JoVE Journal > Environment
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Resultados
Discussion
Divulgaciones
Acknowledgements
Materials
Referencias
Medio ambiente

Simulando a temperatura em um experimento de incubação do solo

Published: October 28, 2022
doi:
10.3791/64081
, , , ,
1Department of Agricultural and Environmental Sciences,Tennessee State University, 2Department of Plant Biology and Microbiology,University of Oklahoma, Norman

Summary

Experimentos de aquecimento do solo em laboratório geralmente empregam duas ou mais temperaturas constantes em várias câmaras. Ao apresentar uma câmara ambiental sofisticada, fornecemos um método preciso de controle de temperatura para imitar a magnitude e amplitude da temperatura do solo in situ e melhorar o projeto experimental de estudos de incubação do solo.

Abstract

O estudo do impacto do aquecimento nos solos requer uma representação realista e precisa da temperatura. Em estudos de incubação em laboratório, um método amplamente adotado tem sido renderizar temperaturas constantes em várias câmaras e, por meio de comparações de respostas do solo entre câmaras de baixa e alta temperatura, derivar o impacto do aquecimento nas mudanças do solo. No entanto, este método comumente usado não conseguiu imitar tanto a magnitude quanto a amplitude das temperaturas reais observadas em condições de campo, potencialmente minando a validade de tais estudos. Com câmaras ambientais sofisticadas se tornando cada vez mais disponíveis, é imperativo examinar métodos alternativos de controle de temperatura para pesquisa de incubação do solo. Este protocolo introduzirá uma câmara ambiental de última geração e demonstrará métodos convencionais e novos de controle de temperatura para melhorar o projeto experimental de incubação do solo. O protocolo compreende principalmente quatro etapas: monitoramento e programação de temperatura, coleta de solo, incubação laboratorial e comparação do efeito de aquecimento. Um exemplo será apresentado para demonstrar diferentes métodos de controle de temperatura e os cenários de aquecimento contrastantes resultantes; ou seja, um projeto de temperatura constante referido como aquecimento gradual (SW) e um projeto de temperatura in situ simulado como aquecimento gradual (GW), bem como seus efeitos na respiração do solo, biomassa microbiana e atividades enzimáticas extracelulares. Além disso, apresentamos uma estratégia para diversificar os cenários de mudança de temperatura para atender às necessidades específicas de pesquisa sobre mudanças climáticas (por exemplo, calor extremo). O protocolo de controle de temperatura e os cenários recomendados de mudança de temperatura bem adaptados e diversificados ajudarão os pesquisadores a estabelecer experimentos confiáveis e realistas de incubação do solo em laboratório.

Introduction

Espera-se que a temperatura da superfície global aumente este século em 1,8-6,4 °C 1,2. O aquecimento global pode aumentar o fluxo de CO2 do solo para a atmosfera, resultando em feedback positivo com o aquecimento 3,4,5,6. Como as comunidades microbianas desempenham um papel crítico na regulação das respostas respiratórias do solo ao aquecimento7,8, as mudanças na respiração microbiana e os mecanismos microbianos subjacentes com o aquecimento têm sido um foco de pesquisa. Embora os experimentos de aquecimento do solo implantados na condição de campo, através de um cabo de aquecimento 9 e uma câmara de topo aberto10, tenham sido vantajosos na captura de características naturais do solo, como a temperatura11, seu alto custode instalação e manutenção limitou sua aplicação. Alternativamente, experimentos de incubação de solo sujeitos a diferentes temperaturas são uma escolha favorável. A principal vantagem da incubação do solo em laboratório é que as condições ambientais bem controladas (por exemplo, temperatura) são capazes de desembaraçar o efeito de um fator de outros fatores de confusão em um ambiente experimental de campo12,13. Apesar das diferenças entre a câmara de crescimento e os experimentos de campo (por exemplo, crescimento de plantas), a tradução dos resultados de laboratório para o campo está prontamente disponível14. A incubação de amostras de solo em um ambiente de laboratório poderia ajudar a melhorar nossa compreensão mecanicista da resposta do solo ao aquecimento15.

Nossa revisão da literatura identificou vários métodos de controle de temperatura e, consequentemente, modos distintos de mudança de temperatura em estudos anteriores de incubação do solo (Tabela 1). Primeiro, os instrumentos usados para controlar a temperatura são principalmente através de uma incubadora, câmara de crescimento, banho de água e, em um caso raro, cabo de aquecimento. Diante desses instrumentos, três padrões típicos de mudança de temperatura foram gerados (Figura 1). Estes incluem o modo mais implementado, temperatura constante (CT), mudança linear (LC) com uma taxa de mudança de temperatura constante diferente de zero e mudança não linear (NC) apresentada com um tipo diurno de temperatura. Para um caso de padrão de TC, a temperatura pode variar em magnitude ao longo do tempo, embora a temperatura constante permaneça por um determinado período de tempo durante a incubação (Figura 1B). Para LC, a taxa de mudança de temperatura pode variar em diferentes estudos em mais de duas ordens de magnitude (por exemplo, 0,1 °C/dia vs. 3,3 °C/h; Tabela 1); Para os casos de NC, a maioria se baseou na capacidade intrínseca dos instrumentos utilizados, levando a vários modos. Apesar disso, um tipo de mudança de temperatura diurna foi reivindicada através de um cabo de aquecimento ou incubadora16,17; no entanto, as temperaturas da câmara nesses experimentos não foram validadas. Outros resultados importantes da revisão na Tabela 1 incluem a faixa de temperatura de incubação de 0-40 °C, com a maioria entre 5-25 °C; a duração dos experimentos variou de algumas horas (<1 dia) a quase 2 anos (~ 725 dias). Além disso, solos submetidos a incubações foram coletados de ecossistemas florestais, pastagens e terras agrícolas, com horizonte mineral dominante, horizonte orgânico e até mesmo solo contaminado, localizados principalmente nos EUA, China e Europa (Tabela 1).

Dados os três principais modos de mudança de temperatura, vários cenários distintos de aquecimento alcançados nos estudos anteriores foram resumidos na Tabela 2. Eles incluem aquecimento gradual (SW), SW com magnitude variável (SWv), aquecimento gradual linearmente (GWl), aquecimento gradual não linear (GWn) e aquecimento gradual diurno (GWd).

Em resumo, incubações de solo passadas geralmente capturavam a temperatura média do ar ou do solo em um local. Em muitos casos, como mostra a Tabela 1, incubadoras ou câmaras foram programadas manualmente a uma temperatura fixa, mas incapazes de ajustar automaticamente a temperatura conforme desejado, sem a capacidade de controlar o modo e a taxa de mudança de temperatura com o tempo (Eq. 1) e, assim, levando à dificuldade de imitar a temperatura diurna do solo local. Por outro lado, embora tentado em dois experimentos16,17, não identificamos estudos que imitassem explicitamente o aquecimento gradual diurno (GWd) em seus experimentos de incubação (Tabela 1). Com base na revisão da literatura, o principal obstáculo reside no mau desenho experimental, particularmente na falta de um instrumento sofisticado que permita a implementação e validação de cenários de aquecimento diurno ou outros cenários de aquecimento gradual.

Equation 1(Eq. 1)

Onde ΔT é a quantidade de mudança de temperatura, m é o modo de mudança de temperatura, r é a taxa de mudança de temperatura e t é a duração da mudança.

Para melhorar o rigor experimental na incubação do solo, um método de controle de temperatura preciso e sofisticado é apresentado neste estudo. Adotando uma câmara ambiental de última geração, cada vez mais disponível e economicamente viável, o novo projeto deve não apenas permitir a simulação precisa da temperatura do solo in situ (por exemplo, padrão diurno), mas também, ao contabilizar possíveis extremos de mudança de temperatura, fornecer uma maneira confiável de minimizar os artefatos do viés instrumental. O atual projeto de incubação do solo deve ajudar os pesquisadores a identificar estratégias ideais que atendam às suas necessidades de incubação e pesquisa. O objetivo geral deste método é apresentar aos biogeoquímicos do solo uma abordagem altamente operacional para reformar o projeto de incubação do solo.

Protocol

1. Monitoramento e programação de temperatura Identifique uma zona de amostragem dentro de um gráfico de pesquisa. Instale uma ou algumas sondas automáticas de temperatura em solos a 10 cm de profundidade. Conecte a estação meteorológica a um computador através do cabo de transmissão de dados e abra o software no computador. Clique no botão da barra de ferramentas Iniciar/Propriedades para configurar o registrador para os sensores externos que estão sendo usados. Na tela Propriedades , defina o nome do registrador/estação (ou seja, Soil incubation exp.) e o intervalo de coleta de dados (ou seja, 60 min). Em seguida, na tela Propriedades , clique em Ativado nas portas do sensor externo que estão sendo usadas e selecione o sensor/unidade no botão suspenso para cada porta do sensor (ou seja, Porta A; “Ativado”: Temperatura °C). Finalmente, clique em OK para salvar as configurações. Monitore a leitura das sondas semanalmente para evitar mau funcionamento e baixe o conjunto de dados uma vez por mês. Obtenha um registro completo por vários meses cobrindo a estação de crescimento (ou seja, abril a setembro). Realizar análise de dados dos registros de temperatura. Obter a temperatura horária média da estação de crescimento pela média de todas as observações.Obtenha a temperatura média de cada hora diariamente, calculando a média das temperaturas da mesma hora em todos os dias durante a estação de crescimento. Na câmara sofisticada, inicie o software e clique no botão Perfil na tela do menu principal para criar um novo arquivo. Na linha de entrada do nome do arquivo, digite “SW low”. Ao clicar na opção Mudança Instantânea , insira 15,9 °C como temperatura inicial, conforme obtido na etapa 1.5, e digite 2 na linha Minutos para manter a temperatura por 2 minutos e clique no botão Concluído . Em seguida, na opção Tempo de Rampa , insira 15,9 °C como o ponto de ajuste de destino e, na linha Horas , insira 850 h para sustentar a temperatura. Fianlly, clique no botão Concluído .Repita a etapa acima na segunda câmara adicionando 5 °C a cada nó de temperatura e crie um novo nome de arquivo “SW high”. Repetir o passo 1.4 na terceira câmara, adicionando 23 passos adicionais correspondentes a 23 temperaturas horárias observadas do solo, tal como obtidas no passo 1.5.1. Na última etapa, chamada JUMP, defina 42 loops repetidos (Jump Count 42). Isso leva ao cenário de aquecimento gradual ou baixa GW. Repita o passo acima na quarta câmara com 5 °C adicionados a cada nó de temperatura. Isso permitirá uma simulação de temperaturas variáveis por 42 dias em um nível de temperatura mais alto (ou seja, GW alto). Realizar uma corrida preliminar por 24 h e produzir as temperaturas registradas pelas quatro câmaras. Plotar as temperaturas registadas pelas câmaras em relação às programadas (Figura 2A-D).Se as temperaturas alcançadas na câmara corresponderem às temperaturas programadas por uma diferença de temperatura <0,1 °C durante as 24 h (Figura 2A,B,E,F), as câmaras são adequadas para a experiência de incubação do solo. Se os critérios não foram satisfeitos em qualquer uma dessas câmaras, repita outro teste de 24 horas ou procure uma nova câmara. 2. Coleta e homogeneização do solo Perto da área da sonda de temperatura, colete cinco amostras de solo a 0-20 cm de profundidade e coloque-as em um saco plástico depois de remover a camada de lixo superficial. Misture bem a amostra torcendo, pressionando e misturando os materiais no saco até que nenhuma amostra de solo individual seja visível. Armazene as amostras em um refrigerador cheio de compressas de gelo e transporte as amostras para o laboratório imediatamente. Retirar as raízes de cada núcleo, peneirar-as através de uma peneira de solo de 2 mm e misturar e homogeneizar cuidadosamente a amostra antes da análise seguinte. 3. Incubação laboratorial Antes da incubação, pesar 10,0 g de solo fresco, secar na estufa por 24 h a 105 °C e pesar o solo seco. Derive a diferença entre amostras de solo fresco e seco e calcule a razão de diferença sobre o peso do solo seco para determinar o teor de umidade do solo em uma planilha. Use o teor de umidade derivado para calcular o carbono da biomassa microbiana do solo (CBM), a atividade enzimática extracelular (EEA) e a respiração heterotrófica do solo, conforme descrito nas etapas a seguir. Esses dados ajudarão a entender os efeitos do tratamento na respiração do solo e os mecanismos microbianos subjacentes. Antes da incubação, pesar a subamostra de solo úmido de campo (10 g) e quantificar o MBC do solo por métodos de extração de fumigação de clorofórmio-K2SO4 e digestão de persulfato de potássio18. Antes da incubação, pesar a subamostra de solo úmido de campo (1,0 g) e medir o EEE hidrolítico e oxidativo do solo19. Pesar 16 subamostras de solo úmido de campo (15,0 g equivalente ao peso seco) em 16 núcleos de cloreto de polivinilo (PVC) (5 cm de diâmetro, 7,5 cm de altura) selados com papel de fibra de vidro no fundo. Coloque os núcleos de PVC em frascos de pedreiro (~ 1 L) revestidos com uma cama de contas de vidro para garantir que os núcleos não absorvam a umidade. Coloque quatro frascos em cada uma das quatro câmaras, conforme descrito na etapa 1.4. Ligue as câmaras e inicie o programa simultaneamente em quatro câmaras. Durante a incubação, às 2 h, dias 1, 2, 7, 14, 21, 28, 35 e 42, pegue todos os frascos em cada uma das quatro câmaras e use um analisador portátil de gás CO2 para medir a taxa de respiração do solo (R s), colocando o colar do analisador no topo de cadafrasco. Recolha destrutivamente todos os frascos no final da incubação (ou seja, dia 42) e quantifique o MBC do solo, conforme descrito no passo 3.3. Recolha destrutivamente todos os frascos no final da incubação (ou seja, dia 42) e quantifique a atividade enzimática do solo, conforme descrito no passo 3.4. 4. Comparação do efeito de aquecimento Ao assumir uma taxa de respiração constante (Rs) entre duas coleções consecutivas, use a taxa de respiração vezes a duração para derivar a respiração cumulativa (Rc). Realizar uma análise de variância de medidas repetidas de três vias (ANOVA) para testar os efeitos principais einterativos do tempo, temperatura (aquecimento) e modo de temperatura (cenário de aquecimento) em R s e Rc. Além disso, realizar uma ANOVA bidirecional para testar os efeitos do aquecimento e do cenário de aquecimento no MBC e no EEE.

Representative Results

As câmaras de última geração selecionadas replicaram a temperatura alvo com alta precisão (Figura 2A,B,E,F) e atenderam aos requisitos técnicos do experimento de incubação. Dada a facilidade de uso e operação, isso significou a técnica para melhorar a simulação de temperatura em estudos de aquecimento do solo e em outras aplicações, como estudos de plantas. O procedimento foi empregado em nosso recente estudo de caso baseado em uma terra de cultivo de switchgrass em Middle-Tennessee. Os resultados da pesquisa mostraram que, em relação ao tratamento controle, o aquecimento levou a perdasrespiratórias significativamente maiores (R s e R c) em ambos os cenários de aquecimento (SW e GW), e GW dobrou a perda respiratória induzida pelo aquecimento (Rc) em relação ao SW, 81% vs. 40% (Figura 3). No dia 42, o MBC e o EEE também foram significativamente diferentes entre SW e GW, de modo que o MBC foi maior no SW do que no GW (69% vs. 38%; Figura 4) e glicosidases e peroxidase (por exemplo, AG, BG, BX, CBH, NAG, AP, LAP) foram significativamente maiores em GW do que em cenários de SW (Figura 5). Figura 1: A ilustração do modo de mudança de temperatura em um experimento de aquecimento do solo conforme conceituado a partir da Tabela 1. (A) Temperatura constante (TC) adotada pela maioria dos estudos. (B) Temperatura constante com magnitude variável (CTv). (C,D) Variação linear (CL) com taxas positivas e negativas. (E,F) Alteração não linear (CP) com padrão irregular e padrão diurno. Por favor, clique aqui para ver uma versão maior desta figura. Figura 2: Temperatura direcionada através da programação e temperatura da câmara durante um período de ensaio de 24 horas. (A,B) Temperatura alvo (linha cinzenta) e registos de temperatura da câmara (linha tracejada) sob controlo e tratamentos de aquecimento do aquecimento gradual (SW); (C,D) Temperatura alvo (linha cinzenta) e registos de temperatura da câmara (linha tracejada) sob controlo e tratamentos de aquecimento de aquecimento gradual (GW); (E, F) A diferença de temperatura derivada para registros nos painéis C e D. Por favor, clique aqui para ver uma versão maior desta figura. Figura 3: Taxa de respiração cumulativa média (± SE) do solo (Rc, μg CO2-C·g solo-1) sob tratamentos de controle (oco) e aquecimento (escuro) em SW e GW em um experimento de incubação desolo de 42 dias. As inserções mostram taxas de respiração do solo (R s, μg CO2-C·h-1·g solo-1) aplicadas para estimar a respiração cumulativa, assumindo que R s foi constante até a medida seguinte. (A) Aquecimento gradual (SW) e (B) aquecimento gradual (GW). N = 4 em cada coleção. Por favor, clique aqui para ver uma versão maior desta figura. Figura 4: Média (± SE) de CBM sob controle e tratamentos de aquecimento em SW e GW em um experimento de incubação de solo de 42 dias. MBC = carbono da biomassa microbiana; N = 4 em cada coleção. S denota efeito significativo do cenário de aquecimento (SW vs. GW), a p < 0,05, com base em uma ANOVA de medidas repetidas de três vias. Por favor, clique aqui para ver uma versão maior desta figura. Figura 5: Glicosidases médias (± SE) e peroxidase (μmol atividade h-1·gsolo-1) sob controle e tratamentos de aquecimento em SW e GW em um experimento de incubação de 42 dias. BX =β1,4-xilosidase; AP = fosfatase ácida; LAP = Leucina Aminopeptidase; NAG =β-1,4-N-acetil-glucosaminidase; OX = Enzimas oxidativas; PHO = Fenol oxidase; POR = Peroxidase. N = 4 em cada coleção. S denota efeito significativo do cenário de aquecimento (SW vs. GW), a p < 0,05, com base em uma ANOVA de medidas repetidas de três vias. Por favor, clique aqui para ver uma versão maior desta figura. Tabela 1: Revisão da literatura de métodos de controle de temperatura e modos de mudança de temperatura em estudos de incubação de solo 12,13,16,17,20,21,22,23,24,25,2 6,27,28,29, 30,31,32,33,34,35,36,37,38,39,40,41,42,43,44,45,46,47,48,49,50, 51 anos, 52,53,54,55,56,57,58,59,60,61,62.No total, 46 estudos foram incluídos na revisão. Por favor, clique aqui para baixar esta Tabela. Tabela 2: Principais modos de mudança de temperatura e os cenários de aquecimento correspondentes com base em uma revisão da literatura (Tabela 1). Cinco modos e cenários foram estabelecidos para representar uma ampla gama de possíveis mudanças de temperatura e condições de aquecimento. Por favor, clique aqui para baixar esta Tabela.

Discussion

O método de controle constante de temperatura tem sido amplamente aplicado (Tabela 1). No entanto, a magnitude e o padrão temporal de temperatura implementados nesses procedimentos simulam pouco a temperatura do solo observada na condição de campo. Apesar dos esforços emergentes imitando o padrão diurno no passado, tais estudos eram escassos e não conseguiram esclarecer o equipamento e o procedimento; tampouco validaram a simulação de temperatura quanto à acurácia e confiabilidade16,17. À medida que a comunidade se esforçava para melhorar sua compreensão das respostas ao aquecimento do solo, otimizar o procedimento de incubação do solo com temperatura realista e controle viável é imperativo. No entanto, esses novos métodos não foram desenvolvidos e, portanto, um método padrão para futuros experimentos de incubação ainda está fora de alcance. Diante da crescente complexidade da mudança de temperatura global em magnitude, amplitude, sazonalidade, duração e extremidade, um procedimento abrangente está em alta demanda.

Aqui, um método para manipular um procedimento de mudança de temperatura diurna foi apresentado, contando com a câmara sofisticada, para oferecer a capacidade de estabelecer mudanças de temperatura constantes, lineares e não lineares e, posteriormente, vários cenários de aquecimento para atender às necessidades futuras de pesquisa. Há quatro etapas críticas dentro do protocolo. A primeira é determinar a temperatura do solo na condição do campo. Como o tipo de solo e a profundidade de interesse, bem como o tipo de uso da terra, podem variar de um estudo para outro, o número de sondas de temperatura necessárias para o local de pesquisa específico deve ser modificado para melhor se adequar às condições reais, tanto quanto possível. Em geral, a profundidade do solo para sondas de temperatura deve atender às necessidades de pesquisa mais de 0-20 cm, e o número de sondas para representar a temperatura do solo deve ser limitado a um a três. A chave é alcançar um registro de temperatura contínuo e consecutivo a longo prazo em pelo menos um local típico do solo.

O segundo passo crítico é configurar o programa para atingir a magnitude e o padrão de temperatura desejados na câmara. Devido à alta sensibilidade e precisão da câmara (Figura 4), é viável programar uma representação precisa da temperatura observada na condição de campo. Embora o protocolo atual tenha apresentado apenas a temperatura horária observada como alvo na câmara, um monitoramento mais frequente da temperatura do solo, como 30 min, 15 min ou até menos, pode ser alcançado por meio desse procedimento. No entanto, deve ser realizado um ensaio das temperaturas-alvo e da câmara ao longo de 24 horas e, antes da experimentação, os resultados do ensaio devem satisfazer os critérios inferiores a 0,1 °C entre as temperaturas alvo e a temperatura da câmara em todos os momentos. Quanto mais frequente a observação da temperatura é selecionada para simular, mais etapas são necessárias para configurar o programa na câmara antes do experimento.

O terceiro passo crítico é conduzir a incubação em si. Para reduzir a influência das heterogeneidades do solo63, a homogeneização de amostras de solo é fundamental, sendo recomendadas pelo menos três repetições para cada tratamento. Antes da incubação, é necessário um tratamento de pré-incubação, e o procedimento atual pode facilitar o pré-tratamento, programando a temperatura e a duração antes do início oficial do experimento. Isso é vantajoso para reduzir a perturbação experimental e orquestrar toda a incubação sem problemas. O último passo crítico é incluir tratamentos de temperatura constante e temperatura variável, de modo que uma comparação possa ser feita quanto às respostas de aquecimento do solo.

Este protocolo pode ser facilmente modificado para permitir manipular a magnitude, amplitude e duração da mudança de temperatura. Por exemplo, temperaturas extremas durante uma onda de calor no verão e geada súbita no início da primavera devido às mudanças climáticas, podem ser representadas usando esse procedimento, além de sua capacidade de explicar sua duração e intensidade variáveis. Simular as temperaturas regulares e irregulares em combinação também permite simular efeitos complexos de mudança de temperatura a longo prazo, conforme projetado no futuro. Conforme resumido na Tabela 2, os cenários de aquecimento que foram estudados em muitos estudos distintos podem ser realizados coletivamente em um estudo. Espera-se que este protocolo forneça um método sofisticado para simular a temperatura em estudos de incubação do solo. Com a esperança de uma ampla aplicação, a adoção deste protocolo ajudará a identificar ou validar um método mais preciso para futuros estudos de aquecimento do solo baseados na incubação laboratorial.

Uma limitação importante do procedimento é que a câmara utilizada no protocolo atual tem um volume relativamente pequeno, portanto, só é capaz de acomodar nove frascos de incubação em cada câmara. Embora um frasco menor aumente a capacidade da câmara, recomenda-se um grande volume de câmara. Um novo modelo (por exemplo, TestEquity 1007) oferecerá oito vezes mais capacidade e, portanto, é recomendado para experimentos em larga escala. Apesar da melhoria do procedimento de controle de temperatura nas incubações do solo, as potenciais complicações com a umidade e homogeneização do solo não serão aliviadas com a adoção do protocolo atual.

Demonstramos vantagens significativas do sofisticado procedimento de controle de temperatura. Ele fornece uma estratégia de controle de temperatura confiável e acessível para obter uma simulação de temperatura precisa e oferece uma maneira viável de melhorar o experimento de incubação do solo necessário para uma melhor compreensão das respostas ao aquecimento do solo. Embora o controle constante da temperatura seja amplamente aceito e logisticamente fácil de operar, os artefatos da temperatura constante a longo prazo nas comunidades microbianas do solo podem desviar os esforços para capturar as respostas genuínas do solo. Os outros métodos de aquecimento laboratorial relatados são em grande parte menos controláveis e replicáveis. O protocolo atual é superior devido à sua fácil operação, alta precisão e replicabilidade da simulação de temperatura, programação explícita e capacidade de combinar vários cenários de mudança de temperatura em um único experimento. A viabilidade do controle de temperatura com alta precisão permitirá que os pesquisadores explorem vários cenários de mudança de temperatura.

Divulgaciones

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

As fontes de financiamento usadas para apoiar a pesquisa incluem um HBCU−EiR (No. 1900885) da National Science Foundation (NSF) dos EUA, um Programa Sabático de Pesquisa da Faculdade do Departamento de Agricultura dos EUA (USDA) (ARS) de 1890 (No. 58-3098-9-005), uma bolsa do USDA NIFA (No. 2021-67020-34933) e uma Bolsa Evans-Allen do USDA (Nº 1017802). Agradecemos a assistência recebida dos membros da equipe do Centro de Pesquisa e Extensão Agrícola do Campus Principal da TSU (AREC) em Nashville, Tennessee.

Materials

10 mL-Syringe Fisher Scientific 14-826-13 for soil respiration measurement
Composer Software TestEquity Model #107 for incubation temperature setup
Environmental chamber TestEquity Model #107 for soil incubation
Environmental gas analyzer PP Systems EGM5 for soil respiration measurement
Filter paper Fisher Scientific 1005-125 for soil incubation
Mason jar Ball 15381-3 for soil incubation
Oven Fisher Scientific 15-103-0520 for soil moisture measurement
Plastic Zipper Seal Storage Bag Fisher Scientific 09-800-16 for soil collection
Plate reader Molecular devices FilterMax F5 for soil extracellular enzyme analysis
R Software The R Foundation R version 4.1.3 (2022-03-10) For statistical computing
Refrigerator/Freezer Fisher Scientific 13-991-898 for soil storation
Screwdriver Fisher Scientific 19-313-447 for soil collection
Sharpie Fisher Scientific 50-111-3135 for soil collection
Sieve Fisher Scientific 04-881G  for sieving soil sample
Silicone Septa Duran Wheaton kimble 224100-070 for mason jars used for soil incubation
Soil auger AMS 350.05 for soil collection
SpecWare Software Spectrum Technologies WatchDog E2700 (3340WD2) for temperature collection interval setup
Temperature probe Spectrum Technologies WatchDog E2700 (3340WD2) for soil temperature measurements
TOC/TN analyzer Shimadzu TOC-L series for soil microbial biomass analysis
DOWNLOAD MATERIALS LIST

Referencias

  1. Chatterjee, D., Saha, S., Bal, S., Mukherjee, J., Choudhury, B., Dhawan, A. Response of Soil Properties and Soil Microbial Communities to the Projected Climate Change. Advances in Crop Environment Interaction. , 87-136 (2018).
  2. Feral, J., Pachauri, R. K., Meyer, L. A. . Climate Change 2014: Synthesis Report. Contribution of Working Groups I, II and III to the Fifth Assessment Report of the Intergovernmental Panel on Climate. , 151 (2014).
  3. Davidson, E. A. Carbon dioxide loss from tropical soils increases on warming. Nature. 584 (7820), 198-199 (2020).
  4. Davidson, E. A., Janssens, I. A. Temperature sensitivity of soil carbon decomposition and feedbacks to climate change. Nature. 440 (7081), 165-173 (2006).
  5. Van Gestel, N., et al. Predicting soil carbon loss with warming. Nature. 554 (7693), 4-5 (2018).
  6. Tarnocai, C., et al. Soil organic carbon pools in the northern circumpolar permafrost region. Global Biogeochemical Cycles. 23 (2), 2023 (2009).
  7. Allison, S. D., Treseder, K. K. Warming and drying suppress microbial activity and carbon cycling in boreal forest soils. Global Change Biology. 14 (12), 2898-2909 (2008).
  8. Allison, S. D., Wallenstein, M. D., Bradford, M. A. Soil-carbon response to warming dependent on microbial physiology. Nature Geoscience. 3 (5), 336-340 (2010).
  9. Melillo, J. M., et al. Soil warming, carbon-nitrogen interactions, and forest carbon budgets. Proceedings of the National Academy of Sciences. 108 (23), 9508-9512 (2011).
  10. Pelini, S. L., et al. Heating up the forest: open-top chamber warming manipulation of arthropod communities at Harvard and Duke Forests. Methods in Ecology and Evolution. 2 (5), 534-540 (2011).
  11. Hamdi, S., Moyano, F., Sall, S., Bernoux, M., Chevallier, T. Synthesis analysis of the temperature sensitivity of soil respiration from laboratory studies in relation to incubation methods and soil conditions. Soil Biology and Biochemistry. 58, 115-126 (2013).
  12. Benton, T. G., Solan, M., Travis, J. M., Sait, S. M. Microcosm experiments can inform global ecological problems. Trends in Ecology & Evolution. 22 (10), 516-521 (2007).
  13. Schädel, C., et al. Decomposability of soil organic matter over time: the Soil Incubation Database (SIDb, version 1.0) and guidance for incubation procedures. Earth System Science Data. 12 (3), 1511-1524 (2020).
  14. Poorter, H., et al. Pampered inside, pestered outside? Differences and similarities between plants growing in controlled conditions and in the field. New Phytologist. 212 (4), 838-855 (2016).
  15. Jian, S., et al. Multi-year incubation experiments boost confidence in model projections of long-term soil carbon dynamics. Nature Communications. 11 (1), 5864 (2020).
  16. Zhu, B., Cheng, W. Constant and diurnally-varying temperature regimes lead to different temperature sensitivities of soil organic carbon decomposition. Soil Biology and Biochemistry. 43 (4), 866-869 (2011).
  17. Whitby, T. G., Madritch, M. D. Native temperature regime influences soil response to simulated warming. Soil Biology and Biochemistry. 60, 202-209 (2013).
  18. Brookes, P. C., Landman, A., Pruden, G., Jenkinson, D. S. Chloroform fumigation and the release of soil nitrogen: A rapid direct extraction method to measure microbial biomass nitrogen in soil. Soil Biology and Biochemistry. 17 (6), 837-842 (1985).
  19. Saiya-Cork, K., Sinsabaugh, R., Zak, D. The effects of long term nitrogen deposition on extracellular enzyme activity in an Acer saccharum forest soil. Soil Biology and Biochemistry. 34 (9), 1309-1315 (2002).
  20. Adekanmbi, A. A., Shu, X., Zhou, Y., Shaw, L. J., Sizmur, T. Legacy effect of constant and diurnally oscillating temperatures on soil respiration and microbial community structure. bioRxiv. , (2021).
  21. Akbari, A., Ghoshal, S. Effects of diurnal temperature variation on microbial community and petroleum hydrocarbon biodegradation in contaminated soils from a sub-Arctic site. Environmental Microbiology. 17 (12), 4916-4928 (2015).
  22. Bai, Z., et al. Shifts in microbial trophic strategy explain different temperature sensitivity of CO2 flux under constant and diurnally varying temperature regimes. FEMS Microbiology Ecology. 93 (5), (2017).
  23. Bao, X., et al. Effects of soil temperature and moisture on soil respiration on the Tibetan plateau. PLoS One. 11 (10), 0165212 (2016).
  24. Chang, X., et al. Temperature and moisture effects on soil respiration in alpine grasslands. Soil science. 177 (9), 554-560 (2012).
  25. Chen, X., et al. Evaluating the impacts of incubation procedures on estimated Q10 values of soil respiration. Soil Biology and Biochemistry. 42 (12), 2282-2288 (2010).
  26. Conant, R. T., Dalla-Betta, P., Klopatek, C. C., Klopatek, J. M. Controls on soil respiration in semiarid soils. Soil Biology and Biochemistry. 36 (6), 945-951 (2004).
  27. Conant, R. T., et al. Sensitivity of organic matter decomposition to warming varies with its quality. Global Change Biology. 14 (4), 868-877 (2008).
  28. Ding, J., et al. Linking temperature sensitivity of soil CO2 release to substrate, environmental, and microbial properties across alpine ecosystems. Global Biogeochemical Cycles. 30 (9), 1310-1323 (2016).
  29. En, C., Al-Kaisi, M. M., Liange, W., Changhuan, D., Deti, X. Soil organic carbon mineralization as affected by cyclical temperature fluctuations in a karst region of southwestern China. Pedosphere. 25 (4), 512-523 (2015).
  30. Fang, C., Moncrieff, J. The dependence of soil CO2 efflux on temperature. Soil Biology and Biochemistry. 33 (2), 155-165 (2001).
  31. Fierer, N., Colman, B. P., Schimel, J. P., Jackson, R. B. Predicting the temperature dependence of microbial respiration in soil: A continental-scale analysis. Global Biogeochemical Cycles. 20 (3), 3026 (2006).
  32. Guntinas, M., Gil-Sotres, F., Leiros, M., Trasar-Cepeda, C. Sensitivity of soil respiration to moisture and temperature. Journal of Soil Science and Plant Nutrition. 13 (2), 445-461 (2013).
  33. Kittredge, H. A., Cannone, T., Funk, J., Chapman, S. K. Soil respiration and extracellular enzyme production respond differently across seasons to elevated temperatures. Plant and Soil. 425 (1), 351-361 (2018).
  34. Knorr, W., Prentice, I. C., House, J., Holland, E. Long-term sensitivity of soil carbon turnover to warming. Nature. 433 (7023), 298-301 (2005).
  35. Lefevre, R., et al. Higher temperature sensitivity for stable than for labile soil organic carbon-Evidence from incubations of long-term bare fallow soils. Global Change Biology. 20 (2), 633-640 (2014).
  36. Li, J., et al. Asymmetric responses of soil heterotrophic respiration to rising and decreasing temperatures. Soil Biology and Biochemistry. 106, 18-27 (2017).
  37. Li, J., et al. Biogeographic variation in temperature sensitivity of decomposition in forest soils. Global Change Biology. 26 (3), 1873-1885 (2020).
  38. Li, J., et al. Rising temperature may trigger deep soil carbon loss across forest ecosystems. Advanced Science. 7 (19), 2001242 (2020).
  39. Liang, J., et al. Methods for estimating temperature sensitivity of soil organic matter based on incubation data: A comparative evaluation. Soil Biology and Biochemistry. 80, 127-135 (2015).
  40. Lin, J., Zhu, B., Cheng, W. Decadally cycling soil carbon is more sensitive to warming than faster-cycling soil carbon. Global Change Biology. 21 (12), 4602-4612 (2015).
  41. Liu, H., et al. Differential response of soil respiration to nitrogen and phosphorus addition in a highly phosphorus-limited subtropical forest, China. Forest Ecology and Management. 448, 499-508 (2019).
  42. Liu, H. S., et al. Respiratory substrate availability plays a crucial role in the response of soil respiration to environmental factors. Applied Soil Ecology. 32 (3), 284-292 (2006).
  43. Liu, Y., et al. A new incubation and measurement approach to estimate the temperature response of soil organic matter decomposition. Soil Biology and Biochemistry. 138, 107596 (2019).
  44. Meyer, N., Welp, G., Amelung, W. The temperature sensitivity (Q10) of soil respiration: Controlling factors and spatial prediction at regional scale based on environmental soil classes. Global Biogeochemical Cycles. 32 (2), 306-323 (2018).
  45. Mikan, C. J., Schimel, J. P., Doyle, A. P. Temperature controls of microbial respiration in arctic tundra soils above and below freezing. Soil Biology and Biochemistry. 34 (11), 1785-1795 (2002).
  46. Podrebarac, F. A., Laganière, J., Billings, S. A., Edwards, K. A., Ziegler, S. E. Soils isolated during incubation underestimate temperature sensitivity of respiration and its response to climate history. Soil Biology and Biochemistry. 93, 60-68 (2016).
  47. Quan, Q., et al. type affects the coupled relationships of soil C and N mineralization in the temperate forests of northern China. Scientific Reports. 4 (1), 6584 (2014).
  48. Robinson, J., et al. Rapid laboratory measurement of the temperature dependence of soil respiration and application to changes in three diverse soils through the year. Biogeochemistry. 133 (1), 101-112 (2017).
  49. Sierra, C. A., Trumbore, S. E., Davidson, E. A., Vicca, S., Janssens, I. Sensitivity of decomposition rates of soil organic matter with respect to simultaneous changes in temperature and moisture. Journal of Advances in Modeling Earth Systems. 7 (1), 335-356 (2015).
  50. Sihi, D., Inglett, P. W., Gerber, S., Inglett, K. S. Rate of warming affects temperature sensitivity of anaerobic peat decomposition and greenhouse gas production. Global Change Biology. 24 (1), 259-274 (2018).
  51. Sihi, D., Inglett, P. W., Inglett, K. S. Warming rate drives microbial nutrient demand and enzyme expression during peat decomposition. Geoderma. 336, 12-21 (2019).
  52. Subke, J. -. A., Bahn, M. On the ‘temperature sensitivity’of soil respiration: can we use the immeasurable to predict the unknown. Soil Biology and Biochemistry. 42 (9), 1653-1656 (2010).
  53. Tucker, C. L., Bell, J., Pendall, E., Ogle, K. Does declining carbon-use efficiency explain thermal acclimation of soil respiration with warming. Global Change Biology. 19 (1), 252-263 (2013).
  54. Wang, J., et al. Temperature sensitivity of soil carbon decomposition due to shifts in soil extracellular enzymes after afforestation. Geoderma. 374, 114426 (2020).
  55. Wang, Q., et al. Important interaction of chemicals, microbial biomass and dissolved substrates in the diel hysteresis loop of soil heterotrophic respiration. Plant and Soil. 428 (1), 279-290 (2018).
  56. Wang, Q., et al. Differences in SOM decomposition and temperature sensitivity among soil aggregate size classes in a temperate grasslands. PLoS One. 10 (2), 0117033 (2015).
  57. Weedon, J. T., et al. Temperature sensitivity of peatland C and N cycling: does substrate supply play a role. Soil Biology and Biochemistry. 61, 109-120 (2013).
  58. Wei, L., et al. Labile carbon matters more than temperature for enzyme activity in paddy soil. Soil Biology and Biochemistry. 135, 134-143 (2019).
  59. Wetterstedt, J. M., Persson, T., Ågren, G. I. Temperature sensitivity and substrate quality in soil organic matter decomposition: results of an incubation study with three substrates. Global Change Biology. 16 (6), 1806-1819 (2010).
  60. Winkler, J. P., Cherry, R. S., Schlesinger, W. H. The Q10 relationship of microbial respiration in a temperate forest soil. Soil Biology and Biochemistry. 28 (8), 1067-1072 (1996).
  61. Yan, D., et al. The temperature sensitivity of soil organic carbon decomposition is greater in subsoil than in topsoil during laboratory incubation. Scientific Reports. 7, 5181 (2017).
  62. Yang, K., et al. Temperature response of soil carbon decomposition depends strongly on forest management practice and soil layer on the eastern Tibetan Plateau. Scientific Reports. 7, 4777 (2017).
  63. Li, J. W. Sampling soils in a heterogeneous research plot. Journal of Visualized Experiments. (143), e58519 (2019).

Tags

Soil IncubationTemperature ControlEnvironmental ChamberTemperature ProfileDiurnal Temperature VariationsData CollectionTemperature RecordsMean Hourly TemperatureMean Daily TemperatureTemperature SimulationWarming ScenariosGradual Warming

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Citar este artículo
Li, J., Areeveso, P., Wang, X., Jian, S., Gamage, L. Simulating Temperature in a Soil Incubation Experiment. J. Vis. Exp. (188), e64081, doi:10.3791/64081 (2022).
Descargar cita
Reimpresiones y permisos

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image