Summary

Un modelo inmunológico para el trasplante heterotópico de células musculares cardíacas y cardíacas en ratas

Published: May 08, 2020
doi:

Summary

Describimos un modelo de trasplante de corazón abdominal heterotópico en ratas, lo que implica modificaciones de las estrategias actuales, que conducen a un enfoque quirúrgico simplificado. Además, describimos un nuevo modelo de rechazo mediante inyección en la oreja de células musculares cardíacas vitales, permitiendo análisis inmunológicos de trasplante adicionales en ratas.

Abstract

El trasplante de corazón heterotópico en ratas ha sido un modelo comúnmente utilizado para diversos estudios inmunológicos durante más de 50 años. Se han notificado varias modificaciones desde la primera descripción en 1964. Después de 30 años de realizar un trasplante de corazón heterotópico en ratas, hemos desarrollado un enfoque quirúrgico simplificado, que se puede enseñar y realizar fácilmente sin más entrenamiento quirúrgico o antecedentes.

Después de la disección de la aorta ascendente y la arteria pulmonar y la ligadura de venas carales y pulmonares superiores e inferiores, el corazón del donante se cosecha y posteriormente se recoge con solución salina helada suplementada con heparina. Después de sujetar e incentivar los vasos abdominales receptores, la aorta ascendente del donante y la arteria pulmonar se anastomosed a la aorta abdominal receptora y vena cava inferior, respectivamente, utilizando suturas de funcionamiento continuo.

Dependiendo de las diferentes combinaciones donante-receptor, este modelo permite analizar el rechazo agudo o crónico de aloinjertos. La importancia inmunológica de este modelo se ve reforzada por un enfoque novedoso de la inyección en la oreja de células musculares cardíacas vitales y el análisis posterior del drenaje del tejido linfático cervical.

Introduction

El trasplante de corazón heterotópico es un modelo experimental frecuentemente utilizado para diferentes investigaciones sobre tolerancia al trasplante, rechazo agudo y crónico de aloinjertos, lesión isquérica-reperfusión, perfusión de máquinas o remodelación cardíaca. Entre otras ventajas, la función del injerto puede ser monitoreada no invasivamente por palpación y la falla del injerto no conduce a un deterioro vital del receptor en contraste con otros órganos, como riñones o hígados.

En 1964, Abbott et al. describieron inicialmente el trasplante de corazón abdominal heterotópico en ratas1. Más tarde, en 1966, la técnica de extremo a lado para las anastomosis fue descrita por Tomita et al.2. Las bases para el modelo utilizado actualmente fueron reportadas por Ono y Lindsey en 19693. Durante las últimas décadas, se han publicado varias modificaciones para crear diferentes tipos de injertos cardíacos ventriculares izquierdos descargados, parcialmente cargados o cargados, incluyendo el trasplante heterotópico combinado de corazón-pulmón4,5,6. Para los análisis inmunológicos se realiza con mayor frecuencia un trasplante de injerto cardíaco cargado sin volumen. En este caso, el flujo sanguíneo entra retrógradamente en la aorta ascendente del donante y posteriormente en las arterias coronarias. El drenaje venoso ocurre a lo largo del seno coronario en la aurícula derecha y el ventrículo(Figura 1A-B). Por lo tanto, el ventrículo izquierdo está excluido del flujo sanguíneo, aparte de las cantidades marginales de sangre de las venas de Tebesía. Esto también lo convierte en un modelo útil para estudiar los mecanismos fisiopatológicos durante la terapia del dispositivo de asistencia ventricular izquierda7.

El trasplante de corazón heterotópico se ha realizado en diversas especies, incluyendo ratones, conejos, cerdos e incluso se ha utilizado como dispositivo de asistencia uni- o biventricular en humanos8,9,10,11. La rata todavía representa un animal experimental popular para los modelos de trasplante, especialmente porque los tiempos de supervivencia del injerto para diferentes combinaciones de cepas de rata han sido bien definidos en el pasado y un gran número de reactivos inmunológicos son accesibles12,13. A diferencia de los ratones, las ratas son más grandes, lo que hace que la cirugía y el acceso al tejido linfático para análisis inmunológicos sean más factibles12. Además, la introducción de tecnologías de clonación comercial en ratas en los últimos años probablemente conducirá a un interés recurrente en los modelos experimentales de ratas14.

En general, los injertos cardíacos heterotópicos se pueden unir a los vasos receptores ya sea mediante la realización de anastomosis cervical o abdominal. Sin embargo, algunos estudios sugieren que una anastomosis femoral facilita una mejor monitorización debido a un mejor acceso a la palpación manual o ecocardiografía transfemoral y, por lo tanto, permite una detección más precisa de la falla del injerto15,,16.

Se ha demostrado que no hay diferencia con respecto al tiempo de operación, la tasa de complicaciones, el resultado y el tiempo de supervivencia del injerto entre ambas técnicas de anastomosis17. Evidentemente, debe mencionarse la disponibilidad de un número suficiente de ganglios linfáticos drenantes como un beneficio de la anastomosis cervical; sin embargo, se requieren períodos de entrenamiento más largos. Por el contrario, la anastomosis abdominal es menos complicada e igualmente valiosa para las investigaciones inmunológicas, especialmente cuando se combina con los resultados de un método novedoso de inyección en la oreja de células musculares cardíacas alogénicas y posterior linfadenectomía cervical. Una combinación de ambos modelos ofrece un amplio espectro de análisis inmunológicos postintervencionales.

El siguiente protocolo se refiere a operar en pares de cirujanos con el fin de reducir el tiempo de isquemia. Sin embargo, todos los experimentos pueden ser realizados por una sola persona. La configuración de instrumentos y materiales para la explantación e implantación de los corazones se muestra en la Figura 2A-B.

Protocol

Todas las experiencias animales se han realizado de acuerdo con las directrices de la Junta local de revisión de animales de ética de las autoridades regionales para la protección de los consumidores y la seguridad alimentaria de Baja Sajonia (LAVES, Oldenburg, Alemania) con las instrucciones de aprobación 12/0768 y 17/2472. 1. Explantación y perfusión de corazón NOTA: Como donantes de injertos, se utilizaron ratas hembra o macho según una edad de 7-22 semanas…

Representative Results

En el pasado, se han abordado diferentes cuestiones inmunológicas sobre la base del modelo, que fue validado en el grupo de trabajo por más de 500 trasplantes con una tasa de supervivencia de más del 95,,18,,19,,20,,21,,22,,23,<sup class="xre…

Discussion

El método descrito anteriormente de trasplante cardíaco heterotópico en ratas se basa principalmente en la descripción de Ono y Lindsey en 19693. Desde entonces, se han introducido varias modificaciones en varias especies que conducen a una amplia diversidad de este modelo. Combinando varias de estas modificaciones e introduciendo nuestra propia experiencia resultante de más de 30 años de realización de trasplantes de corazón heterotópicos en el laboratorio, creamos un enfoque quirúrgico…

Divulgaciones

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Queremos agradecer a Britta Trautewig, Corinna L’bbert e Ingrid Meder por su compromiso.

Materials

Anesthesia device (including isoflurane vaporizer) Summit Anesthesia Solutions No Catalog Number available
Cannula (27 G) BD Microlance 302200
Carprofen Pfizer Rimadyl 50 mg/mL
Cellstar Tubes (15 mL) GreinerBioOne 188271
Cell strainer (40 µm) BD Falcon 2271680
Collagenase Type CLSII Biochrome C2-22
Compresses 5×5 cm Fuhrmann 31501
Compresses 7.5×7.5 cm Fuhrmann 31505
Cotton swabs Heinz Herenz Medizinalbedarf 1032128
Dexpathenol (5 %) Bayer "Bepanthen"
DPBS BioWhittaker Lonza 17-512F
Forceps B. Braun Aesculap BD557R
Forceps B. Braun Aesculap BD313R
Forceps B. Braun Aesculap BD35
Heating mat Gaymar Industries "T/Pump"
Hemostatic gauze Ethicon Tabotamp
Heparin-Natrium 25 000 I.E. Ratiopharm No Catalog Number available
Isofluran CP CP-Pharma No Catalog Number available
Large-pored sieve (stainless steel) Forschungswerkstätten Hannover Medical School No Catalog Number available
Lidocaine Astra Zeneca 2 % Xylocain
Metamizol-Natrium Ratiopharma Novaminsulfon 500 mg/mL
Micro forceps B. Braun Aesculap BD3361
Micro needle holder Codman, Johnson & Johnson Medical Codmann 80-2003
Micro needle holder B. Braun Aesculap BD336R
Micro needle holder B. Braun Aesculap FD241R
Micro scissors B. Braun Aesculap FD101R
Micro scissors B. Braun Aesculap FM471R
Needle holder B. Braun Aesculap BM221R
Penicillin/Streptomycin/Glutamine (100x) PAA P11-010
Peripheral venous catheter (18 G) B. Braun 4268334B
Peripheral venous catheter (22 G) B. Braun 4268091B
Probe pointed scissors B. Braun Aesculap BC030R
Retractors Forschungswerkstätten Hannover Medical School No Catalog Number available
RPMI culture medium Lonza BE12-702F
Saline solution (NaCl 0.9 %) Baxter No Catalog Number available
Scissors B. Braun Aesculap BC414
Surgical microscope Carl-Zeiss OPMI-MDM
Sutures (anastomoses) Catgut Mariderm 8-0 monofil
Sutures (ligature) Resorba Silk 5-0 polyfil
Sutures (skin, fascia) Ethicon Mersilene 3-0
Syringe (1 mL) B. Braun 9166017V
Syringe (10 mL) B. Braun 4606108V
Syringe (20 mL) B. Braun 4606205V
Vascular clamp B. Braun Aesculap FB708R

Referencias

  1. Abbott, C. P., et al. A Technique for Heart Transplantation In the Rat. Archives of Surgery. 89 (4), 645-652 (1964).
  2. Tomita, F. Heart homotransplantation in the rat. Sapporo igaku zasshi. The Sapporo Medical Journal. 30 (4), 165-183 (1966).
  3. Ono, K., Lindsey, E. S. Improved technique of heart transplantation in rats. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 57 (2), 225-229 (1969).
  4. Wen, P., et al. A simple technique for a new working heterotopic heart transplantation model in rats. Transplantation Proceedings. 45 (6), 2522-2526 (2013).
  5. Benke, K., et al. Heterotopic abdominal rat heart transplantation as a model to investigate volume dependency of myocardial remodeling. Transplantation. 101 (3), 498-505 (2017).
  6. Kearns, M. J., et al. Rat Heterotopic Abdominal Heart/Single-lung Transplantation in a Volume-loaded Configuration. Journal of Visualized Experiments. (99), 52418 (2015).
  7. Ibrahim, M., et al. Heterotopic abdominal heart transplantation in rats for functional studies of ventricular unloading. The Journal of Surgical Research. 179 (1), e31-e39 (2013).
  8. Liu, F., Kang, S. M. Heterotopic heart transplantation in mice. Journal of Visualized Experiments. (6), 238 (2007).
  9. Lu, W., et al. A new simplified volume-loaded heterotopic rabbit heart transplant model with improved techniques and a standard operating procedure. Journal of Thoracic Disease. 7 (4), 653-661 (2015).
  10. Kitahara, H., et al. Heterotopic transplantation of a decellularized and recellularized whole porcine heart. Interactive Cardiovascular and Thoracic Surgery. 22 (5), 571-579 (2016).
  11. Kadner, A., et al. Heterotopic heart transplantation: experimental development and clinical experience. European Journal of Cardiothoracic Surgery. 17 (4), 474-481 (2000).
  12. Zinöcker, S., et al. Immune reconstitution and graft-versus-host reactions in rat models of allogeneic hematopoietic cell transplantation. Frontiers in Immunology. 3 (NOV), 1-12 (2012).
  13. Klempnauer, J., et al. Genetic control of rat heart allograft rejection: effect of different MHC and non-MHC incompatibilities. Immunogenetics. 30, 81-88 (1989).
  14. Huang, G., et al. Genetic manipulations in the rat: Progress and prospects. Current Opinion in Nephrology and Hypertension. 20 (4), 391-399 (2011).
  15. Gordon, C. R., et al. Pulse doppler and M-mode to assess viability of cardiac allografts using heterotopic femoral heart transplantation in rats. Microsurgery. 27 (4), 240-244 (2007).
  16. Gordon, C. R., et al. A new modified technique for heterotopic femoral heart transplantation in rats. The Journal of Surgical Research. 139 (2), 157-163 (2007).
  17. Ma, Y., Wang, G. Comparison of 2 heterotopic heart transplant techniques in rats: cervical and abdominal heart. Experimental and Clinical Transplantation. 9 (2), 128-133 (2011).
  18. Bektas, H., et al. Differential effect of donor-specific blood transfusions after kidney, heart, pancreas, and skin transplantation in major histocompatibility complex-incompatible rats. Transfusion. 37 (2), 226-230 (1997).
  19. Saiho, K. O., et al. Long-term allograft acceptance induced by single dose anti-leukocyte common antigen (RT7) antibody in the rat. Transplantation. 71 (8), 1124-1131 (2001).
  20. Bektas, H., et al. Blood transfers infectious immunologic tolerance in MHC-incompatible heart transplantation in rats. Journal of Heart and Lung Transplantation. 24 (5), 614-617 (2005).
  21. Jäger, M. D., et al. Sirolimus promotes tolerance for donor and recipient antigens after MHC class II disparate bone marrow transplantation in rats. Experimental Hematology. 35 (1), 164-170 (2007).
  22. Timrott, K., et al. Application of allogeneic bone marrow cells in view of residual alloreactivity: Sirolimus but not cyclosporine evolves tolerogenic properties. PLoS ONE. 10 (4), 1-16 (2015).
  23. Hadamitzky, M., et al. Memory-updating abrogates extinction of learned immunosuppression. Brain, Behavior, and Immunity. 52, 40-48 (2016).
  24. Beetz, O., et al. Recipient natural killer cells alter the course of rejection of allogeneic heart grafts in rats. Plos One. 14 (8), e0220546 (2019).
  25. Hirschburger, M., et al. Nicotine Attenuates Macrophage Infiltration in Rat Lung Allografts. The Journal of Heart and Lung Transplantation. 28 (5), 493-500 (2009).
  26. Ruzza, A., et al. Heterotopic heart transplantation in rats: improved anesthetic and surgical technique. Transplantation Proceedings. 42 (9), 3828-3832 (2010).
  27. Wang, D., et al. A simplified technique for heart transplantation in rats: abdominal vessel branch-sparing and modified venotomy. Microsurgery. 26 (6), 470-472 (2006).
  28. Wang, C., et al. A modified method for heterotopic mouse heart transplantion. Journal of Visualized Experiments. (88), (2014).
  29. Al-Amran, F. G., Shahkolahi, M. M. Total arterial anastomosis heterotopic heart transplantation model. Transplantation Proceedings. 45 (2), 625-629 (2013).
  30. Hoerstrup, S. P., et al. Modified technique for heterotopic rat heart transplantation under cardioplegic arrest. Journal of Investigative Surgery. 13 (2), 73-77 (2000).
  31. Fry, D. L. Acute vascular endothelial changes associated with increased blood velocity gradients. Circulation Research. 22 (2), 165-197 (1968).
  32. Ahmadi, A. R., et al. Orthotopic Rat Kidney Transplantation: A Novel and Simplified Surgical Approach. Journal of Visualized Experiments. (147), (2019).
  33. Schmid, C., et al. Successful heterotopic heart transplantation in rat. Microsurgery. 15 (4), 279-281 (1994).
  34. Shan, J., et al. A modified technique for heterotopic heart transplantation in rats. Journal of Surgical Research. 164 (1), 155-161 (2010).
  35. Moris, D., et al. Mechanisms of liver-induced tolerance. Current Opinion in Organ Transplantation. 22 (1), 71-78 (2017).
  36. Bickerstaff, A. A., et al. Murine renal allografts: spontaneous acceptance is associated with regulated T cell-mediated immunity. Journal of Immunology. 167 (9), 4821-4827 (2001).
  37. Mottram, P. L., et al. Electrocardiographic monitoring of cardiac transplants in mice. Cardiovascular Research. 22 (5), 315-321 (1988).
  38. Torre-Amione, G., et al. Decreased expression of tumor necrosis factor-α in failing human myocardium after mechanical circulatory support: A potential mechanism for cardiac recovery. Circulation. 100 (11), 1189-1193 (1999).
  39. Goldstein, D. J., et al. Circulatory resuscitation with left ventricular assist device support reduces interleukins 6 and 8 levels. The Annals of Thoracic Surgery. 63 (4), 971-974 (1997).
  40. Tang-Quan, K. R., et al. Non-volume-loaded heart provides a more relevant heterotopic transplantation model. Transplant Immunology. 23 (1-2), 65-70 (2010).
  41. Lakhal-Naouar, I., et al. Transcutaneous immunization using SLA or rLACK skews the immune response towards a Th1 profile but fails to protect BALB/c mice against a Leishmania major challenge. Vaccine. 37 (3), 516-523 (2019).
  42. Sousa-Batista, A. J., et al. Novel and safe single-dose treatment of cutaneous leishmaniasis with implantable amphotericin B-loaded microparticles. International Journal for Parasitology: Drugs and Drug Resistance. , (2019).

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Weigle, C. A., Lieke, T., Vondran, F. W. R., Timrott, K., Klempnauer, J., Beetz, O. An Immunological Model for Heterotopic Heart and Cardiac Muscle Cell Transplantation in Rats. J. Vis. Exp. (159), e60956, doi:10.3791/60956 (2020).

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