Questa metodologia, che includeva l’alimentazione orale e l’infezione da iniezione intratoracica, potrebbe valutare efficacemente l’influenza delle barriere dell’intestino medio e / o delle ghiandole salivari sull’infezione da arbovirus.
I virus trasmessi dalle zanzare (MBV), che sono agenti patogeni infettivi per i vertebrati, sono diffusi da molte specie di zanzare, rappresentando una grave minaccia per la salute pubblica. Una volta ingeriti, i virus devono superare la barriera intestinale della zanzara per raggiungere l’emolinfa, da dove potrebbero potenzialmente diffondersi alle ghiandole salivari. Quando una zanzara morde, questi virus si diffondono a nuovi ospiti vertebrati. Allo stesso modo, la zanzara può raccogliere diversi virus. In generale, solo una piccola parte dei virus può entrare nelle ghiandole salivari attraverso l’intestino. L’efficienza di trasmissione di questi virus alle ghiandole è influenzata dalle due barriere fisiche presenti in diverse specie di zanzare: barriere midgut e barriere delle ghiandole salivari. Questo protocollo presenta un metodo per il rilevamento del virus nelle ghiandole salivari di Aedes aegypti dopo l’alimentazione orale e l’infezione da iniezione intratoracica. Inoltre, determinare se l’intestino e/o le ghiandole salivari ostacolano la diffusione virale può aiutare nella valutazione del rischio di MBV trasmessi da Aedes aegypti.
I virus trasmessi dalle zanzare (MBV), un gruppo eterogeneo di virus a RNA, possono persistere nei vettori delle zanzare e successivamente diffondersi agli ospiti vertebrati1. Gli MBV clinicamente importanti sono principalmente distribuiti in quattro famiglie di virus, vale a dire Flaviviridae, Togaviridae, Reoviridae e Peribunyavividae 2,3. Negli ultimi decenni, questi virus sono stati segnalati in tutto il mondo, causando problemi di salute pubblica. Come uno dei MBV più noti, il virus Dengue (DENV) è diventato l’arbovirus emergente o riemergente più diffuso in oltre 100 paesi negli ultimi 20 anni4. Dalla scoperta del virus Zika (ZIKV) nell’entroterra, quasi tutti i paesi e territori tropicali e subtropicali del continente hanno riportato infezioni umane da ZIKV5. Al fine di valutare il rischio di trasmissione del virus, numerosi studi negli ultimi anni si sono concentrati sulla competenza dei vettori di zanzare per questi virus 6,7. Di conseguenza, è fondamentale prevenire e controllare efficacemente le malattie trasmesse da vettori.
Aedes aegypti (Ae. aegypti), una delle zanzare più facilmente allevate in laboratorio, è un importante vettore di DENV, ZIKV, virus Chikungunya (CHIKV) e virus della febbre gialla (YFV)8. Per molto tempo, Ae. aegypti è stato trovato solo nel continente africano e nel sud-est asiatico, ma negli ultimi anni ha colonizzato quasi tutti i continenti9. Inoltre, l’abbondanza globale di Ae. aegypti è in continua crescita, con un aumento stimato del 20% entro la fine del secolo10. Dal 2004 al 2009 in Cina, c’è stato un evidente aumento della competenza del vettore Ae. aegypti per DENV a causa delle temperature giornaliere più elevate11. Lo status di Ae. aegypti come vettore patogeno è aumentato significativamente in Cina. Di conseguenza, per affrontare queste sfide, è necessario studiare la competenza vettoriale di Ae. aegypti per trasmettere virus.
Come artropode ematofago, la zanzara femmina perfora la pelle di un ospite vertebrato e si nutre del sangue. Le zanzare occasionalmente acquisiscono virus da host infetti da virus e quindi trasferiscono i virus a un nuovo ospite. Pertanto, per determinare la competenza del vettore, le zanzare vengono alimentate con una farina di sangue artificiale contenente arbovirus attraverso un sistema di alimentazione nell’impostazione di laboratorio12. Le singole zanzare vengono separate in teste, corpi e secrezioni di saliva diversi giorni dopo l’infezione. Per misurare i tassi di infezione, diffusione e trasmissione del virus, i titoli virali sono stati rilevati mediante PCR quantitativa a trascrizione inversa (qRT-PCR) o test di placca. Tuttavia, non tutte le zanzare sviluppano infezioni dell’intestino medio e la capacità di trasferire un virus all’ospite successivo dopo l’alimentazione del sangue. È collegato alle barriere fisiologiche delle zanzare, che impediscono agli agenti patogeni di penetrare nel corpo e svolgono un ruolo vitale nella loro immunità innata13. Le barriere dell’intestino medio, in particolare la barriera di infezione dell’intestino medio (MIB) e la barriera di fuga dell’intestino medio (MEB), influenzano se il virus potrebbe infettare il vettore sistemicamente e l’efficienza con cui si diffonde. Ostacola l’analisi delle infezioni di altri tessuti, come le ghiandole salivari che presentano anche infezioni delle ghiandole salivari e barriere di fuga13,14. Per caratterizzare meglio l’infezione delle viscere intermedie e delle ghiandole salivari nel vettore, viene presentato qui un protocollo dettagliato per l’alimentazione orale e l’inoculazione intratoracica dell’arbovirus in Ae. aegypti. Questo protocollo potrebbe essere applicato a ulteriori infezioni da arbovirus in una varietà di vettori di zanzare, come l’infezione da DENV e ZIKV in Aedes spp., e potrebbe rivelarsi una procedura praticabile.
L’obiettivo di questo metodo era quello di fornire una valutazione completa del rischio di un virus trasmesso dalle zanzare valutando la competenza del vettore attraverso l’alimentazione orale e l’inoculazione intratoracica.
Nell’esperimento di alimentazione orale, le zanzare ingoiate devono essere selezionate e trasferite in un nuovo contenitore, ponendo un grave rischio per gli operatori. La ragione di ciò è perché qualsiasi zanzara, comprese le zanzare non infette, potrebbe essere una fo…
The authors have nothing to disclose.
Questo lavoro è stato sostenuto dal Wuhan Science and Technology Plan Project (2018201261638501).
Aedes aegypti | Rockefeller strain | ||
Automated nucleic acid extraction system | NanoMagBio | S-48 | |
BHK-21 cells | National Virus Resource Center, Wuhan Institute of Virology | ||
Buckets | |||
C6/36 cells | National Virus Resource Center, Wuhan Institute of Virology | ||
Carbon dioxide spray gun | wuhan Yihong | YHDFPCO2 | |
Centrifugal machine | Himac | CF16RN | |
CFX96 Touch Real-Time PCR Detection System | Bio-Rad | CFX96 Touch | |
Ebinur Lake virus | Cu20-XJ isolation | ||
Formaldehyde | Wuhan Baiqiandu | B0003 | |
Glove box | |||
Glucose | Hushi | 10010518 | |
Immersion oil | Cargille | 16908-1 | |
Insect incubator | Memmert | HPP750T7 | |
Low Temperature Tissue Homogenizer Grinding Machine | Servicebio | KZ-III-F | |
Magnetic Virus Genome Extraction Kit | NanoMagBio | NMG0966-16 | |
mesh cages (30 x 30 x 30 cm) | Huayu | HY-35 | |
methylcellulose | Calbiochem | 17851 | |
mice feedstuff powder | BESSN | BS018 | |
Microelectrode Puller | WPI | PUL-1000 | PUL-1000 is a microprocessor controlled horizontal puller for making glass micropipettes or microelectrodes used in intracellular recording, patch clamp studies, microperfusion or microinjection. |
Mosquito net meshes | |||
Nanoject III Programmable Nanoliter Injector | Drummond | 3-000-207 | |
One Step TB Green PrimeScript PLUS RT-PCR Kit | Takara | RR096A | |
PBS, pH 7.4 | Gibco | C10010500BT | |
Penicillin/streptomycin | Gibco | 151140-122 | |
Petri dishes | |||
Plastic cupes (7 oz) | Hubei Duoanduo | ||
Plastic cups (24 oz) | Anhui shangji | PET32-Tub-1 | |
Plastic disposable droppers | Biosharp | BS-XG-O3L-NS | |
Refrigerator (-80 °C) | sanyo | MDF-U54V | |
Replacement Glass Capillaries | Drummond | 3-000-203-G/X | |
RPMI medium 1640 | Gibco | C11875500BT | |
Screw cap storage tubes (2 mL ) | biofil | FCT010005 | |
Shallow dishes | |||
Sponge | |||
Sterile defibrillated horse blood | Wuhan Purity Biotechnology | CDHXB413 | |
T75 culture flask | Corning | 430829 | |
The artificial mosquito feeding system | Hemotek | Hemotek PS6 | |
The dissecting microscope | ZEISS | stemi508 | |
The ice plates | |||
The mosquito absorbing machine | Ningbo Bangning | ||
The pipette tips | Axygen | TF | |
Trypsin-EDTA (0.25%) | Gibco | 25200056 | |
Tweezers | Dumont | 0203-5-PO |