayarlamak için Analiz Et > Ölçeği Ayarla > Global > Tamam’a tıklayın. Bunun yalnızca ilk görüntü için yapıldığını unutmayın. Çokgen çizim aracını seçin ve bilgisayar faresini kullanarak gri maddenin etrafını çizin. Analiz Et > Ölç’e tıklayın ve sonuçları Excel’de “Gri Madde Alanı” olarak kaydedin. Çizilen çokgen hala görüntünün üzerindeyken, Sil tuşuna (klavye) tıklayarak gri maddeyi görüntüden kaldırın. Bu eylem sadece analiz edilecek beyaz maddeyi bırakır. Poligon çizim aracını kullanarak tüm omurilik bölümünün ana hatlarını çizin. Eksik veya hasarlı doku bölgelerini hariç tutun. Analiz Et > Ölç’e tıklayın ve sonuçları Excel dosyasına “Toplam Doku Alanı” olarak kaydedin. Renkli > Renk Evrişimi > Resim’e tıklayın. Vektörler açılır penceresinden H, DAB’yi seçin. Üç yeni pencere görünecektir – kahverengi tonlu pencereyi (DAB kanalı) koruyun ve diğer görüntü pencerelerini silin. Eşiği ayarlamak > görüntüye > tıklayın. Görüntünün eşiğini çizmek için alt kaydırıcıyı ayarlayın, böylece kırmızı kaplama gözle algılanan aynı miktarda kahverengi lekeyi yakalar. Uygula’ya tıklayın. İkili > Havza> İşlem’e tıklayın. Bu adımda, uyumlu olduklarından emin olmak için orijinal görüntüyü ve ikili görüntüyü karşılaştırın. Analiz Et > Parçacıkları Analiz Et’e tıklayın. Kaplamayı Göster’i seçin ve ayarları değiştirin: Boyut = 5 – 150 μm2, Dairesellik = 0,4 – 1. Tamam’a tıklayın.NOT: Bu ayarlar, Watershed işleviyle bölünmemiş tek tek hücrelerin ve küçük hücre gruplarının analizde hariç tutulmak yerine dahil edilmesine izin verir. Sonuçlar penceresinde, toplam parçacık sayısını temsil eden Excel’in en soldaki sütununa son sayıyı kaydedin. Ardından, beyaz madde alanını hesaplayın (toplam doku alanı – mm2 cinsinden gri madde alanı). Beyaz madde alanı başına toplam partikül sayısını ifade edin (sayı/mm2). Kaydedilen her RGB görüntüsü için adımları tekrarlayın. Bir fare için tüm omurilik kesitleri analiz edildikten sonra, o fare içinmm2 doku başına partikül sayısının ortalamasını alın.NOT: Omurilik lökositlerini analiz etmek için kullanılan iş akışı beyin bölgelerine de uygulanabilir. 13. SIMOA testi kullanılarak sNF-L ölçümü Canlı farelerden 100-200 μL kanı, kılcal mikrotainer tüpler kullanılarak safen kanaması veya bir şırınga ve 25 G iğne (terminal prosedürü) kullanılarak kardiyak ponksiyon yoluyla toplayın. İkincisi için, kanı 1.5 mL’lik bir mikrosantrifüj tüpüne aktarın. Kanın oda sıcaklığında 30-60 dakika pıhtılaşmasına izin verin. Numuneleri 2660 x g’da 4 °C’de 5 dakika santrifüjleyin ve üst fraksiyonu (serum) yeni bir mikrosantrifüj tüpüne pipetleyin. Serumu kullanıma hazır olana kadar -80 °C’de saklayın. Hazırlık: Kullanmadan önce kalibratörlerin ve kontrollerin (NF-ışık tahlil kiti, Malzeme Tablosuna bakın) 1 saat oda sıcaklığına ısınmasını bekleyin.  Enzim substratını (RGP) buzdolabından çıkarın ve her 10 dakikada bir girdap yaparak en az 30 dakika boyunca 30 ° C’lik bir su banyosuna koyun. Serum örneklerini buz üzerinde çözdürün. Çözüldükten sonra, numuneleri nazikçe girdaplayın ve herhangi bir kalıntıyı pelet haline getirmek için 5 dakika boyunca 10000 x g’de santrifüjleyin. Plakayı yükleyin: Kalibratörleri ve kontrolleri girindeleyin. Kalibratörleri çift olarak, kontrolleri iki kopya halinde ve serum numunelerini kit ile birlikte verilen 96 oyuklu plakaya çift olarak yükleyin. Serum numuneleri, kitte sağlanan seyreltici ile 1:3 oranında seyreltilir.  Plakayı kapatın. SIMOA makinesini (Malzeme Tablosuna bakın) bilgisayar, program ve ardından makine sırasına göre açın. Makinenin Gün Başlangıcı bakımını başlatmasına ve çalıştırmasına izin verin. Manyetik boncukları 30 saniye boyunca vorteksleyin. Ekrandaki Reaktifleri Yükle sekmesi, reaktif şişesinin yerleştirileceği raf konumuna çift tıklayın ve ardından şişenin barkodunu tarayın. Manyetik boncukları raftaki sallama konumuna yerleştirin (konum 1–3). Dedektörü, SBG reaktifini ve RGP reaktifini makineye yükleyerek devam edin. Yazılımdaki ayarlara tıklayın. Numune modunun plaka üzerinde olduğundan emin olun. Kurulum çalıştırması sekmesinde denemeyi adlandırın. Kalibratörler için plakadaki kuyucukları aşağıdaki gibi atayın: Kuyuya tıklayın, ardından tahlili seçin. A’yı kalibre et’i seçin ve ardından artan’a tıklayın. A1-8 kuyularını vurgulayın, ardından kalibratörlerin çift olarak çalıştırılacağı koordinatları atamak için kopyalara (2) tıklayın. Düzgün protokolü kullanarak çalıştırın.NOT: Her bir lot numarası için her bir kalibratörün konsantrasyonlarını almak için analiz sertifikasına (üretici web sitesi) bakın. Kuyular atandıktan sonra, plaka yerine kilitlenene kadar işi kaybetmeden bu ekrandan uzaklaşmak mümkün değildir. Aşağıdaki adımları izleyerek örnekleri atayın:Örnekleri atamak için ekranın sağ alt köşesinden düğmesine tıklayın. Numunelerin yerleştirileceği kuyuları vurgulayın. Listeden çalıştırılacak tahlili işaretleyin, çoğaltma sayısını seçin ve yerleşik 4x seyreltmeyi belirtin. Kuyucuklar hala vurgulanmış durumdayken, numune kimliği ve başlangıç numarası için bir önek girin ve ardından numuneler için sıralı kimlikler oluşturmak için oluştur’a tıklayın. Kontrol numuneleri için adımları tekrarlayın. Plakayı plaka tutucuya yükleyin (A1 – A12). Ekran arayüzünde, bitmiş programlama örneklerine tıklayın ve sistem kaynakları sekmesine ilerleyin. Tüm reaktif kaplarının dolu olduğunu ve atık kaplarının boş olduğunu kontrol edin. Çalıştır’a tıklayın. Çalışma tamamlandığında, tahlil ve plaka adını seçerek “Veri Azaltma” sekmesi altındaki kalibrasyon eğrisini kontrol edin. “Çalıştırma Geçmişi”ne gidin ve en son çalıştırmayı bulmak için filtreleri kullanın. Çalıştır’ı ve ardından tüm sonuçlar’ı seçin. Dışa aktar’a tıklayın ve .csv dosyasını kaydedin. Rapora tıklayın ve ardından toplu kalibrasyon raporunu seçin ve son çalıştırmayı seçin. Raporu önizleyin ve dışa aktarın. Üretici tarafından önerilen gün sonu bakımını çalıştırın. Programı, makineyi ve ardından bilgisayarı kapatın.

Representative Results

Şekil 3, hem akut (solda) hem de daha eski EAE lezyonlarının (sağda) örnekleriyle temsili IHC ve histokimyasal boyamayı göstermektedir. Hematoksilen karşı boyama ile temsili CD45 boyaması Şekil 3A, B’de gösterilmiştir.  Şekil 3C-F, H&E karşı boyası ile (Şekil 3C,D) veya H&E karşı boyası olmadan (Şekil 3E,F) LFB boyama örneklerini göstermektedir. Hematoksilen bağışıklık hücrelerine özgü olmasa da, bağışıklık hücrelerinin çekirdekleri daha koyu renkte boyanır ve CNS yerleşik hücrelerinden ayırt edilebilir. Şekil 3G, H, hematoksilen ile karşı boyanmış SMI-32+ aksonlarının temsili boyanmasını göstermektedir. Eski EAE lezyonlarında bu lekenin artmış görünümüne dikkat edin. Miyelinli izlerin hasarı, aktif murin EAE’de omurilikte en sık görülür ve bu, bu hastalıkta felcin ana itici gücüdür 7,9. Bu nedenle, histolojik analizlerde omurilikte inflamasyon ve doku hasarı varlığına yönelik skorlama önceliklendirilir. EAE lezyonları sporadik olarak omuriliğin farklı bölgelerinde (anterior, lateral veya dorsal) (Şekil 2A,B) ve farklı seviyelerde (sakral, lomber, torasik, servikal) ortaya çıkar. Tarif edilen gömme yöntemi, kord boyunca lezyonların iyi örneklenmesini sağlar. Analiz edilenden daha fazla bölüm gömülür, çünkü bazı bölümler işleme veya bölümleme sürecinde zarar görebilir. Temsili örneklemeyi sağlamak için, her fare için omuriliğin servikal, torasik ve lomber seviyelerinde en az 3 temsili bölüm analiz edilir. Analizi yapan kişinin analiz için temsili bölümleri seçerken önyargılı olmaması için her numunenin kimliği kör edilir. EAE’nin histolojik şiddetindeki farklılıklar hakkında hızlı bir fikir edinmek için, seçilmiş kesitlerde spinal kord kadranlarında submeningeal demiyelinizan lezyonların varlığı için skorlama yapılabilir (Şekil 2A,B). Bu, taranan görüntüler üzerinde veya ışık mikroskobu kullanılarak gerçekleştirilebilen hızlı bir yöntemdir. Bu analiz, EAE bir grupta şiddetli ve diğerinde hafif olduğunda, gruplar arasındaki histolojik EAE şiddetindeki farklılıkları tespit edecek kadar duyarlıdır. Örneğin, Şekil 4’teki deneyde, EAE, MOG p35-55 / CFA artı PTX kullanılarak dişi vahşi tipte (WT) ve OGR1’de (OGR1 KO) bir delesyona sahip farelerde indüklendi. WT grubundaki fareler tam felçli şiddetli EAE geliştirirken, OGR1 nakavt grubu hafif hastalık geliştirdi. Klinik skordaki bu fark, submeningeal lezyonları olan kadranların fraksiyonundaki bir farka karşılık geldi (Şekil 4C). Otoimmün atak sırasında miyelin ve/veya miyelinli akson kaybının derecesini yakalamak için demiyelinizan lezyonların skorlamasını miyelin boyamanın yüzde alan fraksiyonu ile tamamlamak önemlidir. Şekil 4’teki örnekte, yüzde miyelin fraksiyonu da OGR1 ve WT fareleri arasında önemli ölçüde farklılık göstermiştir (Şekil 4D). Yüzde miyelin fraksiyonu, EAE’li farelerde kümülatif EAE skoru ile de önemli ölçüde ilişkilidir (Şekil 4E) ve bu nedenle bu hastalıkta genel doku hasarının iyi bir ölçüsü olarak hizmet eder. Bu protokolün miyelin lekesinin yoğunluğunu ayırt etmediğini unutmayın. İstenen sonuç buysa, proteolipid proteini veya miyelin bazik proteini gibi miyelin proteinleri için immünofloresan boyama yapılmalı ve bu boyamanın yoğunluğu ölçülmelidir. EAE’nin her iki karşılaştırıcı grupta da şiddetli olduğu durumlarda, omurilik kadranlarının daha yüksek bir fraksiyonu inflamatuar/demiyelinizan lezyonlar içerecektir. Bu durumda, inflamasyonu puanlamak için daha hassas bir yaklaşım,mm2 beyaz cevher başına CD45+ lökosit sayısını saymaktır (bkz. Şekil 3A’daki temsili boyama). Burada tarif edilen CD45 antikor klonu, sızan tüm lökositleri tespit eder ve sadece EAE’de CD45 ekspresyonunu yukarı regüle eden ara sıra mikrogliaları boyar (Şekil 3B’deki açık oka bakınız) ve bu nedenle periferik immün hücre infiltrasyonunu yakalamada yararlıdır. Daha uzun süreli EAE çalışmalarında (>20 gün), akson yaralanması analizinin de yapılması önerilir. Omurilik kesitlerinde SMI-32 boyama, hasarlı aksonları tespit etmek için hassas bir yöntemdir. Omurilikteki inflamasyon zamanla azalsa ve korunan aksonlar yeniden miyelin yapabilse de, hayatta kalan aksonlar diferansiyel bir rezidüel yaralanmaderecesi sergiler 9 (Şekil 3G, H). Örneğin, C57BL6 / J farelerinde MOG p35-55 ile indüklenen EAE modelinde, aksonal yaralanma ve kaybın derecesi, enflamatuar süreç azaldıktan sonra klinik puanların bir itici gücüdür9. Şekil 5 , erkek ve dişi farelerde, WT farelerinde ve miyeloid bölmede (LysMCre: Ppardfl/fl) peroksizom proliferatörle aktive olan reseptör-delta (PPAR-delta) adı verilen bir gende eksik olan farelerde yapılan bir EAE deneyinde bunun bir örneğini göstermektedir. Erkeklerde, WT fareleri arka bacak fonksiyonunu geri kazandı, ancak klinik puanlar erkek LysMCre: Ppardfl / fl grubunda yüksek kaldı. Buna karşılık, kadınlarda yapılan deneyde, her iki deney grubu da yüksek puanlara sahipti. İlk bakışta, bu sonuç PPAR-delta’nın EAE’de cinsiyete özgü bir etkiye sahip olduğunu düşündürdü; bununla birlikte, omuriliğin patolojik skorlaması, LysMCre: Ppardfl / fl grubundaki her iki cinsiyetten farelerin WT muadillerine kıyasla aksonal yaralanmayı artırdığını ortaya koydu (Şekil 5B). Kadınlarda klinik skorlar üzerinde bir genotip etkisi gözlenmemiştir, çünkü WT dişi fareler, kronik nörolojik defisitlere dönüşen artmış aksonal hasar sergileme eğilimindeydi. Aynı deneyde, dişi LysMCre: Ppardfl / fl dişi farelerin beyincikte daha kapsamlı T hücresi infiltrasyonuna sahip olduğu bulundu ve bu da beyin iltihabının EAE’de nasıl yararlı olabileceğine dair bir örnek sağladı. EAE’de, beyindeki inflamasyon ağırlıklı olarak beyincik ve beyin sapında bulunur (Şekil 6A, D, G), ancak aynı zamanda meninkslerde ( Şekil 6C’de hipokampus altında görülür), ventriküllerin yakınında (Şekil 6F) ve optik sinir ve korpus kollozum dahil olmak üzere diğer beyaz cevher yollarında da bulunabilir (Şekil 6B, E). Beyin iltihabının skorlanması, omurilik protokolü için ana hatlarıyla belirtilen aynı metodolojiyi kullanarakmm2 doku bölgesi başına CD45 hücrelerinin sayısını sayarak belirli bir beyin bölgesinde (örneğin, serebellar beyaz cevher) yapılır. Burada özetlenen brütleştirme yönteminde, beyinciğin ortasında, Şekil 6A’da gösterildiği gibi beyincik ve beyin sapının perspektifini sağlayan bir kesik vardır. Bir SIMOA testi kullanılarak sNF-L’nin ölçülmesi, devam eden aksonal yaralanmayı ve relapsing-remitting MS20,21,27,28’de tedaviye yanıtları değerlendirmek için yararlı bir biyobelirteç haline gelmiştir. sNF-L insanlarını ölçmek için kullanılan aynı SIMOA test kiti, fare sNFL 22,23,24’ü ölçmek için uygulanabilir. Bu testin EAE’de aksonal hasarı tespit etmede ne kadar iyi performans gösterdiğini araştırmak için, bir EAE deneyinin son noktasında dişi C57BL6 / J farelerinde sNF-L ölçüldü ve seviyeler, EAE’si olmayan cinsiyet uyumlu sağlıklı kontrol farelerindekilerle karşılaştırıldı. EAE’li farelerin sağlıklı farelere göre çok daha yüksek sNF-L seviyelerine sahip olduğu bulunmuştur (Şekil 7A) ve bu seviyeler omurilikteki SMI-32+ aksonlarının yoğunluğu ile ilişkilidir (Şekil 7B). Aksonal hasarın histolojik skorlaması ile karşılaştırıldığında, SIMOA testi daha hızlıdır (kanamalı farelerden sonuçlara yarım günden biraz fazla bir sürede ulaşılabilir) ve bu nedenle canlı farelerde bir tedavinin nasıl çalıştığına dair hızlı geri bildirim sağlar. Bu tahlil aynı zamanda hem omurilikte hem de beyinde aksonal hasarı yansıtma avantajına sahiptir. Şekil 1: Beyin ve omurilik bölümlerinin temsili parafin bloğu. 5 koronal beyin bölümü ve omurilik kesiti (1,5-2 mm kalınlığında) tek bir bölümde kesilebilmeleri için aynı bloğa gömülür. Omuriliğin en az 15 bölümü gömülmeli ve analiz için yeterli bölüm seçimine izin verilmelidir. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın. Şekil 2: Torasik omurilik seviyesinde meningeal inflamasyon ve yüzde miyelin alanı puanlaması. (A,B), LFB/H&E ile boyanmış MOG p35-55 ile indüklenen EAE’li bir dişi C57BL6/J faresinden torasik omuriliğin görüntülerini gösterir. A’daki fare, birleşik demiyelinizan lezyonlara sahip 4 kadrandan 4’üne sahipken, B’deki fare, etkilenen 4 kadrandan 1’ine sahiptir. B’deki farenin diğer kadranlarda bir miktar iltihaplanma vardır, ancak bu birleşik bir lezyona dönüşmemiştir ve bu nedenle puanlanmamıştır. (C-E) LFB görüntüsü örneği ve imageJ’deki gri tonlamalı ve eşikli görüntü. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın. Şekil 3: CD45, LFB H&E, LFB ve SMI-32 ile boyanmış omurilik kesitleri. Omurilikte erken (A,C,E,G) ve geç (B,D,F,H) submeningeal lezyon örnekleri, CD45 antikoru (A,B), LFB/H&E (C,D), tek başına LFB (E,F) ve SMI-32 antikoru (G,H) için boyanmıştır. Siyah oklar, her bir antikorla boyanmış hücre örneklerini gösterir. Beyaz oklar, CD45 + olarak boyanmış varsayılan mikrogliaları gösterir. Ölçek çubuğu = 50 μm. Bu şekil, EAE sırasında dişi bir C57BL6 / J faresinin omuriliğindeki lezyonların temsili boyanmasını gösterir ve patolojinin farklı omurilik bölümlerinde nasıl farklı olabileceğini vurgular. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın. Şekil 4: EAE’de lezyonlar ve demiyelinizasyon yüzdesi için skorlama uygulaması. Yumurtalık kanseri G-proteinine bağlı reseptör 1 (OGR1) geninde eksik olan dişi farelerin, C57BL6 / J arka planındaki vahşi tip (WT) dişi C57BL6 / J farelerinden daha az şiddetli klinik EAE geliştirdiği bir EAE deneyi örneği gösterilmiştir. EAE, MOG p35-55 / CFA artı PTX ile aşılama ile indüklendi ve fareler aşağıdaki klinik ölçeğe göre puanlandı: 1 = kuyruk felci. 2 = arka bacak ve ayak zayıflığı, 3 = arka bacak felci, 4 = ön bacak zayıflığı, 5 = can çekişiyor. (A) Farelerin zaman içindeki ortalama + SEM klinik puanları. (B) Ventral omurilikte LFB/H&E boyamasına bir örnek gösterilmiştir. Ölçek çubuğu = 50 μm. (C) Demiyelinizan lezyonlar içeren ortalama + SEM yüzde kadranları. (D) Her grupta ortalama + SEM yüzde demiyelinizasyonu. (E), C57BL6 / J farelerinde MOG p35-55 ile indüklenen EAE’de yapılan başka bir deneyin sonucunu gösterir, burada bireysel farelerin EAE skorları 30 günlük gözlem boyunca toplandı ve omurilikteki demiyelinizasyon yüzdesi ile ilişkilendirildi. Korelasyonlar Spearman testi kullanılarak yapıldı. (A–D)’deki paneller Souza C ve ark.29’dan uyarlanmıştır. (E)’deki veriler orijinal verilerdir. *P<0.05, **P<0.01, ***P<0.001. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın. Şekil 5: Bir genotipin klinik EAE fenotipi üzerindeki etkisini anlamak için SMI-32 boyamanın uygulanması. Bu şekil, C57BL6 / J arka planındaki erkek ve dişi vahşi tip ( Ppard’ın floxed alelini taşır) ve miyeloid spesifik Ppard mutant farelerinin (LysMCre: Ppardfl / fl) MOG p35-55 / CFA ve PTX ile aşılandığı ve 45 gün boyunca takip edildiği bir EAE deneyinin bir örneğini göstermektedir. (A) farelerin ortalama + SEM klinik skorlarını gösterir. (B) omurilikteki SMI-32+ akson sayısının, submeningeal lezyonlarla% kadranların, perivasküler manşetlerle yüzde kadranların ve serebellumdaki #CD3 lezyonların histolojik skorlamasının ortalama + SEM sonuçlarını mm2 doku başına gösterir. Bu deney, SMI-32 boyaması üzerinde bir genotip etkisi göstermiştir. Bu rakam Drohomyrecky’den uyarlanmıştır. vd.15. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın. Şekil 6: Dişi C57BL6/J farelerinde MOG p35-55 ile indüklenen EAE’de beyin koronal kesitlerinde CD45+/hematoksilen boyama örnekleri. CD45+ lezyonları kahverengi renkte gösterilmiştir. (A) Koronal bölümlerin beyin sapındaki CD45+ lezyonları. Ölçek çubuğu = 150 μm. (B-G) Optik sinirlerde (B), hipokampus (C) altındaki meningeal uzantılarda, beyin sapında (D), korpus kollozumda (E), ventrikül yakınında medial habenula (F) ve beyincikte (G) CD45+ lezyon örnekleri.  Ölçek çubuğu: (B–G) = 50 μm. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın. Şekil 7: MOG p35-55 ile indüklenen EAE’de serumdaki sNF-L seviyeleri. (A) Bir deneyin son noktasında dişi kontrol ve EAE farelerinden toplanan serum NFL seviyeleri. Veriler iki kuyruklu Mann Whitney testi kullanılarak analiz edildi. (****p değeri < 0,0001). (B) Omurilik kesitleri son noktada çıkarıldı ve SMI-32 ile boyandı. Beyaz cevher doku alanı başına pozitif hücre sayısı belirlendi ve bir Spearman testi kullanılarak sonlanımda serum NF-L ile ilişkilendirildi. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın. Ek Tablo 1: Doku işlemede kullanılan banyoların tanımı. Kasetler, otomatik bir işlemci kullanılarak bu banyo serilerinde otomatik olarak hareket ettirilir. Bu Dosyayı indirmek için lütfen buraya tıklayın. Ek Tablo 2: Luxol Fast Blue ve Hematoksilen ve Eozin boyama adımları. Bu tablo, Luxol Fast Blue ve Hematoksilen ve Eozin boyama protokolündeki adımların sırasını özetlemektedir. Bu Dosyayı indirmek için lütfen buraya tıklayın. Ek Tablo 3: İmmünohistokimyasal boyama için kullanılan antikorlar. Bu protokolde kullanılan antikorların yanı sıra inflamasyon, mikrogliozis ve astrogliozu daha fazla araştırmak için kullanılabilecek antikorlar tarif edilmiştir. Bu Dosyayı indirmek için lütfen buraya tıklayın. Ek Tablo 4: .czi dosyasını TIFF dosyalarına dönüştürme. Yüksek çözünürlüklü bir görüntü kullanmanın en uygun olduğunu, ancak bilgisayarın çalışma belleği sınırlanıyorsa bunun yerine orta çözünürlüklü görüntülerin kaydedilebileceğini unutmayın. Analizlerde aynı çözünürlükte görüntülerin kullanılması zorunludur. Ayrıca, serinin son görüntüsünün slayt etiketi olduğunu unutmayın. Analizin kör olduğundan emin olmak için etiketi okumaktan kaçının. 30,31 Bu Dosyayı indirmek için lütfen buraya tıklayın.

Discussion

Omuriliğin histolojik boyanması, özellikle hastalığın akut sonrası fazında hastalığın iyileşme derecesinde tedavi grupları arasında farklılıklar olduğu durumlarda, EAE hastalığının ciddiyetini değerlendirmede önemli bir araçtır. İmmün hücre infiltrasyonu (CD45), miyelin (LFB) ve aksonal hasar (SMI-32) için boyama, farelerde değişen klinik skorların altında yatan nedeni karakterize etmeye yardımcı olur. Burada tarif edilen histolojik boyama protokolü, miyelin ve aksonal hasarın derecesinin yanı sıra inflamasyonun bir perspektifini sağlar. Ayrıca, gösterilen sonuçlar, EAE’deki genel nöronal hasarın derecesini değerlendirmek için bir yöntem olarak sNF-L ölçümünü doğrulamaktadır.

Bu analiz için kritik parametreler, araştırmacıların bölümlerin kimliğine kör olmalarını ve farklı fareler arasında omuriliğin her seviyesinde eşdeğer örnekleme olmasını sağlamaktır. Bunun nedeni, inflamasyonun şiddetinin kordonun daha düşük seviyelerinde daha yüksek olabilmesidir. Bir diğer kritik parametre ise deney gruplarının büyüklüğüdür. Omurilikler ve beyinler, mütevazı etki boyutlarına sahip tedaviler veya genotiplere sahip gruplar arasında önemli farklılıklar görmek için tipik olarak son noktada grup başına 6-8 fareden toplanır. Seçilen farelerin, ortalaması alındığında, tüm grubun temsili ortalama puanlarına sahip olmasını sağlamak da önemlidir. Sorun giderme ile ilgili olarak, protokol konusunda deneyimsiz olanların karşılaştığı yaygın bir sorun, omuriliğin yetersiz bir süre boyunca sabitlenmesi ve omurgadan kolayca ekstrüde edilmemesidir. Bu durumda, omurilik, ince makas kullanılarak dikenli süreçler boyunca kırpılarak ve omuriliği ortaya çıkarmak için kolonu açarak kolondan manuel olarak diseke edilebilir. Alternatif olarak, dokular antikor boyamanın başarısına müdahale etmeden birkaç gün daha sabitlenebilir. Burada tarif edilen antikor klonları, formalin içinde 2 haftaya kadar sabitlenmiş dokuda çalışır.

Omurilik parçalarını gömmek beceri ve pratik gerektirir. Bölümlerin enine kesitte mi yoksa uzunlamasına kesitte mi düştüğünü daha iyi görselleştirmek için göz luplarının takılması ve gömme istasyonunun üzerine bir lamba yönlendirilmesi önerilir. Omurilik parçalarının boylarının brütlenme sırasında 2 mm’den az tutulması, enine kesitte düşmelerine yardımcı olacaktır. Daha az deneyimli kullanıcılar için karşılaşılan bir diğer yaygın sorun, LFB’nin gece boyunca inkübasyon sırasında buharlaşması ve lamın yarısının lekeli ve yarısının lekesiz kalmasıdır. Buharlaşmayı önlemek için, cam boyama kabı termoplastik film ve ardından plastik sargı ile kapatılmalıdır. Buharlaşma meydana gelirse ve bölümler eşit olmayan şekilde lekelenirse, slaytların lityum karbonat ile tamamen maviden arındırılması ve gece boyunca LFB’de tekrar boyanması önerilir. Diğer bir yaygın sorun, kullanıcıların LFB’den sonra gri maddeyi tamamen maviden arındırmamasıdır. Protokoldeki diğer adımlara geçmeden önce yeterli miktarda mavilikten arındırmaya ulaşıldığından emin olmak için mikroskop altında tek tek bölümleri incelemek çok önemlidir. Ek olarak, CD45 ve SMI-32 IHC boyaları sağlam bir performans gösterse de, alınan her yeni antikor lotu için ön deneylerde antikor konsantrasyonlarını kontrol etmek hala önemlidir. Bu, pozitif bir kontrol bölümünde (EAE omuriliği) çeşitli antikor konsantrasyonlarının test edilmesiyle yapılabilir. İlk kez boyama, primer antikor eklenmeden tek başına sekonder antikordan oluşan negatif bir kontrol de içermelidir. Son olarak, slaytlar veya bölümler arasında boyama eşit olmayabileceğinden, görüntü analizinde tek tek görüntülerin eşiklenmesi çok önemlidir.

Bu protokol ücretsiz olarak kullanılabilen yazılımları kullanır. Bir işlemciye, katıştırıcıya veya mikrotoma erişiminiz yoksa, bu adımlar bu hizmetleri sunan hastane tabanlı bir patoloji çekirdeğine kaynaklanabilir. Ayrıca, bir slayt tarayıcıya erişiminiz yoksa, omurilik veya beyin bölgelerinin TIFF görüntülerini kaydetmek için bir video kamera ile donatılmış bir ışık mikroskobu kullanılabilir. Mikroskop tabanlı bir iş akışı için, LFB veya LFB/H&E kesitlerini düşük güçte (40x büyütme) yakalayın ve CD45 ve SMI-32 boyama için, omuriliğin ventral, dorsal ve lateral kısımlarında ortalanmış en az dört pencereyi görüntüleyin (CD45 için 200x büyütme ve SMI-32 için 400x büyütme). Lekelenmeyi tarif edilene benzer şekilde ölçmek için bu görüntüler üzerinde görüntü analizi yapılabilir.

EAE’yi skorlamak için hangi histolojik yaklaşımın benimseneceği kararı, klinik skorların gruplar arasında ne kadar farklılık gösterdiğine bağlıdır. Örneğin, EAE klinik skorunda ciddi farklılıklar varsa (bir grup EAE aldı ve bir grup almadı), bu genellikle periferik aracılı inflamasyondaki farklılıklarla ilgilidir. Bu durumda, LFB/H&E boyalı kesitlerde demiyelinizan lezyonların varlığı için skorlama yeterlidir ve gruplar arasındaki farklılıkları ortaya koyacaktır. Gruplar başlangıçta klinik skorda daha benzerse ve bunun yerine klinik iyileşme derecesinde farklılıklar varsa (örneğin, Şekil 5A’daki deney), hastalık kronikliğindeki farklılıkların inflamasyon veya doku hasarındaki farklılıklarla ilişkili olup olmadığını ayırt etmek için beyin sapı ve beyincikteki beyin iltihabının skorlanması da dahil olmak üzere burada özetlenen tam histolojik iş akışını uygulamak en iyisidir.  CD45 sayımı ile değerlendirildiği gibi inflamasyondaki farklılıklar bulunursa, T hücreleri (anti-CD3), infiltre eden monosit / makrofajlar (Mac3) ve mikroglia (Iba-1 / TMEM119) için boyama yapmak için daha fazla IHC çalışması yapılabilir (önerilen antikor klonları Ek Tablo 3’tedir). Mikroglia aktivasyonu, çift etiketli Iba-1+TMEM-19+ mikroglia üzerinde Iba-1 boyamanın yoğunluğundaki bir artış ve bölüm32’de Sholl analizi ile değerlendirilebilen mikroglia süreçlerinin artan geri çekilmesi ile yansıtılır. Ayrıca, beyin ve omurilikteki bağışıklık popülasyonlarının sıklığı ve fenotipinin daha derin bir karakterizasyonunu yapmak için akış sitometrisi veya tek hücreli RNA dizilimi gibi teknikler uygulanabilir.

SMI-32+ aksonlarının sayımı, EAE 32,33 ve MS34’te akson hasarını tespit etmek için hassas bir yöntemdir. SMI-32, kesilen nörofilamentlerin uç ampullerinde biriken ağır veya orta fosforile olmayan nörofilament formunu tespit eder. Yaralı aksonları tespit etmenin bir alternatifi, akson taşınmasının bozulmasının bir sonucu olarak aksonlarda birikebilen amiloid öncü proteini (APP) ile boyamadır33. SMI-32 ve APP için boyama paterni, her ikisi de akson hasarını yansıtsa da, tipik olarak örtüşmez, bu da farklı patolojileri tespit ettiklerini gösterir33. Hem omurilikte hem de beyinde devam eden aksonal hasarın hızlı ve hassas bir ölçüsü olan sNF-L’yi ölçerek akson hasarının histolojik ölçümleri de tamamlanabilir. Canlı farelerde yarım günde yapılabilmesi avantajını sunar. Bu yöntemin bir dezavantajı, kitlerin pahalı olması ve makinenin oldukça uzmanlaşmış olmasıdır. sNF-L kitini satan şirket, SIMOA makinesine erişimi olmayanlar için servis ücreti sunuyor. Akson hasarını değerlendirmenin bir alternatifi, omuriliğin12 toluidin mavisi lekeli bölümlerindeki aksonları sayarak veya omurilik beyaz cevheri32 alanlarında SMI-31 tarafından tespit edilen nörofilament demetlerini sayarak akson kaybını puanlamaktır. Bunların her ikisi de SMI-32 veya sNF-L ölçümünden daha zahmetli yaklaşımlardır.

EAE klinik skorları gruplar arasında farklılık gösteriyorsa, ancak inflamasyon, demiyelinizasyon ve aksonal hasar için skorlama gruplar arasında farklılıklar ortaya koymuyorsa, GFAP kullanarak astrosit aktivasyonu için boyama yapmak yararlı olabilir (önerilen antikor klonu için Ek Tablo 3’e bakınız). Astrosit aktivasyonu, GFAP boyamasında bir artış ile ilişkilidir ve bunun, DA sıçanındaki kronik EAE dahil olmak üzere bazı EAE modellerinde EAE ilerlemesi ile ilişkili olduğu gösterilmiştir35.

Sonuç olarak, bu protokol EAE’nin histolojik skorlamasını yapmak için yöntemleri açıklar ve bir analiz iş akışı sağlar.

Divulgaciones

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Dr. Raymond Sobel’e (Stanford Üniversitesi) beyin ve omurilik bölümlerini küçültme ve düzeltme yöntemini gösterdiği için teşekkür ederiz. Toronto Fenogenomik Merkezi’nden Kyle Roberton ve Milan Ganguly’ye gömme yöntemini öğrendikleri ve beyin ve omurilik bölümlerimizin çoğunu kestikleri için teşekkür ederiz. Dr. Matthew Cussick ve Dr. Robert Fujinami’ye (Utah Üniversitesi) omurilikte submeningeal ve perivasküler inflamasyonu puanlama protokollerini paylaştıkları için teşekkür ederiz. CD45 antikorunun klonunu paylaştığı için Shalina Ousman’a teşekkür ederiz. Xiofang Lu’ya doku işlemcisi ve doku gömme istasyonu eğitimi ve bu ekipmanın St. Michael Hastanesi’ndeki Keenan Biyomedikal Araştırma Merkezi’ndeki bakımı için teşekkür ederiz. Bu çalışma, MS Kanada’dan (SED’ye) bir Biyomedikal hibe ile desteklenmiştir. Carmen Ucciferri, Kanada Hükümeti’nden bir öğrenci tarafından desteklenmektedir. Nuria Alvarez-Sanchez, Keenan doktora sonrası bursu tarafından desteklenmektedir.

Materials

10% Neutral Buffered Formalin Sigma Aldrich HT501128-4L Used to fix spinal cord and brain specimens
1000 mL Glass Beaker Pyrex 1000
15 mL Falcon Tube Starstedt 62.554.100 Fixing and storing spinal cord and brain
250 mL Erlenmeyer Flask Pyrex 4980
500 mL Glass Beaker Pyrex 1003
92 mm x 16 mm Petri Dishes Starstedt 82-1473-001 Used in the tissue grossing procedure
95% Ethyl Alcohol Commercial Alcohols P016EA95 Dehydration and rehydration steps
ABC Elite Kit Vector Labratories PK6100 Used for immunohistochemistry labeling
Aqua Hold 2 PAP Pen Cole Parmer UZ-75955-53 Used for drawing around tissue sections in Immunohistochemical Staining
Avidin/Biotin Blocking Kit Vector Labratories SP-2001
Biosafety Cabinet Any
Biotinylated rabbit anti-rat IgG Vector Labratories BA-4000 Used for CD45 staining
C57BL6/J Mice Jackson Laboratory Stock # 664 These mice were used in experiments shown in paper.
Centrifuge Thermo Fisher Scientific Sorvall ST Plus
CitriSolv Fisher Scientific 04-355-121 Used for de-waxing. Is an alternative to xylene
DAB Kit Vector Labratories SK-4100 Used for developing in immunohistochemistry
ddH2O – –
Disposable Scalpel Magna M92-10 Used for grossing spinal cord and brain
DWK Life Sciences (Wheaton) glass staining dish Cole Parmer UZ-48585-60 Used for histochemical staining and washes
DWK Life Sciences (Wheaton) glass staining rack Cole Parmer 10061392 Used for immunohistochemistry and histochemistry
Eosin Y Bioshop 173772-87-1 Stains cytoplasm
Feather Microtome Blades Fisher Scientific 12-634-1C Used for sectioning paraffin
Filter Paper Whatman 1001110 Used to filter the formalin (during grossing) and the luxol fast blue
Fine Surgical Scissors Fine Science Tools 14160-10 Used to snip brain and the skull
Fumehood Any
Gibco DPBS Fisher Scientific 14190944
Glacial Acetic Acid BioShop ACE333.4 Used in the luxol fast blue staining procedure
Histoplex Histology Containers Starplex Scientific 565-060-26 Fixing spinal cord and brain
Hydrogen Peroxide Fisher Chemicals H325-500 Used to remove endogenous peroxidase in the tissue
ImageJ NIH https://imagej.nih.gov/ij/download.html
Kimtech Science Kimwipes Kimberly Clark Professional 34155 Used for immunohistochemistry
Lens paper VWR 52846-001 Used for trapping spinal cord species in cassette during processing
Light microscope Any
Lithium carbonate Sigma Aldrich 554-13-3 De-blueing after luxol fast blue staining
Luxol blue Sigma Aldrich 1328-51-4 Stains CNS myelin
M.O.M Immunodetection Kit Vector Labratories BMK-2202 Used to stain SMI-32
Methanol Fisher Chemicals A454.2 Used for fixation
Mayer's Hematoxylin Electron Microscopy Sciences 26381-02 Stains nuclei
Micro-Adson Forceps with Teeth Fine Science Tools 11027-12 Used for reflecting the skull during dissections
Microcentrifuge  Eppendorf Model 5417R
Microvette Capillary Tubes CB 300 Z Starstedt 16.440.100 Used for blood collection
Micrscope Cover Glass Fisher Scientific 12545A Used for coverslipping
Mini Shaker VWR 12620-938 Used for making buffers
NF light kit Quanterix 103186 This kit can be used for detection of mouse or human soluble neurofilament in serum
Nitrile Gloves VWR 76307-462 Safety
Normal Goat Serum Vector Labratories S-1000 Blocking reagent
Normal Rabbit Serum Vector Labratories S-5000 Blocking reagent
OmniSette Tissue Cassettes Fisher Scientific M4935FS Used for embedding spinal cord and brain
p1000 Pipette and Tips various
p200 Pipette and Tips various
Paraffin Embedding station Leica Biosystems Model EG1160
Paraplast Tissue Infiltration/Embedding Medium Leica Biosystems 39601006 Used for embedding spinal cord and brain
Permount Mounting Medium Fisher Chemicals SP15-100 Used for mounting coverslips on slides
pH meter Fisher Scientific 13636AB315B Used for pHing buffers
Plastic Transfer Pipettes Fisher Scientific 13-711-20 Used for pHing buffers
Potassium Chloride BioShop 7447-40-7 Used for making PBS
Potassium Phosphate Monobasic BioShop 7778-77-0 Used for making PBS
Pressure Cooker Nordic Ware Tender Cooker
Purified rat anti-mouse CD45 Vector Labratories 553076 Detects leukocytes
Reagent grade alcohol 100% VWR 89370-084 Dehydration and rehydration steps
Reagent grade alcohol 70% VWR 64-17-5 Dehydration and rehydration steps
Rotary Microtome Leica Biosystems Model RM2235
Simoa Machine Quanterix HD-X
Slide Scanner Zeiss AxioScan.Z1
SMI-32 mouse IgG1 antibody Biolegend 801701 Detects damaged axons
Sodium Chloride BioShop 7647-14-5 Used for making PBS
Sodium Phosphate Dibasic  Bioshop 7558-79-4 Used for making PBS
Standard Adson Forceps Fine Science Tools 11150-10 Used for dissection steps
Superfrost Plus Microscope slides Fisher Scientific 12-550-15 Used to collect sections
Surgical Tough Cuts Fine Science Tools 14110-15 Used to cut through the spine, body wall, and skin
Tissue Processor Leica Biosystems Model TP1020
Tri-soldium citrate Thermo Fisher Scientific 03-04-6132 Used for antigen retrieval
Tween-20 BioBasic 9005-64-5 Used for washing sections
X-P Pierce XP-100 plate seal Excel Scientific 12-140 Used for the sNF-L Assay
Xylene Fisher Chemicals 1330-20-7 Used for de-waxing and clearing sections
Funnel Cole Parmer RK-63100-64 Used to filter formalin before grossing tissue
Stir Plate Any Used to make solutions
Oven Any Used to bake tissue sections after cutting
Parafilm Bemis 13-374-10 Used to seal LFB staining dish
Microwave Any Timing may vary depending on the microwave model
Bovine Serum Albumin (BSA) Sigma Aldrich 9048-46-8 Used to make blocking buffer
1.5 mL Microcentrifuge Tubes Fisher Scientific 05-408–129 Used to store mouse serum samples
Vortex Any Used to prepare samples for sNF-L assay
Waterbath Any Used to warm enzyme substrate for sNF-L assay
DOWNLOAD MATERIALS LIST

Referencias

  1. Constantinescu, C. S., Farooqi, N., O’Brien, K., Gran, B. Experimental autoimmune encephalomyelitis (EAE) as a model for multiple sclerosis (MS). Br J Pharmacol. 164 (4), 1079-1106 (2011).
  2. Rasouli, J., et al. Expression of GM-CSF in T is increased in multiple sclerosis and suppressed by IFN-beta therapy. J Immunol. 194 (11), 5085-5093 (2015).
  3. Zrzavy, T., et al. Loss of ‘homeostatic’ microglia and patterns of their activation in active multiple sclerosis. Brain. 140 (7), 1900-1913 (2017).
  4. Kutzelnigg, A., Lassmann, H. Pathology of multiple sclerosis and related inflammatory demyelinating diseases. Handb Clin Neurol. 122, 15-58 (2014).
  5. Glatigny, S., Bettelli, E. Experimental autoimmune encephalomyelitis (EAE) as animal models of multiple sclerosis (MS). Cold Spring Harb Perspect Med. 8 (11), (2018).
  6. Kipp, M., Nyamoya, S., Hochstrasser, T., Amor, S. Multiple sclerosis animal models: A clinical and histopathological perspective. Brain Pathol. 27 (2), 123-137 (2017).
  7. Nikic, I., et al. A reversible form of axon damage in experimental autoimmune encephalomyelitis and multiple sclerosis. Nat Med. 17 (4), 495-499 (2011).
  8. Croxford, A. L., et al. The cytokine GM-CSF the inflammatory signature of CCR2+ monocytes and licenses autoimmunity. Immunity. 43 (3), 502-514 (2015).
  9. Jones, M. V., et al. Behavioral and pathological outcomes in MOG 35-55 experimental autoimmune encephalomyelitis. J Neuroimmunol. 199 (1-2), 83-93 (2008).
  10. Zuo, M., et al. Age-dependent gray matter demyelination is associated with leptomeningeal neutrophil accumulation. JCI Insight. 7 (12), 158144 (2022).
  11. Bannerman, P. G., et al. Motor neuron pathology in experimental autoimmune encephalomyelitis: Studies in thy1-yfp transgenic mice. Brain. 128, 1877-1886 (2005).
  12. Cahill, L. S., et al. Aged hind-limb clasping experimental autoimmune encephalomyelitis models aspects of the neurodegenerative process seen in multiple sclerosis. Proc Natl Acad Sci U S A. 116 (45), 22710-22720 (2019).
  13. Stromnes, I. M., Goverman, J. M. Active induction of experimental allergic encephalomyelitis. Nat Protoc. 1 (4), 1810-1819 (2006).
  14. Stromnes, I. M., Goverman, J. M. Passive induction of experimental allergic encephalomyelitis. Nat Protoc. 1 (4), 1952-1960 (2006).
  15. Drohomyrecky, P. C. Peroxisome proliferator-activated receptor-delta acts within peripheral myeloid cells to limit the expansion of myelin-reactive T cells during experimental autoimmune encephalomyelitis (EAE). J. Immunol. 10, 2588-2601 (2019).
  16. Osorio-Querejeta, I., et al. The innovative animal monitoring device for experimental autoimmune encephalomyelitis ("I am D EAE"): A more detailed evaluation for improved results. Mult Scler Relat Disord. 63, 103836 (2022).
  17. Wang, C., et al. Induction and diverse assessment indicators of experimental autoimmune encephalomyelitis. J Vis Exp. (187), e63866 (2022).
  18. Shahi, S. K., Freedman, S. N., Dahl, R. A., Karandikar, N. J., Mangalam, A. K. Scoring disease in an animal model of multiple sclerosis using a novel infrared-based automated activity-monitoring system. Sci Rep. 9, 19194 (2019).
  19. Kluver, H., Barrera, E. A method for the combined staining of cells and fibers in the nervous system. J Neuropathol Exp Neurol. 12 (4), 400-403 (1953).
  20. Disanto, G., et al. Serum neurofilament light: A biomarker of neuronal damage in multiple sclerosis. Ann Neurol. 81 (6), 857-870 (2017).
  21. Novakova, L., et al. Monitoring disease activity in multiple sclerosis using serum neurofilament light protein. Neurology. 89 (22), 2230-2237 (2017).
  22. Pouzol, L., et al. Act-1004-1239, a first-in-class CXCR7 antagonist with both immunomodulatory and promyelinating effects for the treatment of inflammatory demyelinating diseases. FASEB J. 35 (3), 21431 (2021).
  23. Breakell, T., et al. Obinutuzumab-induced B-cell depletion reduces spinal cord pathology in a CD20 double transgenic mouse model of multiple sclerosis. Int J Mol Sci. 21 (18), 6864 (2020).
  24. Aharoni, R., et al. Neuroprotective effect of glatiramer acetate on neurofilament light chain leakage and glutamate excess in an animal model of multiple sclerosis. Int J Mol Sci. 22 (24), 13419 (2021).
  25. Sternberger, L. A., Sternberger, N. H. Monoclonal antibodies distinguish phosphorylated and nonphosphorylated forms of neurofilaments in situ. Proc Natl Acad Sci U S A. 80 (19), 6126-6130 (1983).
  26. Kuhle, J., et al. Serum neurofilament is associated with progression of brain atrophy and disability in early MS. Neurology. 88 (9), 826-831 (2017).
  27. Benkert, P., et al. Serum neurofilament light chain for individual prognostication of disease activity in people with multiple sclerosis: A retrospective modelling and validation study. Lancet Neurol. 21 (3), 246-257 (2022).
  28. D’Souza, C. A., et al. OGR1/GPR68 modulates the severity of experimental autoimmune encephalomyelitis and regulates nitric oxide production by macrophages. PLoS One. 11 (2), 0148439 (2016).
  29. Doroshenko, E. R., et al. Peroxisome proliferator-activated receptor-delta deficiency in microglia results in exacerbated axonal injury and tissue loss in experimental autoimmune encephalomyelitis. Front Immunol. 12, 570425 (2021).
  30. Soulika, A. M., et al. Initiation and progression of axonopathy in experimental autoimmune encephalomyelitis. J Neurosci. 29 (47), 14965-14979 (2009).
  31. Trapp, B. D., et al. Axonal transection in the lesions of multiple sclerosis. N Engl J Med. 338 (5), 278-285 (1998).
  32. Lassmann, H., Bradl, M. Multiple sclerosis: Experimental models and reality. Acta Neuropathol. 133 (2), 223-244 (2017).

Tags

Central Nervous SystemInflammationDemyelinationAxon InjuryExperimental Autoimmune EncephalomyelitisMultiple SclerosisRisk FactorsObesityClinical ScoringHistologySpinal CordBrainNeurofilament Light

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Citar este artículo
Ucciferri, C. C., Gower, A., Alvarez-Sanchez, N., Whetstone, H., Ramaglia, V., Gommerman, J. L., Brand-Arzamendi, K., Schneider, R., Dunn, S. E. Scoring Central Nervous System Inflammation, Demyelination, and Axon Injury in Experimental Autoimmune Encephalomyelitis. J. Vis. Exp. (204), e65738, doi:10.3791/65738 (2024).
Descargar cita
Reimpresiones y permisos

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image