Die Subarachnoidalblutung birgt nach wie vor eine hohe Belastung durch Mortalität und Morbidität beim Menschen. Um die weitere Erforschung der Erkrankung und ihrer Pathophysiologie zu erleichtern, wird ein prächiasmatisches Einzelinjektionsmodell vorgestellt.
Trotz Fortschritten in der Behandlung in den letzten Jahrzehnten ist die Subarachnoidalblutung (SAB) nach wie vor mit einer hohen Morbiditäts- und Mortalitätsbelastung verbunden, von der vor allem eine relativ junge Bevölkerung betroffen ist. Es wurden mehrere Tiermodelle der SAB entwickelt, um die pathophysiologischen Mechanismen hinter SAB zu untersuchen und pharmakologische Interventionen zu testen. Das in diesem Artikel vorgestellte prächiasmatische Einzelinjektionsmodell bei der Ratte ist ein experimentelles Modell der SAB mit einem vorgegebenen Blutvolumen. Kurz wird das Tier betäubt, intubiert und mechanisch beatmet. Die Temperatur wird mit einem Heizkissen reguliert. In der Schwanzarterie wird ein Katheter gelegt, der eine kontinuierliche Blutdruckmessung sowie eine Blutentnahme ermöglicht. Die atlantooccipitale Membran wird eingeschnitten und ein Katheter zur Druckaufzeichnung in die Cisterna magna gelegt, um eine intrazerebrale Druckmessung zu ermöglichen. Dieser Katheter kann auch für intrathekale therapeutische Eingriffe verwendet werden. Die Ratte wird in einen stereotaktischen Rahmen gelegt, ein Bohrloch wird vor dem Bregma gebohrt und ein Katheter wird durch das Bohrloch eingeführt und direkt vor dem optischen Chiasma platziert. Eigenblut (0,3 ml) wird aus dem Schwanzkatheter entnommen und manuell injiziert. Dies führt zu einem Anstieg des intrazerebralen Drucks und einer Abnahme des zerebralen Blutflusses. Das Tier wird 30 Minuten lang sediert gehalten und erhält subkutane Kochsalzlösung und Analgetika. Das Tier wird extubiert und in seinen Käfig zurückgebracht. Das prächiasmatische Modell weist eine hohe Reproduzierbarkeitsrate und eine begrenzte Variation zwischen den Tieren aufgrund des vorgegebenen Blutvolumens auf. Es ahmt SAB beim Menschen nach und ist damit ein relevantes Modell für die SAH-Forschung.
Die nicht-traumatische Subarachnoidalblutung (SAB) ist eine Form des Schlaganfalls, die etwa 5 % aller Fälle ausmacht. Die häufigste Ursache für eine nicht-traumatische SAB ist die plötzliche Ruptur eines Aneurysmas (aSAH), die 85 % der SAB ausmacht. Weitere Ursachen sind die Ruptur einer arterio-venösen Malformation, Gerinnungsstörungen und Venenrupturen bei perimesenzephaler Blutung1. Die Inzidenzrate liegt bei 9 pro 100.000 Personenjahre, wobei die Sterblichkeit nach SAB 2,3 etwa jeder Dritte und ein weiteres Drittel die Unterstützung des täglichen Lebens erfordert.
Nach initialer Stabilisierung und Diagnosebestätigung richtet sich die Behandlung nach dem Schweregrad der Blutung. Den am schwersten betroffenen Patienten wird eine extraventrikuläre Drainage in die Ventrikel gelegt, um den intrazerebralen Druck (ICP) zu senken, und sie werden auf die Neurointensivstation aufgenommen, wo sie engmaschig überwacht werden. Die Patienten werden einer Angiographie unterzogen, um das (wahrscheinliche) Aneurysma zu identifizieren, und anschließend wird das Aneurysma gewickelt oder abgeschnitten, um eine erneute Blutung zu verhindern4. Trotz zahlreicher Studien zu pharmakologischen Therapien hat sich gezeigt, dass nur Nimodipin, ein Kalziumkanal-Antagonist, die Ergebnisse verbessert5. Derzeit laufen mehrere klinische Studien. Eine ausführliche Liste finden Sie in der Rezension von Daou und Kollegen6.
Die Ruptur eines Aneurysmas wurde als plötzliches Auftreten der schlimmsten Kopfschmerzen beschrieben, die jemals erlebt wurden, oder als Donnerschlagkopf. Die Ruptur führt zu einem steilen Anstieg des ICP, gefolgt von einer Verringerung des zerebralen Blutflusses (CBF). Diese Verminderung führt zu einer globalen Ischämie des Gehirns, die zu einem Bewusstseinsverlust führen kann. Dieser eher mechanistische Weg führt zusammen mit dem initiierten Abbau der extravasierten Elemente des Blutes zur Freisetzung von Zytokinen und zur Aktivierung des angeborenen Immunsystems, was zu einer sterilen Neuroinflammation führt. Darüber hinaus wird häufig ein Zusammenbruch der Blut-Hirn-Schranke beobachtet, was zu Hirnödemen und Störungen der Ionenhomöostase führt. All diese Veränderungen und mehr, die als frühe Hirnverletzung (EBI) bezeichnet werden, treten innerhalb der ersten paar Tage auf und führen zu neuronalem Verlust und Apoptose7.
Etwa 1/3 der Patienten, die an aSAB leiden, entwickeln zwischen dem 4. und 14. Tag eine verzögerte zerebrale Ischämie (DCI)8. DCI ist definiert als entweder das Auftreten einer fokalen, neurologischen Beeinträchtigung oder ein Abfall von mindestens zwei Punkten auf der Glasgow-Koma-Skala, der mindestens 1 Stunde andauert, wenn andere Ursachen, einschließlich Krampfanfälle und Nachblutungen, ausgeschlossen sind. DCI ist mit einem erhöhten Sterberisiko und einem verminderten funktionellen Ergebnis nach aSAH9 assoziiert. Der zerebrale Vasospasmus (CVS), die Verengung der Hirnarterien, ist seit Jahrzehnten mit DCI in Verbindung gebracht und galt früher als alleiniger Grund für DCI. Inzwischen konnte gezeigt werden, dass CVS auch ohne die Entwicklung einer DCI auftreten kann, und seitdem wurden weitere Faktoren wie mikrovaskuläre Thrombosen und Verengungen, kortikale Spreading Depression und eine Entzündungsreaktion von EBI identifiziert10,11,12.
Aufgrund des großen Einflusses von EBI und DCI auf den Krankheitsverlauf und das Outcome der betroffenen Patienten müssen Tiermodelle diese weitestgehend nachahmen und dennoch reproduzierbar sein. Forscher haben eine Vielzahl verschiedener Modelle bei einer Vielzahl von Tieren, von Mäusen bis hin zu nichtmenschlichen Primaten, eingesetzt, um zu versuchen, aSAB zu simulieren. Sprague-Dawley- und Wistar-Wildtyp-Ratten sind derzeit die am häufigsten verwendeten Versuchstiere, und die gebräuchlichsten Modelle sind das endovaskuläre Perforationsmodell, das Zisternen-Magna-Doppelinjektionsmodell und schließlich das prächiasmatische Einzelinjektionsmodell, das in diesem Artikelbeschrieben wird 13.
Das prächiasmatische Modell mit einer einzigen Injektion wurde ursprünglich von Prunell und Kollegen entwickelt, um einigen der Unzulänglichkeiten der anderen experimentellen Modelle entgegenzuwirken14. Wenn die Operation gemeistert wird, ist sie in hohem Maße reproduzierbar und minimiert die Variation zwischen den Tieren. Das Modell ahmt die SAB beim Menschen in mehreren Punkten nach, einschließlich des plötzlichen Anstiegs der ICP nach der Blutinjektion, der aufgrund eines Abfalls des CBF zu einer vorübergehenden globalen Ischämie führt15,16. Sie betrifft den vorderen Kreislauf, in dem die meisten aSAB beim Menschen auftreten17. Die Mortalität liegt zwischen 10 % und 33 %, abhängig von der Studie und der Menge des injizierten Blutes14,18. Verzögerter Zelltod und Neuroinflammation können an Tag 2 und 7 nachgewiesen werden, was Variablen liefert, um die Folgen von EBI und DCI zu untersuchen 19,20.
Die Studie enthält eine aktualisierte Beschreibung des prächiasmatischen Einzelinjektionsmodells bei der Ratte sowie eine Beschreibung, wie die ICP-Sonde als Port für die intrathekale Verabreichung von Arzneimitteln genutzt werden kann.
Das prächiasmatische Einzelinjektionsmodell der SAB ahmt mehrere wichtige Elemente der menschlichen SAB nach, darunter den Anstieg der ICP, die Reduktion des CBF, die transiente globale Ischämie, die Hochregulation neuroinflammatorischer Marker und CVS 14,15,16,18,19,20. Die ICP-Sonde wurde auch als Port für die intratheka…
The authors have nothing to disclose.
Die Arbeit wurde von der Lundbeck Foundation und dem Lundbeck Grant of Excellence (Nr. R59-A5404) unterstützt. Geldgeber spielten in keinem Teil des Manuskripts eine Rolle.
16 G peripheral vein catheter | BD Venflon | 393229 | Needle shortened, distal 1 cm curved. Wings removed |
Anesthesia bell/ chamber | Unknown | ||
Blood gas analyzer | Radiometer | ABL80 | |
Blood pressure (BP) monitor | Adinstruments | ML117 | Connects to Powerlab |
Curved forceps, 12 cm x 3 | F.S.T | 11001-12 | For anesthesia |
Cylindrical pillow, 28 cm x 4 cm | Homemade | Made from surgical towels | |
Data acquisition hardware | Adinstruments | ML870 Powerlab | |
Data acquistion software | Adinstruments | LabChart 6.0 | |
Drill | KMD | 1189 | |
Drill controller | Silfradent | 300 IN | |
Flexible light | Schott | KL200 | |
Heating pad | Minco | 1135 | |
Hypodermic needle, 20 G | KD Medical | 301300 | Connects to stereotaxic frame |
ICP monitor | Adinstruments | ML117 | Connects to Powerlab |
Isoflurane vaporizer | Ohmeda | TEC3 | |
Laptop | Lenovo | T410 | |
Laser doppler monitor | Adinstruments | ML191 | |
Laser doppler probe | Oxford Optronics | MSF100XP | Connects to laser doppler monitor |
Needle holder, 13 cm | F.S.T | 12001-13 | For anesthesia |
Precision syringe, 0.025 mL | Hamilton | 547407 | |
Stereotaxic frame | Kopf Instruments | M900 | |
Surgical microscope | Carl Zeiss | F170 | |
Suture needle | Allgaier | 1245 | For anesthesia |
Temperaure controller | CWE,INC. | TC-1000 | |
Transducer x 2 | Adinstruments | MLT0699 | Connects to BP and ICP monitor |
Ventilator | Ugo Basile | 7025 | |
Veterinary clipper | Aesculap | GT421 | |
3-pronged Blair retractor, 13.5 cm | Agnthos | 17022–13 | |
Blunt Alm retractor | F.S.T | 17008-07 | |
Curved forceps, 12 cm x 2 | F.S.T | 11001-12 | |
Needle holder, 13 cm | F.S.T | 12001-13 | |
Straight Dumont forceps, 11 cm | F.S.T | 11252-00 | |
Straight Halsted-Mosquito hemostat x 2 | F.S.T | 13008-12 | |
Straight Iris scissor, 9 cm | F.S.T | 14090-09 | |
Straight Vannas scissor, 10.5 cm | F.S.T | 15018-10 | |
Absorpable swabs | Kettenbach | 31603 | |
Black silk thread, 4-0, 5 x 15 cm | Vömel | 14757 | |
Bone wax | Aesculap | 1029754 | |
Carbomer eye gel 2 mg/g | Paranova | ||
Cotton swab | Heinz Herenz | WA-1 | |
Cotton tipped applicator x 4 | Selefa | 120788 | |
Hypodermic needle, 23 G x2 | KD Medical | 900284 | Connects to stopcock. Remove distal end |
Hypodermic needle, 23 G x3 | KD Medical | 900284 | Remove distal end. 2 connects to stopcock, 1 to syringe |
ICP probe: | Homemade | Made of the following: | |
Polythene tubing, 20 mm | Smiths medical | 800/100/200 | Inner diameter (ID): 0.58 mm, Outer diameter (OD): 0.96 mm. |
Silicone tubing, 10 mm | Fisher | 15202710 | ID: 0.76 mm, OD: 2.4 mm. |
Silicone tubing, 2 mm | Fisher | 11716513 | ID: 1.0 mm, OD: 3.0 mm. |
Micro hematocrit tubes | Brand | 7493 11 | |
OP-towel, 45 cm x75 cm | Mölnlycke | 800430 | |
PinPort adapter, 22 G | Instech | PNP3F22 | |
PinPort injector | Instech | PNP3M | |
Polythene tubing, 2 x 20 cm | Smiths medical | 800/100/200 | Connects to syringe. ID: 0.58 mm, OD: 0.96 mm. |
Rubberband | Unknown | ||
Scalpel, 10 blade | Kiato | 23110 | |
Spinalneedle, 25 G x 3.5'' | Braun | 5405905-01 | |
Stopcock system, Discofix x 2 | Braun | 16494C | Connects to transducer |
Suture, 4-0, monofil, non-resorbable x 3 | Ethicon | EH7145H | |
Syringe, 1 mL | BD Plastipak | 1710023 | |
Syringe, luer-lock, 10 mL x 4 | BD Plastipak | 305959 | Connects to transducer |
Tissue adhesive glue | 3M | 1469SB | |
0.5% Chlorhexidine spirit | Faaborg Pharma | 210918 | |
Carprofen 50 mg/mL | ScanVet | 43715 | Diluted 1:10 |
Isoflurane | Baxter | ||
Isotonic saline | Amgros | 16404 | |
Lidocaine-Adrenaline 10 mg/5 µg/mL | Amgros | 16318 |