El colgajo axial superficial de la arteria epigástrica inferior para estudiar los efectos del preacondicionamiento isquémico en un modelo de rata
Summary
Este protocolo describe la recolección, sutura y monitoreo de colgajos fasciocutáneos en ratas que permiten una buena visualización y manipulación del flujo sanguíneo a través de los vasos epigástricos inferiores superficiales mediante el pinzamiento y la ligadura de los vasos femorales. Esto es crítico para los estudios que involucran preacondicionamiento isquémico.
Abstract
Los colgajos fasciocutáneos (FCF) se han convertido en el estándar de oro para la reconstrucción de defectos complejos en cirugía plástica y reconstructiva. Esta técnica de preservación muscular permite transferir tejidos vascularizados para cubrir cualquier defecto grande. FCF se puede utilizar como colgajos pediculados o como colgajos libres; sin embargo, en la literatura, las tasas de fracaso para FCF pediculado y FCF libre son superiores al 5%, dejando margen de mejora para estas técnicas y una mayor expansión del conocimiento en esta área. El preacondicionamiento isquémico (P.I.) ha sido ampliamente estudiado, pero los mecanismos y la optimización del régimen I.P. aún no se han determinado. Este fenómeno está poco explorado en cirugía plástica y reconstructiva. Aquí, se presenta un modelo quirúrgico para estudiar el régimen de P.I. en un modelo de colgajo fasciocutáneo axial de rata, que describe cómo evaluar de manera segura y confiable los efectos de I.P. en la supervivencia del colgajo. Este artículo describe el procedimiento quirúrgico completo, incluyendo sugerencias para mejorar la confiabilidad de este modelo. El objetivo es proporcionar a los investigadores un modelo reproducible y confiable para probar varios regímenes de preacondicionamiento isquémico y evaluar sus efectos sobre la supervivencia del colgajo.
Introduction
La cirugía plástica y reconstructiva está en constante evolución. El desarrollo de colgajos musculares, fasciocutáneos y perforantes ha permitido ofrecer reconstrucciones de mejor calidad y reducir la morbilidad. Combinando este conocimiento anatómico mejorado con habilidades técnicas mejoradas, los cirujanos reconstructivos pueden realizar transferencias de colgajo gratuitas cuando los defectos no están cerca de ninguna solución local. Sin embargo, mientras que la cirugía con colgajo perforante es actualmente la técnica más avanzada en cirugía reconstructiva, la literatura reporta una tasa de fracaso del 5% en las transferencias de colgajo libre 1,2,3, y de hasta el 20% para la reconstrucción con colgajo pediculado 4,5,6. La falla parcial o total del colgajo ocurre cuando el pedículo del colgajo está comprometido, por lo tanto, es esencial buscar continuamente mejoras en las técnicas actuales. Uno de los métodos para mejorar la supervivencia del colgajo es promover su neovascularización en el lecho de la herida, permitiendo así la perfusión por una fuente distinta al pedículo. El preacondicionamiento isquémico (I.P.) se ha descrito inicialmente en un modelo cardíaco7, lo que demuestra que un órgano expuesto a isquemia controlada sobrevive en mayor grado después de perder su suministro primario de sangre al someterse a una neovascularización inducida por isquemia. Varios autores han estudiado este principio fundamental para optimizar la supervivencia del colgajo en modelos preclínicos y clínicos 8,9,10.
La ventaja de esta técnica sobre otros métodos para mejorar la supervivencia del colgajo es su facilidad de implementación, que consiste en pruebas de pinza/desclamp de la fuente de sangre. En el modelo de rata, los autores anteriores utilizaron el colgajo de la arteria epigástrica inferior superficial (SIEA) para estudiar la P.I. mediante el pinzamiento del pedículo principal11,12,13. No obstante, se pueden encontrar varios problemas técnicos con este modelo, y la literatura carece de protocolos bien descritos.
Por lo tanto, este trabajo tiene como objetivo proporcionar a los investigadores una descripción detallada de una técnica de obtención de colgajo SIEA de rata con una disección extendida de los vasos femorales para permitir estudios de IP en un modelo de colgajo fasciocutáneo axial. Este modelo conserva la integridad de los vasos epigástricos y en su lugar manipula los vasos femorales, que son más resistentes. Compartimos nuestra experiencia y herramientas para mejorar el estudio de este fenómeno y aumentar la replicabilidad de este procedimiento.
Protocol
Representative Results
Discussion
Este artículo describe un modelo de colgajo fasciocutáneo reproducible cosechado en ratas, lo que permite la evaluación de IP. Este protocolo quirúrgico paso a paso proporciona a los grupos de investigación un modelo confiable para probar diferentes regímenes de PI. Al prevenir cualquier vascularización que no sea el pedículo, este modelo permite estudiar la neovascularización del colgajo desde el lecho de la herida y el margen. Este estudio realizó la ligadura en POD5, ya que estudios previos han observado la …
Divulgaciones
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Este trabajo fue financiado por el Hospital General de Massachusetts (W.G.A) y Shriners Children’s Boston (B.U, K.U, C.L.C). Y.B e I.F.v.R son financiados por los Hospitales Shriners para Niños (ID de propuesta: #970280 y #857829 respectivamente).
Materials
| 1 mL Syringe Luer-Lok Tip | BD | 309628 | |
| 3-0 Ethilon 18” Black Monofilament Nylon suture | Ethicon | ETH-663H | |
| 8-0 Ethilon 12” Black Monofilament Nylon suture | Ethicon | 1716G | |
| Adson Atraumatic Forceps | Aesculap Surgical Instruments | BD51R | |
| Akorn Fluorescein Injection USP 10% Single Dose Vial 5 mL | Akorn | 17478025310 | |
| Betadine Solution 5% Povidone-Iodine Antiseptic Microbicide | PBS Animal Health | 11205 | |
| Bipolar Cords | ASSI | ASSI.ATK26426 | |
| Buprenorphine Hydrochloride Injection | PAR Pharmaceutical | 3003406C | This concentration needs to be diluted for rodents. |
| Depilatory product – Nair Hair remover lotion | Nair | NC0132811 | |
| Ear tag applier | World Precision Instruments | NC0038715 | |
| Gauze Sponges | Curity | 6939 | |
| Isoflurane Auto-Flow Anesthesia Machine | E-Z Systems | EZ-190F | |
| Isoflurane, USP | Patterson Veterinary | 1403-704-06 | |
| Jewelers Bipolar Forceps Non-Stick 11 cm, straight pointed tip, 0.25 mm tip diameter | ASSI | ASSI.BPNS11223 | |
| Lone Star elastic stays | Cooper Surgical | 3311-1G | |
| Lone star Self-retaining retractor | Cooper Surgical | 3304G | |
| Metronidazole tablets USP | Teva | 500111-333-06 | |
| Micro spring handle scissors | AROSurgical | 11.603.14 | |
| Microscope (surgical) | Leica | M525 F40 | |
| Microsurgical clamp applying forceps | Ambler Surgical | 31-906 | |
| Microsurgical clamps (x2) | Millennium Surgical | 18-B1V | |
| Microsurgical Dumont #4 forceps | Dumont Swiss made | 1708-4TM-PO | |
| Microsurgical needle holder | ASSI | B-14-8 | |
| Needle holder | World Precision Instruments | 501246 | |
| Nosecone for Anesthesia | World Precision Instruments | EZ-112 | |
| Pixel analysis software | GNU Image Manipulation Program v2.10 | GIMP | GNU Open licence |
| PrecisionGlide Needle 27 G | BD | 305109 | |
| Ragnell Scissors | Roboz Surgical | RS-6015 | |
| Rimadyl (carprofen) | Zoetis | 10000319 | This concentration needs to be diluted for rodents |
| Scientific Elizabethan collar (e-collar) for Rats | Braintree Scientific | NC9263311 | |
| Small animal ear tag | National Band & Tag Company | Style 1005-1 | |
| Small Animal Heated Operating Table (Adjustable) | Peco Services Ltd | 69023 | |
| Sterile towel drape | Dynarex Corporation | 4410 | |
| Sterile water for injection and irrigation | Hospira | 0409488724-1 | |
| Surgical scrub – BD ChloraPrep Hi-Lite Orange 3 mL applicator with Sterile Solution | BD | 930415 | |
| UV lamp | UVP | UVL-56 | |
| Webcol Alcohol prep pads | Simply Medical | 5110 |
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