Ce protocole décrit le modèle de transposition du neurinome tibial, qui implique une lésion du nerf tibial avec transposition ultérieure de l’extrémité du nerf proximal vers une position prétibiale ou latérale sous-cutanée. Les tests comportementaux de la douleur du névrome et de l’hyperalgésie plantaire sont quantifiés à l’aide de monofilaments de Von Frey.
La transposition du neurinome tibial (TNT) est un modèle de rat dans lequel l’allodynie au site du névrome (nerf tibial) peut être évaluée indépendamment de l’allodynie à la surface plantaire de la patte postérieure innervée par le nerf sural intact. Ce modèle TNT convient pour tester des thérapies pour la douleur du névrome, telles que la supériorité potentielle de certains traitements chirurgicaux déjà utilisés en clinique, ou pour évaluer de nouveaux médicaments et leur effet sur les deux modalités de la douleur chez le même animal. Dans ce modèle, une lésion distale (névromésie) est réalisée dans le nerf tibial, et l’extrémité du nerf proximal est transposée et fixée par voie sous-cutanée et prétibiale pour permettre des évaluations du site du névrome avec un monofilament de Von Frey de 15 g. Pour évaluer l’allodynie sur le nerf sural, les monofilaments de Von Frey peuvent être utilisés via la méthode haut-bas sur la région latérale plantaire de la patte postérieure. Après avoir coupé le nerf tibial, une hypersensibilité mécanique se développe au site du névrome dans la semaine 1 après la chirurgie et persiste au moins jusqu’à 12 semaines après la chirurgie. L’allodynie à la surface plantaire innervée surale se développe dans les 3 semaines suivant la chirurgie par rapport au membre controlatéral. À 12 semaines, un névrome se forme à l’extrémité proximale du nerf tibial sectionné, indiqué par la dispersion et le tourbillon des axones. Pour la chirurgie modèle TNT, plusieurs étapes (micro)chirurgicales critiques doivent être suivies, et une certaine pratique chirurgicale sous anesthésie terminale est conseillée. Par rapport à d’autres modèles de douleur neuropathique, tels que le modèle de lésion nerveuse épargnée, l’allodynie sur le site du névrome peut être testée indépendamment de l’hypersensibilité du nerf sural dans le modèle TNT. Cependant, le site du névrome ne peut être testé que chez le rat, pas chez la souris. Les conseils et les directives fournis dans ce protocole peuvent aider les groupes de recherche travaillant sur la douleur à mettre en œuvre avec succès le modèle TNT dans leur établissement.
Chaque blessure, allant de simples lacérations à l’amputation d’un membre entier, s’accompagne de divers degrés de lésion des nerfs périphériques. Une telle lésion nerveuse peut entraîner la formation d’un névrome, un enchevêtrement désorganisé de fibres nerveuses en germination. Les névromes deviennent douloureux chez 8% à 30% des patients, affectant gravement leur qualité de vie 1,2,3,4,5. Après l’amputation d’un membre, une douleur de névrome se développe chez 50% des patients 6,7,8. Les symptômes rapportés comprennent la sensibilité, la douleur spontanée, l’allodynie, l’hyperalgésie et l’hypersensibilité mécanique ou thermique dans la zone innervée9. Lorsqu’elle n’est pas traitée adéquatement dans un délai de 1 an, la douleur du névrome peut évoluer vers un état de douleur chronique, entraînant un fardeau sociétal élevé et des coûts médicaux associés 10,11,12,13,14. En raison de la faible efficacité des interventions pharmacologiques actuelles, la douleur du névrome est traitée de préférence par ablation chirurgicale du névrome douloureux, et le nerf traité par diverses techniques chirurgicales, comme décrit dans la littérature15. Il est important de noter que le soulagement complet de la douleur est rare, que la douleur s’aggrave souvent avec le temps et que 40% des patients ne bénéficient pas de la chirurgie, ce qui indique que de nouveaux traitements sontnécessaires1,16.
Un modèle standardisé de la douleur du névrome chez le rat aide à comprendre les mécanismes qui entraînent la douleur du névrome et peut aider à identifier de nouveaux traitements ou à évaluer ceux qui existent déjà utilisés en clinique. Le modèle de transposition du neurinome tibial (TNT) a été décrit pour la première fois par Dorsi et al. en 200817 et a été utilisé par différents groupes de recherche18,19,20. L’objectif global de cette méthode est de pouvoir tester différentes techniques de traitement de la douleur du névrome. L’avantage du modèle par rapport au modèle21, par exemple, de la lésion nerveuse épargnée (SNI) est qu’il permet de tester l’allodynie au site du névrome. En effet, le modèle implique la transposition de la terminaison nerveuse proximale du nerf tibial en une position prétibiale sous-cutanée, où il peut être sondé avec des monofilaments de von Frey. De plus, l’allodynie se développe à la surface plantaire de la patte postérieure innervée par le nerf sural intact, qui peut être évaluée indépendamment de la douleur du névrome chez le même animal. Ceci est similaire aux symptômes de la douleur du névrome chez les patients, où la douleur neuropathique persistante après l’ablation d’un névrome douloureux est parfois causée par les nerfs voisins22. De plus, l’allodynie sur un nerf sectionné avec un névrome est une modalité de douleur différente de l’allodynie sur le nerf voisin intact. Ainsi, ce modèle facilite l’évaluation de l’effet des nouvelles thérapies à la fois sur l’allodynie présente au site du névrome et sur la douleur neuropathique plus répandue testée dans la surface plantaire de la patte postérieure. Comme la chirurgie effectuée pour créer le modèle TNT peut être difficile, cet article explique la procédure à suivre pour aider les chercheurs à mettre en œuvre le modèle dans leur établissement.
Étapes critiques du protocole
Le modèle TNT consiste à couper le nerf tibial et à le transposer latéralement et sous-cutanéement à un emplacement prétibial pour permettre un test de sensibilité du névrome, en plus de l’hyperalgésie plantaire sur le nerf sural. Dans le modèle TNT, il est essentiel que la place du névrome soit visible pour les chercheurs. Par conséquent, une souche de rat albinos est préférée car les sutures sous-cutanées sont facilement visibles à travers la peau e…
The authors have nothing to disclose.
Nous tenons à remercier Sabine Versteeg pour son aide lors de la microchirurgie et Anja van der Sar et Trudy Oosterveld-Romijn du Common Animal Laboratory (Gemeenschappelijk Dieren Laboratorium) pour leur aide dans la préparation du microscope et de la salle d’opération et dans la prise en charge des animaux.
Cette recherche a été financée par Axogen.
Aesthesio | Linton Instrumentation | 514007 until 514015 | 0.6 g until 15 g monofilaments |
Carprofen | Local Veterinary Pharmacy | n/a | The local veterinary pharmacy makes caprofen dilution |
Cotton swabs | Nobamed | 974255 | |
Electrocautery | Fine Science Tools | 18010-00 | |
Ethanol 70% | Interchema BV | 400406 | |
Ethilon 4.0 | Johnson & Johnson | 1854G | IMPORTANT: the color should be blue or black |
Ethilon 8.0 | Johnson & Johnson | BV130-5 | |
Isoflo, isoflurane Zoetis | Dechra Veterinary Products | B506 | |
Mesh bottom cages | StoeltingCo | 57816 and 57824 | |
Micro forceps | Fine Science Tools | 11251-35 | |
Micro needle holder | Fine Science Tools | 12076-12 | |
Micro scissors | Fine Science Tools | 15019-10 | |
Micro tweezers | Fine Science Tools | 11254-20 | |
NaCl 0.9% | Trademed | H7 1000-FRE | |
Needle holder | Fine Science Tools | 12004-16 | |
Ophthalmic ointment | Local Veterinary Pharmacy | n/a | The local veterinary pharmacy makes the ophthalmic ointment |
Scalpel | Fine Science Tools | 10003-12 | |
Scissors | Fine Science Tools | 14001-12 | |
Stereo surgical microscope | Leica | A60 F | |
Sterile sheet with hole | Evercare OneMed | 1555-01 | |
Surgical blade nr.15 | Fine Science Tools | 10015-00 | |
Tweezers | Fine Science Tools | 11617-12 |