Summary

Imagerie en direct de l’état redox du glutathion mitochondrial dans les neurones primaires à l’aide d’un indicateur ratiométrique

Published: October 20, 2021
doi:

Summary

Cet article décrit un protocole pour déterminer les différences dans l’état redox basal et les réponses redox aux perturbations aiguës dans les neurones primaires de l’hippocampe et cortical en utilisant la microscopie vivante confocale. Le protocole peut être appliqué à d’autres types de cellules et de microscopes avec un minimum de modifications.

Abstract

L’homéostasie redox mitochondriale est importante pour la viabilité et la fonction neuronales. Bien que les mitochondries contiennent plusieurs systèmes redox, le glutathion tampon redox thiol-disulfure très abondant est considéré comme un acteur central dans les défenses antioxydantes. Par conséquent, la mesure du potentiel redox du glutathion mitochondrial fournit des informations utiles sur le statut redox mitochondrial et le stress oxydatif. Glutaredoxin1-roGFP2 (Grx1-roGFP2) est un indicateur ratiométrique à base de protéine fluorescente verte (GFP) génétiquement codé du potentiel redox du glutathion qui a deux pics d’excitation sensibles à l’état redox à 400 nm et 490 nm avec un seul pic d’émission à 510 nm. Cet article explique comment effectuer une microscopie confocale vivante de Grx1-roGFP2 ciblant les mitochondries dans les neurones primaires de l’hippocampe et du cortical. Il décrit comment évaluer le potentiel redox du glutathion mitochondrial à l’état d’équilibre (par exemple, pour comparer les états pathologiques ou les traitements à long terme) et comment mesurer les changements redox lors des traitements aigus (en utilisant le médicament excitotoxique N-méthyl-D-aspartate (NMDA) à titre d’exemple). En outre, l’article présente la co-imagerie de Grx1-roGFP2 et de l’indicateur de potentiel de la membrane mitochondriale, la tétraméthylrhodamine, ester éthylique (TMRE), pour démontrer comment Grx1-roGPF2 peut être multiplexé avec des indicateurs supplémentaires pour les analyses multiparamétriques. Ce protocole fournit une description détaillée de la façon de (i) optimiser les réglages du microscope confocal à balayage laser, (ii) appliquer des médicaments pour la stimulation suivis d’un étalonnage du capteur avec du diamide et du dithiothréitol, et (iii) analyser les données avec ImageJ / FIJI.

Introduction

Plusieurs enzymes mitochondriales et molécules de signalisation importantes sont soumises à la régulation redox thiol1. De plus, les mitochondries sont une source cellulaire majeure d’espèces réactives de l’oxygène et sont sélectivement vulnérables aux dommages oxydatifs2. En conséquence, le potentiel redox mitochondrial affecte directement la bioénergétique, la signalisation cellulaire, la fonction mitochondriale et, en fin de compte, la viabilité cellulaire3,4. La matrice mitochondriale contient de grandes quantités (1-15 mM) de glutathion tampon redox thiol-disulfure (GSH) pour maintenir l’homéostasie redox et monter des défenses antioxydantes5,6. Le GSH peut être attaché de manière covalente aux protéines cibles (S-glutathionylation) pour contrôler leur statut et leur activité redox et est utilisé par une gamme d’enzymes détoxifiantes qui réduisent les protéines oxydées. Par conséquent, le potentiel redox du glutathion mitochondrial est un paramètre très informatif lors de l’étude de la fonction mitochondriale et de la physiopathologie.

roGFP2 est une variante de GFP qui a été rendue redox-sensible par l’ajout de deux cystéines exposées à la surface qui forment une paire artificielle dithiol-disulfure7,8. Il a un seul pic d’émission à ~510 nm et deux pics d’excitation à ~400 nm et 490 nm. Il est important de noter que les amplitudes relatives des deux pics d’excitation dépendent de l’état redox de roGFP2 (Figure 1), ce qui fait de cette protéine un capteur ratiométrique. Dans le capteur Grx1-roGFP2, la glutarédoxine-1 humaine (Grx1) a été fusionnée à la terminaison N de roGFP29,10. La fixation covalente de l’enzyme Grx1 à roGFP2 offre deux améliorations majeures du capteur : elle rend la réponse du capteur spécifique pour la paire redox GSH/GSSG glutathion (Figure 1), et elle accélère l’équilibrage entre GSSG et roGFP2 d’un facteur d’au moins 100 0009. Par conséquent, Grx1-roGFP2 permet une imagerie spécifique et dynamique du potentiel redox cellulaire du glutathion.

L’imagerie Grx1-roGFP2 peut être réalisée sur une large gamme de microscopes, y compris les microscopes à fluorescence à grand champ, les microscopes confocaux à disque rotatif et les microscopes confocaux à balayage laser. L’expression du capteur dans les neurones primaires peut être obtenue par diverses méthodes, notamment la lipofection11, la coprécipitation ADN/calcium-phosphate12, le transfert de gènes médié par le virus ou l’utilisation d’animaux transgéniques comme source cellulaire (Figure 2). Des virus adéno-associés recombinants pseudotypés (rAAV) contenant un rapport de 1:1 de protéines de capside AAV1 et AAV2 13,14 ont été utilisés pour les expériences de cet article. Avec ce vecteur, l’expression maximale du capteur est généralement atteinte 4 à 5 jours après l’infection et reste stable pendant au moins deux semaines. Nous avons utilisé avec succès Grx1-roGFP2 dans les neurones primaires de l’hippocampe et du cortical de souris et de rats.

Dans cet article, l’expression médiée par le rAAV de Grx1-roGFP2 ciblé par les mitochondries dans les neurones hippocampiques et corticaux primaires du rat est utilisée pour évaluer l’état redox du glutathion mitochondrial basal et sa perturbation aiguë. Un protocole est fourni pour l’imagerie confocale en direct avec des instructions détaillées sur la façon (i) d’optimiser les paramètres du microscope confocal à balayage laser, (ii) d’exécuter une expérience d’imagerie en direct et (iii) d’analyser les données avec FIJI.

Protocol

Toutes les expériences sur les animaux étaient conformes aux lignes directrices nationales et institutionnelles, y compris la directive 2010/63/UE du Conseil du Parlement européen, et avaient l’approbation éthique complète du ministère de l’Intérieur (Office du bien-être animal de l’Université de Heidelberg et Regierungspraesidium Karlsruhe, licences T14/21 et T13/21). Les neurones primaires de l’hippocampe et du cortical ont été préparés à partir de nouveau-nés de souris ou de ratons selon les pro…

Representative Results

Quantification des différences dans l’état redox mitochondrial à l’état d’équilibre après le retrait du facteur de croissancePour démontrer la quantification des différences à l’état d’équilibre dans l’état redox mitochondrial, les neurones primaires cultivés en milieu standard ont été comparés à des neurones cultivés sans facteurs de croissance pendant 48 h avant l’imagerie. Le retrait du facteur de croissance entraîne la mort des cellules neuronales apoptotiques apr…

Discussion

Les mesures quantitatives et dynamiques de l’état redox mitochondrial fournissent des informations importantes sur la physiologie mitochondriale et cellulaire. Plusieurs sondes chimiques fluorogéniques sont disponibles pour détecter les espèces réactives de l’oxygène, le « stress redox » ou le « stress oxydatif ». Cependant, ces derniers termes ne sont pas bien définis et manquent souvent de spécificité9,17,18.</s…

Divulgaciones

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Ce travail a été soutenu par la Deutsche Forschungsgemeinschaft (BA 3679/5-1; POUR 2289: BA 3679/4-2). A.K. est soutenu par une bourse ERASMUS+. Nous remercions Iris Bünzli-Ehret, Rita Rosner et Andrea Schlicksupp pour la préparation des neurones primaires. Nous remercions le Dr Tobias Dick d’avoir fourni pLPCX-mito-Grx1-roGFP2. Les expériences illustrées à la figure 4 ont été réalisées au Nikon Imaging Center de l’Université de Heidelberg. La figure 2 a été préparée avec BioRender.com.

Materials

reagents
Calcium chloride (CaCl2·2H2O) Sigma-Aldrich C3306
Diamide (DA) Sigma-Aldrich D3648
Dithiothreitol (DTT) Carl Roth GmbH 6908.1
Glucose (2.5 M stock solution) Sigma-Aldrich G8769
Glucose Sigma-Aldrich G7528
Glycine neoFroxx GmbH LC-4522.2
HEPES (1 M stock solution) Sigma-Aldrich 15630-080
HEPES Sigma-Aldrich H4034
Magnesium chloride (MgCl2·6H2O) Sigma-Aldrich 442611-M
N-methyl-D-aspartate (NMDA) Sigma-Aldrich M3262
Potassium chloride (KCl) Sigma-Aldrich P3911
Sodium chloride (NaCl) neoFroxx GmbH LC-5932.1
Sodium pyruvate (0.1 M stock solution) Sigma-Aldrich S8636
Sodium pyruvate Sigma-Aldrich P8574
Sucrose Carl Roth GmbH 4621.1
Tetramethylrhodamine ethyl ester perchlorate (TMRE) Sigma-Aldrich 87917
equipment
imaging chamber Life Imaging Services (Basel, Switzerland) 10920 Ludin Chamber Type 3 for Ø12mm coverslips
laser scanning confocal microscope, microscope Leica DMI6000
laser scanning confocal microscope, scanning unit Leica SP8
peristaltic pump VWR PP1080 181-4001
spinning disc confocal microscope, camera Hamamatsu C9100-02 EMCCD
spinning disc confocal microscope, incubationsystem TokaiHit INU-ZILCF-F1
spinning disc confocal microscope, microscope Nikon Ti microscope
spinning disc confocal microscope, scanning unit Yokagawa CSU-X1
software
FIJI https://fiji.sc
StackReg plugin https://github.com/fiji-BIG/StackReg/blob/master/src/main/java/StackReg_.java
TurboReg plugin https://github.com/fiji-BIG/TurboReg/blob/master/src/main/java/TurboReg_.java

Referencias

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Katsalifis, A., Casaril, A. M., Depp, C., Bas-Orth, C. Live Imaging of the Mitochondrial Glutathione Redox State in Primary Neurons using a Ratiometric Indicator. J. Vis. Exp. (176), e63073, doi:10.3791/63073 (2021).

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