JoVE Journal > Cancer Research
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Resultados
Discussion
Divulgaciones
Acknowledgements
Materials
Referencias
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Investigación sobre el cáncer

Een driedimensionaal sferoïde model om de tumor-stromale interactie bij hepatocellulair carcinoom te onderzoeken

Published: September 30, 2021
doi:
10.3791/62868
, , , , ,
1Department of Biochemistry, Faculty of Pharmacy,Minia University, 2National Institute for Health Research Birmingham Liver Biomedical Research Unit and Centre for Liver and Gastrointestinal Research, Institute of Immunology and Immunotherapy,University of Birmingham, 3Newcastle Fibrosis Research Group, Biosciences Institute, Faculty of Medical Sciences,Newcastle University, 4Newcastle University Translational and Clinical Research Institute, Faculty of Medical Sciences,Newcastle University, 5The Liver Unit, Department of Medicine, Freeman Hospital,Newcastle-upon-Tyne Hospitals NHS Foundation Trust

Summary

Uitgebreide in vitro modellen die de relevante menselijke ziekte getrouw samenvatten, ontbreken. De huidige studie presenteert driedimensionale (3D) tumor sferoïde creatie en cultuur, een betrouwbaar in vitro hulpmiddel om de tumor-stromale interactie in humaan hepatocellulair carcinoom te bestuderen.

Abstract

De agressiviteit en het gebrek aan goed verdragen en zeer effectieve behandelingen voor gevorderd hepatocellulair carcinoom (HCC), de overheersende vorm van leverkanker, rationaliseren de rang als de tweede meest voorkomende oorzaak van kankergerelateerde dood. Preklinische modellen moeten worden aangepast om de menselijke omstandigheden samen te vatten om de beste therapeutische kandidaten voor klinische ontwikkeling te selecteren en de levering van gepersonaliseerde geneeskunde te ondersteunen. Driedimensionale (3D) cellulaire sferoïde modellen zijn veelbelovend als een opkomend in vitro alternatief voor tweedimensionale (2D) monolaagculturen. Hier beschrijven we een 3D-tumorsferoïdemodel dat het vermogen van individuele cellen om te aggregeren gebruikt wanneer het in hangende druppels wordt gehouden, en dat representatiever is voor een in vivo omgeving dan standaard monolagen. Bovendien kunnen 3D-sferoïden worden geproduceerd door homotypische of heterotypische cellen te combineren, die meer de cellulaire heterogeniteit in vivo weerspiegelen, waardoor mogelijk de studie van omgevingsinteracties mogelijk wordt die progressie en behandelingsresponsen kunnen beïnvloeden. Het huidige onderzoek optimaliseerde de celdichtheid om 3D homotypische en heterotypische tumorsferoïden te vormen door celsuspensies op de deksels van standaard 10 cm3 petrischalen te immobiliseren. Longitudinale analyse werd uitgevoerd om groeicurven te genereren voor homotypische versus heterotypische tumor/fibroblasten sferoïden. Ten slotte werd de proliferatieve impact van fibroblasten (COS7-cellen) en levermyofibroblasten (LX2) op homotypische tumor (Hep3B) sferoïden onderzocht. Een zaaidichtheid van 3.000 cellen (in 20 μL media) leverde met succes Huh7/COS7 heterotypische sferoïden op, die tot kweekdag 8 een gestage toename in grootte vertoonden, gevolgd door groeiachterstand. Deze bevinding werd bevestigd met behulp van Hep3B homotypische sferoïden gekweekt in LX2 (human hepatic stellate cell line) geconditioneerd medium (CM). LX2 CM veroorzaakte de proliferatie van Hep3B-sferoïden in vergelijking met controletumorsferoïden. Kortom, dit protocol heeft aangetoond dat 3D-tumorsferoïden kunnen worden gebruikt als een eenvoudig, economisch en prescreen in vitro hulpmiddel om tumor-stromale interacties uitgebreider te bestuderen.

Introduction

De wereldwijde incidentie en mortaliteit van leverkanker zijn blijven toenemen, ondanks de vooruitgang in behandelingen voor leverziekte en de meeste andere soorten kanker. In 2018 overtrof leverkanker colorectale en maagkanker om wereldwijd de op één na meest voorkomende oorzaak van kankergerelateerde sterfte te worden1. In 2020 waren er meer dan 9.00.000 nieuwe diagnoses, goed voor 4,7% van de totale kankergevallen wereldwijd1. Dit is bijzonder teleurstellend, aangezien de significante risicofactoren voor de ontwikkeling van HCC, de meest voorkomende vorm van leverkanker, goed worden gekarakteriseerd2. Cirrose is de meest voorkomende risicofactor voor de ontwikkeling van HCC, waarbij 80% van de gevallen zich ontwikkelt op de achtergrond van gevestigde cirrose2. Chronische leverziekten, die zich ontwikkelen tot cirrose, en bijgevolg HCC, omvatten hepatitis B-virus (HBV), hepatitis C-virus (HCV), alcoholgerelateerde leverziekte (ARLD), niet-alcoholische leververvetting (NAFLD) – de laatste toegeschreven aan obesitas en type 2 diabetes mellitus (T2DM) 2,3. De huidige managementprotocollen voor HCC zijn faseafhankelijk en beperkt voor mensen met gevorderde kanker, die meestal een slechte uitkomst hebben4. Er is aanzienlijke vooruitgang geboekt met behulp van kinaseremmers en, meer recent, immuun-oncologische behandelingen, hoewel realistisch gezien, profiteren slechts een minderheid van de patiënten met gevorderde leverkankers5. Bovendien is er bezorgdheid dat HCC’s die optreden bij patiënten met NAFLD – de snelst groeiende onderliggende oorzaak, goed voor meer dan 50% van de nieuw gediagnosticeerde HCC-gevallen in westerse landen, mogelijk resistenter zijn tegen geprogrammeerde dood 1 (PD1) checkpointremmertherapie6.

Er is enorm geïnvesteerd in klinische onderzoeken voor patiënten met HCC, waaronder significante verbeteringen in klinische onderzoeken en hun eindpunten7. Na een decennium van mislukkingen zijn deze investeringen begonnen met het veranderen van de kansen voor patiënten. De realiteit is echter dat het totale percentage responders relatief slecht blijft, waarbij patiënten die in onderzoeken worden gerekruteerd vaak slecht representatief zijn voor degenen die in de klinieken worden verzorgd. Het gevaar is dat de vooruitgang kostbaar is en eerder ten goede komt aan enkelen dan aan velen. Naarmate er meer kandidaat-therapieën ontstaan voor eenmalig gebruik of combinatie, is het essentieel om preklinische modellen te hebben die meer voorspellend zijn voor in vivo responsen. Dit zijn waarschijnlijk modellen die aanvullende factoren bevatten die bijdragen aan de variabiliteit in patiëntresponsen die de menselijke HCC-heterogeniteit en pathologische complexiteit beter weerspiegelen8. Systemen die de in vivo pathofysiologische omstandigheden van HCC recreëren, zijn nodig om de biologie van tumorevolutie, groei en progressie te helpen begrijpen. De bestaande experimentele modellen van chronische leverziekten en HCC vallen meestal onder drie hoofdcategorieën: in vivo diermodellen (beoordeeld in9), in vitro culturen10 es ex vivo11,12 modellen. Dierlijke benaderingen worden op grote schaal gebruikt om chronische leverziekten te bestuderen, waaronder HCC; de genetische variabiliteit, hoge bedrijfskosten en de verschillende immuunsystemen tussen soorten behoren echter tot de belangrijkste beperkingen voor het toepassen van dergelijke modellen9. Hoewel sommige ex vivo modellen een uitstekend hulpmiddel bieden om zich te concentreren op menselijke weefsels in vergelijking met andere in vitro cellijnmodellen, belemmeren de beschikbaarheid van weefsel en het beperkte experimentele tijdsverloop hun gebruik op grote schaal.

Aan de andere kant blijven de in vitro cellijnmodellen een goede optie voor wetenschappers die met beperkte middelen werken, met een minder behoefte aan een constante toevoer van vers menselijk weefsel10. Deze modellen bieden ook een hulpmiddel dat kan worden gebruikt als een eerste scherm om te helpen bij de doelvalidatie van medicijnselectie voordat wordt overgegaan tot complexere in vivo modellen. De recente modificatie van de traditionele 2D-monolaagculturen in 3D-culturen heeft de effectiviteit van deze in vitro modellen verbeterd13,14.

3D-in vitromodellen kunnen kritieke kenmerken samenvatten die worden gezien in normale en pathologische omstandigheden bij de mens. Onder fysiologische omstandigheden wordt signaaltransductie geïnitieerd door cellulaire overspraak en interactie met andere bindweefselmoleculen, namelijk de extracellulaire matrix (ECM) eiwitten, die een 3D-interactienetwerk vormen15,16. De tumor evolueert in een 3D-bolvorm tijdens kwaadaardige transformatie, waarvoor zuurstof en voedingsstoffen gemakkelijk overvloedig aanwezig zijn in de niet-tumor / tumor interfase. Tegelijkertijd overheersen hypoxische aandoeningen in de tumorkern. Deze heterogeniteit in de beschikbaarheid van voedingsstoffen resulteert in de activering van ruimtelijk verschillende signalerings- en metabole routes die tumorigenese reguleren. Deze omstandigheden worden slecht samengevat in de conventionele 2D-monolaagculturen14, waarin cellen op een fysiologisch irrelevante manier op stijve kweekplastic groeien. Kankercellen communiceren ook met andere niet-parenchymale cellen, de primaire bron van ECM, groei en invasiesignalering in de micro-omgeving van de tumor. In tegenstelling tot 2D-culturen kunnen 3D-in vitromodellen een geschikter platform bieden om deze tumor-stromale interactie te bestuderen17.

3D-modellen worden veel gebruikt in het HCC-veld en variëren in de manier waarop het microweefsel wordt gevormd18,19,20,21,22,23. De meeste van deze modellen gebruikten de ultra-lage bindingsplaten18,19,20,21,22 of trans-wells23 in het proces van sferoïde vorming. Het beschreven protocol introduceert de hangende druppeltechniek als een alternatief, plasticvrij en kosteneffectief in vitro 3D-tumorsferoïde model. Dit kan het beoordelen van de paracriene en autocriene rollen van fibroblasten op de proliferatie van de tumorcellen in een 3D-formaat vergemakkelijken.

Protocol

1. Celvoorbereiding Voer alle experimenten uit onder steriele omstandigheden in de microbiologische veiligheidskast klasse II laminaire stroming (zie Materiaaltabel). Zet de kap aan en zorg voor de stabilisatie van de luchtstroom. Spuit het oppervlak van de binnenkap grondig met 70% ethanol om mogelijke verontreiniging van eerdere gebruikers te elimineren. Bereid 5% van een desinfecterende oplossing in een glazen bekerglas van 500 ml. Gooi alle celsupernatant of celresten in de oplossing weg. Reinig alle micropipettes en tipboxen grondig met 70% ethanol. Bereid verse celkweekmedia door Dulbecco’s gemodificeerde Eagle’s medium (DMEM) hoge glucose media aan te vullen met 10% warmte gedeactiveerd foetaal runderserum (FBS), 1% penicilline / streptomycine (100 eenheid / ml penicilline en 100 μg / ml streptomycine) en 2 mM L-glutamine. Voor de LX2 hepatische stellaat cellijn, verlaag de concentratie van het FBS supplement tot 2%. Warme cultuurmedia voordat het experiment wordt geïnitieerd. Neem Huh7 en Hep3B HCC tumorcellijnen en COS7 en LX2 fibroblast cellijnen uit hun opslagrek in vloeibare stikstof. Ontdooi snel gecryopreserveerde cellen. Verdun ontdooide cellen met 2 ml verse kweekmedia. Centrifugeer cellen bij 200 x g gedurende 4 minuten bij kamertemperatuur. Gooi het supernatant weg en resuspend de celkorrel in 1 ml verse warme kweekmedia. Zaadcellen in T75 celkweekkolf. Incubeer de cellen in een celkweekincubator in 5% CO2 bij 37 °C in 95% bevochtigde omstandigheden totdat de cellen 60%-70% confluentie bereiken. 2. Celverzameling Kweekmedia aspirateren en cellen driemaal wassen met fosfaatbufferzoutoplossing (PBS). Voeg 2 ml voorverwarmd 1x trypsine toe om de hechtende cellen los te maken van de bodem van de T75-kolven. Incubeer bij 37 °C in een couveuse gedurende 4 min. Inactiveer trypsine door toevoeging van 4 ml complete kweekmedia. Verzamel de celsuspensie en centrifugeer de cellen bij 200 x g gedurende 4 minuten bij kamertemperatuur. Gooi het supernatant weg en resuspend de cellen in 4 ml verse kweekmedia. 3. Cel tellen Vortex voorzichtig de celsuspensie om een homogene verdeling van cellen in de centrifugebuis te garanderen. Gebruik een pipet van 10 μL om 10 μL celsuspensie te mengen met 10 μL Trypan blauw. Pipetteer het mengsel vier keer voorzichtig op en neer om ervoor te zorgen dat het buitenste celoppervlak volledig wordt gekleurd met de kleurstof. Tel het aantal cellen met behulp van een hemocytometer. Plaats eerst een coverslip over het telgebied van de hemocytometer voordat u de gekleurde celsuspensie laadt. Plaats de pipetpunt met de celsuspensie in de V-groef van de hemocytometer. Verwijder de puntinhoud voorzichtig in de telschuif. Laat de brij een paar minuten bezinken voordat u deze op de microscooptrap bevestigt voor het tellen van cellen.OPMERKING: Om dubbeltelling te voorkomen, telt u alleen de cellen aan de twee zijden van het grote vierkant. Tel in cellen die de bovenste of de rechter-regel overlappen en vermijd cellen die de onderste of de linkerregel overlappen. Bereken het totale aantal cellen.OPMERKING: Celnummer per ml = 4. Verzameling van fibroblast geconditioneerde media (CM) Zuig kweekmedia op en was de LX2-cellen driemaal met PBS. Voeg 2 ml voorverwarmd 1x trypsine toe om de hechtende cellen los te maken van de bodem van de T75-kolven. Incubeer de kolf bij 37 °C in een incubator gedurende 4 min. Inactiveer trypsine door toevoeging van 4 ml complete kweekmedia. Verzamel de celsuspensie en centrifugeer de cellen bij 200 x g gedurende 4 minuten bij kamertemperatuur. Tel de cellen volgens stap 3. Zaad 1 x 106 LX2 cellen in 10 cm3 schalen gedurende 48 h bij 37 °C. Verzamel de fibroblast CM na 48 uur. Centrifugeer bij 200 x g gedurende 4 minuten bij kamertemperatuur om eventuele drijvende cellen te pelleteren. Steriel filter de CM met behulp van een 0,22 μm filter bevestigd op de bodem van 20 ml spuiten. Verzamel het supernatant CM. Vul de CM in buizen van 2 ml en bewaar bij -80 °C voor verdere toepassingen.OPMERKING: De oplossing kan 6 maanden bewaard worden bij -80 °C. 5. Valideren van celdichtheden voor perfecte sferoïden Aspirateer kweekmedia en was de HCC-cellijnen drie keer met PBS. Voeg 2 ml voorverwarmd 1x trypsine toe om de hechtende cellen los te maken van de bodem van de T75-kolven. Incubeer bij 37 °C in een couveuse gedurende 4 min. Inactiveer trypsine door toevoeging van 4 ml complete kweekmedia. Verzamel de celsuspensie en centrifugeer de cellen bij 200 x g gedurende 4 minuten bij kamertemperatuur. Tel de cellen volgens stap 3. Pipetteer verschillende dichtheden van de tumorcellijnen (12000, 6000, 3000, 1500, 1000, 750, 500, 250 en 125 cellen) in 20 μL media op het binnenoppervlak van een 10 cm3 deksel van een petrischaaltje. Voeg 10 ml steriele PBS toe aan de bodem van de schaal om vochtige omstandigheden te bieden voor het proces van sferoïdevorming. Keer het deksel van de 10 cm3 schaal om zodat de media, inclusief de celsuspensie, boven een vochtige omgeving kunnen hangen. Laat de hangende druppels 3 dagen staan. Maak foto’s van de sferoïden met een vergroting van 50x met behulp van een omgekeerde microscoop 3 dagen na het ophangen van de originele druppels. 6. Heterotypische tumor/stromale sferoïden Hang 1500 Huh7 HCC-cellen met 1500 COS7-fibroblastcellen van zoogdieren (1: 1-verhouding) in hangende druppels om bollen te vormen. Voeg 10 ml steriele PBS toe aan de bodem van de schaal om vochtige omstandigheden voor de sferoïden te bieden. Keer het deksel van de 10 cm3 schaal om zodat de media, inclusief de celsuspensie, boven een vochtige omgeving kunnen hangen. Laat de hangende druppels 3 dagen staan. Maak foto’s van de sferoïden met behulp van een omgekeerde microscoop van dag 3 tot dag 10 van de cultuur. Leg de schaal van 10 cm3 op het microscooppodium. Pas de vergroting van de microscoop aan op 50x voor alle sferoïden. Open de microscoopsoftware op de aangesloten computer en pas de focus aan om een duidelijk beeld van elke sferoïde te hebben. Gebruik de Capture Tool op de microscoopsoftware om de verkregen foto’s op te slaan. 7. Homotypische Hep3B-sferoïden in LX2 CM Hang 3000 Hep3B HCC-cellen in de hangende druppels om bollen te vormen. Voeg 10 ml steriele PBS toe aan de bodem van de schaal om vochtige omstandigheden voor de sferoïden te bieden. Keer het deksel van de 10 cm3 schaal om zodat de media, inclusief de celsuspensie, boven een vochtige omgeving kunnen hangen. Laat de hangende druppels 3 dagen staan. Breng Hep3B-sferoïden over in 20 μL verse CM van LX2-cellen in hangende druppels.OPMERKING: Gebruik steriele geautoclaveerde ongefilterde 200 μL pipetpunten in het proces van sferoïde overdracht om verstoring of letsel aan de gevormde sferoïden te voorkomen. Dit is ook om eventuele restcellen te elimineren die niet vastzitten aan de belangrijkste enkele sferoïde. Gebruik een geautoclaveerde pipet van 20 μL voor het overdrachtsproces. Stel het pipetvolume in op 2 μL. Bevestig de pipetpunt aan de pipet. Keer het deksel van de 10 cm3 schaal waarop de sferoïden werden gevormd om. Bevestig het deksel op het podium van een lichtmicroscoop. Pas de fijne focus van de microscoop aan om elke sferoïde zichtbaar te maken. Leeg voorzichtig de lucht van de micropipette door op de zuigerknop te drukken. Plaats de pipetpunt in de druppel, inclusief de sferoïde, die moet worden overgebracht. Kom heel dicht bij de sferoïde zonder deze met de punt aan te raken. Laat de druk op de zuigerknop voorzichtig los om de sferoïde in de micropipettepunt in 2 μL media te laten zuigen. Breng de sferoïde over in een nieuwe druppel die aan een nieuwe schaal van 10 cm3 hangt, met nieuwe media / geconditioneerde media / behandeling.OPMERKING: Zorg ervoor dat alle sferoïden met de lichtmicroscoop met succes naar de nieuwe 10 cm3 schotel worden overgebracht. Maak foto’s van de sferoïden met een vergroting van 50x met behulp van een omgekeerde microscoop vanaf de dag van overdracht (dag 3) tot dag 7 van de cultuur in LX2 CM. 8. Berekening van het sferoïde volume Wijs een unieke numerieke id toe voor elke sferoïde, zodat dagelijks afbeeldingen van overeenkomende sferoïden kunnen worden vastgelegd. Analyseer afbeeldingen van de groeiende sferoïden met behulp van een softwarepakket voor beeldanalyse. Open elke sferoïde afbeelding in het softwarepakket. Gebruik het selectiegereedschap uit de vrije hand en schets elke sferoïde. Selecteer in de vervolgkeuzelijst Analyse de optie Meting instellen en vervolgens Gebied. Druk op OK. Teken handmatig een cirkel rond elke sferoïde. Zodra de bol is omcirkeld, drukt u op Ctrl + M om het programma in staat te stellen het sferoïde gebied in Pixels te berekenen. Zet het gebied van de sferoïde om in een volume.OPMERKING: Volume van sferoidmm3 = 0,09403 × Bereken de verandering in sferoïde volume ten opzichte van het volume op de eerste dag van het vastleggen van de afbeelding.OPMERKING: Dit is om het sferoïde volume te normaliseren naar het startvolume en de nauwkeurigheid te verbeteren gezien de natuurlijke variatie in de startgrootte.

Representative Results

Cellen gekweekt in een meerlagig 3D-formaat weerspiegelen nauwkeuriger de complexiteit van de tumormicro-omgeving dan conventionele 2D-culturen24,25. Eerder hebben veel studies de sferoïdencultuurmedia aangevuld met verschillende mitogenen en groeifactoren26 om sferoïdevorming te initiëren. In deze studie biedt de toevoeging van fibroblasten, of hun CM, echter essentiële mitogenen en groeifactoren om de sferoïde groei te versnellen. Figuur 1 toont gegevens van een pilotstudie waarin Huh7 menselijke HCC-cellen werden gezaaid in een dalende zaaidichtheid vanaf 12.000 tot 125 cellen in 20 μL verse media gedurende 3 dagen. Een zaaidichtheid van 12.000 cellen leverde sferoïden op met een asymmetrische vorm, die zelfs na het halveren van de celzaaidichtheid niet werd gecorrigeerd. Sferoïden gemaakt van 3000 cellen leken echter meer afgerond (figuur 1, bovenste rij). Verdere vermindering van de celconcentratie slaagde er niet in om enkele bollen te vormen (125, 250, 500 celdichtheidsbollen) noch had een regelmatig bolvormig uiterlijk (1000 en 1500 celdichtheidssferoïden). Het is vermeldenswaard dat veel kleine bolletjes werden gevormd met een dichtheid van 500 tumorcellen; er werd echter slechts één kleine sferoïde gevangen bij 50x vergroting (figuur 1, bovenste rij). Hetzelfde geoptimaliseerde protocol werd toegepast op de COS7 primaat nier fibroblast cellijn (figuur 1, middelste rij). Het opschorten van 125, 250 en 500 COS7 fibroblasten in hangende druppels van 20 μL resulteerde in één afgeronde sferoïde met meerdere kleinere sferoïden, terwijl hogere celdichtheden (1000, 1500 en 3000) enkele halfronde sferoïden vormden. Net als bij de Huh7-tumorsferoïden resulteerden hogere celsuspensies (6.000 en 12.000 cellen / bol) in de vorming van onregelmatige celaggregaten en daarom werden hogere celconcentraties weggegooid (figuur 1, middelste rij). Lage dichtheden van Huh7/COS7 heterotypische celsuspensies (125, 250 en 500 cellen/bol) genereerden een enkele sferoïde met meerdere zwevende of semi-gehechte sferoïden (figuur 1, onderste rij). 1000- en 1500-cel heterotypische sferoïden werden half afgerond, terwijl een zaaidichtheid van 3000 cellen (1500 per celtype) een afgeronde 3D-sferoïde gaf. Zoals eerder opgemerkt, resulteerden hogere celdichtheden in de vorming van aggregaten in plaats van goed gedefinieerde sferoïden (figuur 1, onderste rij). Kortom, 3000 sferoïden met celdichtheid werden afgerond, vergelijkbaar met menselijke HCC-tumoren, en werden aangepast voor verdere experimenten. Het kweken van de celsuspensies als hangende druppels gedurende 3 dagen was voldoende om de vorming van sferoïden te bevorderen. Na het optimaliseren van de beste celconcentratie en het tijdspunt voor sferoïdevorming in de huidige context, werd de proliferatieve impact van co-culturing tumor- en fibroblastcellijnen longitudinaal beoordeeld. Figuur 2 en figuur 3 tonen Huh7/COS7 heterotypische sferoïden (3000 totale celaantallen per sferoïde) gemonitord van dag 3 tot dag 10. Homotypische Huh7- en COS7-sferoïden (elk 1500 cellen) dienden als controles. Vanaf dag 4 groeiden heterotypische sferoïden in een ideale ronde vorm in vergelijking met homotypische sferoïden (figuur 2). Het beginvolume van de heterotypische sferoïde was groter dan dat van elke homotypische sferoïde. De groei van sferoïden werd berekend als de verandering in hun volume ten opzichte van het initiële volume op de dag van sferoïdevorming om normale variatie in sferoïde volume te voorkomen (dag 3, figuur 3). Heterotypische sferoïden vertoonden aanvankelijk een snelle groeifase vanaf dag 4 tot dag 7, gevolgd door een langzamere groeifase op dag 8 (figuren 2, bovenste rij en figuur 3). Het sferoïde volume nam af op dag 9 en 10, mogelijk als gevolg van de uitputting van voedingsstoffen of een hypoxische kern en celdood. Daarentegen groeiden homotypische Huh7- en COS7-sferoïden in een veel langzamer tempo (figuur 2, middelste en onderste rijen; Figuur 3). Homotypische sferoïden vertoonden een relatief statische groeicurve tot de vijfde dag van de kweek (twee dagen na de vorming van sferoïden). Vanaf dag 6 begonnen de homotypische sferoïden een geleidelijke toename van hun groeicurve te vertonen, zij het met een significant lagere snelheid dan die van de heterotypische sferoïden (figuur 3). Kortom, tumor / fibroblast heterotypische sferoïden groeien met een hogere snelheid dan homotypische sferoïden, wat suggereert dat het directe contact van tumorcellen en fibroblasten de grootte van de tumorsferoïden vergroot. Ten slotte, om de bovenstaande bevindingen te valideren en om de paracriene impact van mesenchymale cellen op de proliferatie van HCC-sferoïden in een levergerelateerde context te bestuderen, werden 3 dagen oude homotypische Hep3B HCC-sferoïden gekweekt in reguliere verse media of CM van LX2-hepatische stellaatcellen (figuur 4 en figuur 5) gedurende nog eens 4 dagen. Op het eerste gezicht vormden 3000 Hep3B-cellen na 3 dagen perfect afgeronde sferoïden (figuur 4). Hep3B-sferoïden vertoonden een continue proliferatie in verse media van dag 3 tot dag 7 (figuur 4, bovenste rij). De groeisnelheid werd versterkt wanneer Hep3B-sferoïden in LX2 CM werden gehandhaafd (figuur 4, onderste rij). Deze media-afhankelijke conversie in Hep3B sferoïde groei vertoonde statistische significantie vanaf dag 4 tot het einde van het experiment (figuur 5), wat wijst op een fibroblast-gedreven proliferatie van tumorsferoïden. Concluderend heeft deze studie met succes de bestaande 3D-sferoïde culturen gewijzigd om de overspraak tussen HCC-tumorcellen en verschillende fibroblastcellijnen te benutten en de proliferatieve betekenis van deze directe en indirecte cellulaire interactie te onderzoeken (figuur 6). Verdere karakterisering van de gevormde sferoïden is nodig om de interactie tussen tumorcellen en de omringende micro-omgeving te verbeteren. Figuur 1: Optimalisatie van de optimale celdichtheid voor sferoïde vorming. Kolommen vertegenwoordigen verschillende celzaaidichtheden en rijen vertegenwoordigen sferoïden gevormd uit Huh7-cellen (bovenste rij), COS7-cellen (middelste rij) en Huh7 / COS7 heterotypische cellen (onderste rij). Afbeeldingen vertegenwoordigen sferoïden gevormd na het opschorten van 125, 250, 500, 1000, 1500, 3000, 6000 en 12000 cellen (van links naar rechts) in 20 μL media gedurende 3 dagen. De pilotstudie omvatte twee sferoïden per aandoening en de foto’s werden genomen met een vergroting van 50x, schaalbalk = 200 μm. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken. Figuur 2: Heterotypische versus homotypische sferoïde groei. Kolommen vertegenwoordigen de dag waarop sferoïde afbeeldingen werden gemaakt en rijen tonen representatieve afbeeldingen voor sferoïden gevormd uit Huh7-cellen (bovenste rij), COS7-cellen (middelste rij) en Huh7 / COS7-cellen (onderste rij). De afbeeldingen vertegenwoordigen de sferoïden gevormd na het opschorten van 3000 cellen van elke aandoening (homotypische Huh7, COS7 of de Huh7 / COS7 heterotypische sferoïden) van verschillende tijdspunten van links naar rechts. Het experiment omvatte 10 sferoïden per conditie en de beelden werden genomen met een vergroting van 50x, schaalbalk = 200 μm. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken. Figuur 3: Longitudinale analyse van heterotypische versus homotypische sferoïde groei. De grafiek toont de groeicurve van heterotypische Huh7/COS7-sferoïden versus homotypische Huh7- en COS7-sferoïden. Gegevens worden gepresenteerd als gemiddelde ± s.e.m; n = 10 onafhankelijke sferoïden. ** p < 0,01; p < 0,001. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken. Figuur 4: Groei van homotypische hep3B-sferoïden in LX2 CM. Kolommen vertegenwoordigen de dag waarop sferoïde beelden werden vastgelegd en rijen tonen representatieve afbeeldingen van Hep3B-sferoïden gekweekt in verse DMEM-cultuurmedia (bovenste rij) of LX2 CM (onderste rij). Het experiment omvatte zeven sferoïden per conditie (verse media of LX2 CM), en er werden foto’s gemaakt met een vergroting van 50x, schaalbalk = 200 μm. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken. Figuur 5: Longitudinale analyse van de homotypische Hep3B sferoïde groei. De grafiek toont de groeicurve van Hep3B-sferoïden in verse DMEM-kweekmedia of LX2 CM. Gegevens worden gepresenteerd als gemiddelde ± s.e.m; n = 7 onafhankelijke sferoïden. p < 0,001. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken. Figuur 6: Schematische weergave van het sferoïdevormingsproces. De celsuspensie wordt gepipetteerd op het binnendeksel van 10 cm3 petrischaal. Het deksel wordt omgekeerd en gedurende 3 dagen bewaard om homotypische of heterotypische sferoïdevorming mogelijk te maken. Sferoïde beelden worden genomen met een vergroting van 50x. De figuur is gemaakt met behulp van een webgebaseerde wetenschappelijke illustratietool (zie Tabel met materialen). Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Discussion

De context waarin de experimentele cellijnen groeien, beïnvloedt hun genexpressieprofiel, routeanalyse en functionele criteria. In borstkankercellen blijft bijvoorbeeld de coördinatie tussen verschillende oncogene routes alleen behouden als kankercellen in 3D-conformatie worden gekweekt27. Gedereguleerde genen in 3D-melanoom en borstkankersferoïden, maar niet in de monolaagcellen, zijn relevanter voor de in vivo menselijke tumor28,29. De β1-integrinespiegels in borstepitheelcellen en tumortegenhangers waren bijvoorbeeld lager dan de niveaus die in een 2D-formaat werden gekweekt29. Bovendien hebben fibroblasten in 3D-structuren de neiging om duidelijk te migreren in termen van morfologie en snelheid in vergelijking met die gekweekt op plastic30. Bovendien activeert de mechanische stijfheid van het groeisubstraat specifieke routes die de kwaadaardige transformatie van normale epitheelcellen aanmoedigen via deregulatie van het extracellulaire signaalgeregelde kinase (ERK) / Rho in epitheelcellen31. Deze factoren bevorderen de overgang van conventionele 2D-cultuur naar 3D-sferoïde modellen, omdat 3D-culturen meer in overeenstemming zijn met menselijke ziekten.

De huidige studie gebruikte conventionele laboratoriumgereedschappen en -benodigdheden om een 3D-tumorsferoïde model te produceren. De gevormde sferoïden reageerden op de proliferatiesignalen afkomstig van fibroblasten, zoals blijkt uit hun aanzienlijk verhoogde groei. Dit model behoort tot de categorie meercellige tumorsferoïden. Er zijn drie andere categorieën van 3D-tumorsferoïden, waaronder tumorospheres32, weefsel-afgeleide tumorbollen33,34 en organotypische meercellige sferoïden35. In meercellige tumorsferoïden worden tumorcellen gesuspendeerd in omstandigheden met lage adhesie, zodat ze samen kunnen aggregeren om bollen te vormen zonder de bodem van het kweekvat aan te raken36. Er zijn verschillende benaderingen gebruikt om deze verankeringsonafhankelijke techniek te leveren, variërend van roterende systemen, vloeibare overlay-technieken en ongecoate ultralage U-vormige platen37. In HCC gebruiken de meeste in vitro sferoïde culturen de ultra-lage aanhechtingsplaten van 24 of 96 putten om afgeronde sferoïden te vormen18,19,20,21,22. Deze techniek is echter niet kosteneffectief en sluit elk toevallig cel-plastic contact niet uit. Andere systemen gebruiken trans-wells23 of leverplakken12 om levermicroweefsels te produceren. Het gebruik van menselijke weefsels in translationeel werk is de gouden standaard, maar niet altijd beschikbaar of toegankelijk voor veel onderzoeksgroepen. De huidige aanpak profiteerde van de hangende druppeltheorie. Celsuspensie wordt toegevoegd zodat de tumorsferoïden worden gevormd in een toegankelijke vloeistof-luchtinterface om enkele afgeronde bollen te vormen38. Voordelen van het gebruik van deze techniek zijn het ontbreken van enig cel-plastisch contact en het gemak van het bestuderen van de autocriene en paracriene overspraak tussen tumor- en fibroblastcellen. Dit model werd verder gevalideerd in een andere studie die het belang van de niet-parenchymale TREM2 ontcijferde bij het beschermen van de lever tegen HCC-ontwikkeling39. Dit werk toonde aan dat het volume van zowel Hep3B- als PLC/PRF5-sferoïden hoger was in controle LX2 CM versus TREM2-overexpressie LX2 CM op een Wnt-afhankelijke manier39.

In de huidige studie werden fibroblasten gemengd met tumorcellen vóór sferoïdevorming om de proliferatieve impact van deze co-cultuur te onderzoeken. Anderen hebben fibroblasten, endotheelcellen en immuuncellen met tumorcelsuspensie toegevoegd na het vormen van een tumorsferoïde om de migratie van stromale cellen in de tumor te bestuderen40,41. Het huidige heterotypische sferoïde model vertoonde een vergelijkbaar groeipatroon als de eerder gerapporteerde modellen en de oorspronkelijke in vivo tumor; sferoïden vertonen exponentiële groei gevolgd door een vertraagde groeifase, hoogstwaarschijnlijk als gevolg van de uitputting van voedingsstoffen en vergroting van de necrotische kern42. In plaats van groeifactoren en mitogenen toe te voegen om de vorming van sferoïden te helpen, gebruikte deze studie een meer fysiologische benadering door deze groeifactoren uit direct contact met fibroblasten of hun secretoom in de fibroblast CM te hebben. Het is essentieel om te vermelden dat LX2-cellen verder kunnen worden geactiveerd door behandeling met TGFβ1 of PDGF43. LX2-cellen zijn behandeld met 10 ng/ml TGFβ1 gedurende 48 uur voordat de media voor verschillende experimentele instellingen werden verwijderd. LX2-cellen werden drie keer gewassen met PBS (om een direct TGFβ1-effect uit te sluiten) en vervolgens werden nog eens 24 uur verse media toegevoegd voordat de CM werd verzameld. De CM verzameld van TGFβ1-gestimuleerde LX2 induceerde de groei van de Hep3B-sferoïden met een hogere snelheid dan de CM van controle LX2 (gegevens niet weergegeven). Dit flexibele systeem kan zich lenen voor co-culturen van verschillende kankercellen plus / minus fibroblasten, evenals patiënt-afgeleide lijnen. Het kan ook een screeningstest met gemiddelde doorvoer bieden voor geneesmiddelen die snel kunnen worden aangenomen en ingevoegd in een translationele pijplijn voor het ontdekken van geneesmiddelen om de dosering voor in vivo studies te informeren.

Een beperking van de huidige studie is het gebruik van de onsterfelijke cellijnen in sferoïde formatie in plaats van vers geïsoleerde HCC-tumorcellen en kankergeassocieerde fibroblasten. Een andere beperking is het vergelijken van de groei van de homotypische Hep3B-sferoïde tussen CM van LX2 en in verse media in plaats van CM van andere niet-fibroblastcellijnen. De laatste beperking kan worden aangepakt door de genetische modificatie van een gen van belang in de fibroblasten, gevolgd door het toepassen van de CM van wild type versus genetisch gemanipuleerde fibroblast op homotypische sferoïden.

Divulgaciones

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

MYWZ wordt gefinancierd door de Secretary of State for Business, Energy and Industrial Strategy en de Newton Prize 2020 als onderdeel van het Britse officiële ontwikkelingshulp “ODA” en Newton-fonds. SS wordt ondersteund door Cancer Research UK Advanced Clinician Scientist fellowship C53575/A29959. SS, FO en HR ontvangen financiering als onderdeel van HUNTER, gefinancierd door een partnerschap tussen Cancer Research UK, Fondazione AIRC en Fundacion Cientifica de la Asociacion Espanola Contra el Cancer.

Materials

1x Trypsin Sigma Aldrich 59429C
2 mL tubes Eppendorf
Biorender Biorender.com Online
Class II laminar flow BioMAT2 hood Medair Technologies
Dulbecco’s modified Eagle’s medium (DMEM) Biosera M-D1107
Excel sofware Microsoft office 365
Graphpad prism sofware GraphPad software
Heat deactivated fetal bovine serum (FBS) life tech 105000064
Image J software Fiji
L-glutamine Sigma Aldrich G7513-100ml
Penicillin/streptomycin (100 unit/ml penicillin and 100 μg/ml streptomycin) Sigma Aldrich P0781-100ml
Petri dish 90 mm, triple vented Greiner 633175
Trypan blue Sigma Aldrich T8154
Virkon™ Broad Spectrum Disinfectant, 5kg Bucket Rely+On™ SCI-129999
Ziess inverted microscope Ziess
DOWNLOAD MATERIALS LIST

Referencias

  1. Ferlay, J., et al. Cancer statistics for the year 2020: an overview. International Journal of Cancer. , (2021).
  2. Llovet, J. M., et al. Hepatocellular carcinoma. Nature Reviews Disease Primers. 7 (1), 6 (2021).
  3. Reeves, H. L., Zaki, M. Y., Day, C. P. Hepatocellular carcinoma in obesity, Type 2 diabetes, and NAFLD. Digestive Diseases & Sciences. 61 (5), 1234-1245 (2016).
  4. Forner, A., Reig, M., Bruix, J. Hepatocellular carcinoma. Lancet. 391 (10127), 1301-1314 (2018).
  5. Reig, M., et al. Diagnosis and treatment of hepatocellular carcinoma. Update of the consensus document of the AEEH, AEC, SEOM, SERAM, SERVEI, and SETH. Medicina Clinica (Barc). 156 (9), 1-30 (2021).
  6. Pfister, D., et al. NASH limits anti-tumour surveillance in immunotherapy-treated HCC. Nature. 592 (7854), 450-456 (2021).
  7. Llovet, J. M., et al. Trial design and endpoints in hepatocellular carcinoma: AASLD consensus conference. Hepatology. 73, 158-191 (2021).
  8. Llovet, J. M., Hernandez-Gea, V. Hepatocellular carcinoma: reasons for phase III failure and novel perspectives on trial design. Clinical Cancer Research. 20 (8), 2072-2079 (2014).
  9. Brown, Z. J., Heinrich, B., Greten, T. F. Mouse models of hepatocellular carcinoma: an overview and highlights for immunotherapy research. Nature Reviews Gastroenterology and Hepatology. 15 (9), 536-554 (2018).
  10. Nikolic, M., Sustersic, T., Filipovic, N. In vitro models and on-chip systems: Biomaterial interaction studies with tissues generated using lung epithelial and liver metabolic cell lines. Frontiers in Bioengineering and Biotechnology. 6, 120 (2018).
  11. Clark, A. M., Ma, B., Taylor, D. L., Griffith, L., Wells, A. Liver metastases: Microenvironments and ex-vivo models. Experimental Biology and Medicine. 241 (15), 1639-1652 (2016).
  12. Paish, H. L., et al. A bioreactor technology for modeling fibrosis in human and rodent precision-cut liver slices. Hepatology. 70 (4), 1377-1391 (2019).
  13. Brassard-Jollive, N., Monnot, C., Muller, L., Germain, S. In vitro 3D systems to model tumor angiogenesis and interactions with stromal cells. Frontiers in Cell and Developmental Biology. 8, 594903 (2020).
  14. Pampaloni, F., Reynaud, E. G., Stelzer, E. H. The third dimension bridges the gap between cell culture and live tissue. Nature Reviews Molecular Cell Biology. 8 (10), 839-845 (2007).
  15. Kleinman, H. K., Philp, D., Hoffman, M. P. Role of the extracellular matrix in morphogenesis. Current Opinion in Biotechnology. 14 (5), 526-532 (2003).
  16. Bissell, M. J., Radisky, D. C., Rizki, A., Weaver, V. M., Petersen, O. W. The organizing principle: microenvironmental influences in the normal and malignant breast. Differentiation. 70 (9-10), 537-546 (2002).
  17. Ronnov-Jessen, L., Petersen, O. W., Koteliansky, V. E., Bissell, M. J. The origin of the myofibroblasts in breast cancer. Recapitulation of tumor environment in culture unravels diversity and implicates converted fibroblasts and recruited smooth muscle cells. Journal of Clinical Investigations. 95 (2), 859-873 (1995).
  18. Shao, H., et al. A novel stromal fibroblast-modulated 3D tumor spheroid model for studying tumor-stroma interaction and drug discovery. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (156), e60660 (2020).
  19. Song, Y., et al. Activated hepatic stellate cells play pivotal roles in hepatocellular carcinoma cell chemoresistance and migration in multicellular tumor spheroids. Scientific Reports. 6, 36750 (2016).
  20. Pingitore, P., et al. Human multilineage 3D spheroids as a model of liver steatosis and fibrosis. International Journal of Molecular Sciences. 20 (7), (2019).
  21. Kozyra, M., et al. Human hepatic 3D spheroids as a model for steatosis and insulin resistance. Scientific Reports. 8 (1), 14297 (2018).
  22. Khawar, I. A., et al. Three dimensional mixed-cell spheroids mimic stroma-mediated chemoresistance and invasive migration in hepatocellular carcinoma. Neoplasia. 20 (8), 800-812 (2018).
  23. Feaver, R. E., et al. Development of an in vitro human liver system for interrogating non-alcoholic steatohepatitis. Journal of Clinical Investigations Insight. 1 (20), 90954 (2016).
  24. Wartenberg, M., et al. Regulation of the multidrug resistance transporter P-glycoprotein in multicellular tumor spheroids by hypoxia-inducible factor (HIF-1) and reactive oxygen species. Federation of American Societies for Experimental Biology Journal. 17 (3), 503-505 (2003).
  25. Chen, R., et al. Screening candidate metastasis-associated genes in three-dimensional HCC spheroids with different metastasis potential. International Journal of Clinical Experimental Pathology. 7 (5), 2527-2535 (2014).
  26. Venkataraman, G., et al. Preferential self-association of basic fibroblast growth factor is stabilized by heparin during receptor dimerization and activation. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 93 (2), 845-850 (1996).
  27. Bissell, M. J., et al. Tissue structure, nuclear organization, and gene expression in normal and malignant breast. Investigación sobre el cáncer. 59, 1757-1763 (1999).
  28. Ghosh, S., et al. Three-dimensional culture of melanoma cells profoundly affects gene expression profile: a high density oligonucleotide array study. Journal of Cellular Physiology. 204 (2), 522-531 (2005).
  29. Delcommenne, M., Streuli, C. H. Control of integrin expression by extracellular matrix. Journal of Biological Chemistry. 270 (45), 26794-26801 (1995).
  30. Meshel, A. S., Wei, Q., Adelstein, R. S., Sheetz, M. P. Basic mechanism of three-dimensional collagen fibre transport by fibroblasts. Nature Cell Biology. 7 (2), 157-164 (2005).
  31. Paszek, M. J., et al. Tensional homeostasis and the malignant phenotype. Cancer Cell. 8 (3), 241-254 (2005).
  32. Yu, M., et al. Cancer therapy. Ex vivo culture of circulating breast tumor cells for individualized testing of drug susceptibility. Science. 345 (6193), 216-220 (2014).
  33. Weiswald, L. B., et al. Newly characterised ex vivo colospheres as a three-dimensional colon cancer cell model of tumour aggressiveness. British Journal of Cancer. 101 (3), 473-482 (2009).
  34. Kondo, J., et al. Retaining cell-cell contact enables preparation and culture of spheroids composed of pure primary cancer cells from colorectal cancer. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 108 (15), 6235-6240 (2011).
  35. Rajcevic, U., et al. Colorectal cancer derived organotypic spheroids maintain essential tissue characteristics but adapt their metabolism in culture. Proteome Sciences. 12, 39 (2014).
  36. Friedrich, J., Seidel, C., Ebner, R., Kunz-Schughart, L. A. Spheroid-based drug screen: considerations and practical approach. Nature Protocols. 4 (3), 309-324 (2009).
  37. Friedrich, J., Ebner, R., Kunz-Schughart, L. A. Experimental anti-tumor therapy in 3-D: spheroids–old hat or new challenge. International Journal of Radiation Biology. 83 (11-12), 849-871 (2007).
  38. Kelm, J. M., Timmins, N. E., Brown, C. J., Fussenegger, M., Nielsen, L. K. Method for generation of homogeneous multicellular tumor spheroids applicable to a wide variety of cell types. Biotechnology & Bioengineering. 83 (2), 173-180 (2003).
  39. Esparza-Baquer, A., et al. TREM-2 defends the liver against hepatocellular carcinoma through multifactorial protective mechanisms. Gut. 70 (7), 1345-1361 (2021).
  40. Dangles-Marie, V., et al. A three-dimensional tumor cell defect in activating autologous CTLs is associated with inefficient antigen presentation correlated with heat shock protein-70 down-regulation. Investigación sobre el cáncer. 63 (13), 3682-3687 (2003).
  41. Timmins, N. E., Dietmair, S., Nielsen, L. K. Hanging-drop multicellular spheroids as a model of tumour angiogenesis. Angiogenesis. 7 (2), 97-103 (2004).
  42. Mayer, B., et al. Multicellular gastric cancer spheroids recapitulate growth pattern and differentiation phenotype of human gastric carcinomas. Gastroenterology. 121 (4), 839-852 (2001).
  43. Xu, L., et al. Human hepatic stellate cell lines, LX-1 and LX-2: new tools for analysis of hepatic fibrosis. Gut. 54 (1), 142-151 (2005).

Tags

3D Tumor SpheroidsTumor-stromal InteractionHepatocellular CarcinomaHanging Droplets Method3D TumoroidsDrug ScreeningHuh7Hep3BCOS-7LX2 FibroblastCell CultureCell CountingTrypan Blue

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Citar este artículo
Zaki, M. Y. W., Shetty, S., Wilkinson, A. L., Patten, D. A., Oakley, F., Reeves, H. A Three-Dimensional Spheroid Model to Investigate the Tumor-Stromal Interaction in Hepatocellular Carcinoma. J. Vis. Exp. (175), e62868, doi:10.3791/62868 (2021).
Descargar cita
Reimpresiones y permisos

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image