Summary

Système hybride de micropropulsion avec sonde opto-Silicon récupérable et tetrode pour l'enregistrement à haute densité de dual-Site dans les souris en mouvement libre

Published: August 10, 2019
doi:

Summary

Ce protocole décrit la construction d’un réseau hybride de micropropulsion qui permet l’implantation de neuf tétrodes réglables indépendamment et d’une sonde opto-silicium réglable dans deux régions du cerveau chez des souris en mouvement libre. Une méthode de récupération et de réutilisation sécuritaire de la sonde opto-silicium à des fins multiples est également démontrée.

Abstract

Les enregistrements neuronaux multirégionaux peuvent fournir des informations cruciales pour comprendre les interactions à l’échelle des temps fins entre plusieurs régions du cerveau. Cependant, les conceptions conventionnelles de micropropulsion permettent souvent seulement l’utilisation d’un type d’électrode pour enregistrer à partir de régions simples ou multiples, limitant le rendement des enregistrements de profil d’une unité ou de profondeur. Il limite également souvent la capacité de combiner des enregistrements d’électrodes avec des outils optogénétiques pour cibler l’activité spécifique de la voie et/ou du type cellulaire. Présenté ici est un tableau hybride de microdrive pour les souris en mouvement libre pour optimiser le rendement et une description de sa fabrication et la réutilisation du tableau de microdrive. La conception actuelle utilise neuf tétrodes et une sonde opto-silicium implantée dans deux zones cérébrales différentes simultanément chez des souris en mouvement libre. Les tétrodes et la sonde opto-silicium sont réglables indépendamment le long de l’axe dorsoventral dans le cerveau pour maximiser le rendement des activités unitaires et oscillatoires. Ce tableau de micropropulsion intègre également une configuration pour la lumière, la médiation de la manipulation optogénétique pour étudier les réponses régionales ou de type cellulaire-spécifiques et les fonctions des circuits neuronaux à longue portée. En outre, la sonde opto-silicium peut être récupérée et réutilisée en toute sécurité après chaque expérience. Étant donné que le réseau de micropropulsions se compose de pièces imprimées en 3D, la conception des microdrives peut être facilement modifiée pour s’adapter à divers paramètres. La conception du réseau de micropropulsions et la façon d’attacher la fibre optique à une sonde de silicium pour des expériences d’optogénétique, suivies de la fabrication du faisceau de tétrodes et de l’implantation du tableau dans un cerveau de souris. L’enregistrement des potentiels locaux de champ et de l’unité de pointe combiné avec la stimulation optogénétique démontrent également la faisabilité du système de réseau de microdrive chez les souris librement en mouvement.

Introduction

Il est crucial de comprendre comment l’activité neuronale soutient le processus cognitif, comme l’apprentissage et la mémoire, en étudiant comment différentes régions du cerveau interagissent dynamiquement les unes avec les autres. Pour élucider la dynamique de l’activité neuronale sous-jacente aux tâches cognitives, l’électrophysiologie extracellulaire à grande échelle a été menée chez des animaux en mouvement libre à l’aide de réseaux de micropropulsion s’ilsnesontpasdotés de 2,3, 4. Au cours des deux dernières décennies, plusieurs types de micropropulsion ont été développés pour implanter des électrodes dans de multiples régions du cerveau pour les rats5,6,7,8 et les souris9, 10 Ans et plus , 11 Ans, états-unis ( , 12. Néanmoins, les conceptions actuelles de micropropulsion ne permettent généralement pas l’utilisation de plusieurs types de sondes, ce qui oblige les chercheurs à choisir un seul type d’électrode avec des avantages et des limitations spécifiques. Par exemple, les tableaux de tétrode fonctionnent bien pour les régions du cerveau densément peuplées telles que l’hippocampe dorsal CA11,13, tandis que les sondes de silicium donnent un meilleur profil géométrique pour l’étude des connexions anatomiques14 , 15.

Les tetrodes et les sondes de silicium sont souvent utilisées pour l’enregistrement chronique in vivo, et chacune a ses propres avantages et inconvénients. Il a été prouvé que les tetrodes présentent des avantagessignificatifs dans un meilleur isolement unitaire que les électrodes 16,17, en plus de la rentabilité et de la rigidité mécanique. Ils fournissent également des rendements plus élevés des activités unitaires lorsqu’ils sont combinés avec des microdrives8,18,19,20. Il est essentiel d’augmenter le nombre de neurones enregistrés simultanément pour comprendre la fonction des circuits neuronaux21. Par exemple, un grand nombre de cellules sont nécessaires pour étudier de petites populations de types de cellules fonctionnellement hétérogènes telles que le temps liéà 22 ou la récompense codant23 cellules. Des nombres de cellules beaucoup plus élevés sont nécessaires pour améliorer la qualité de décodage des séquences de pointes13,24,25.

Les tétrodes, cependant, ont un inconvénient dans l’enregistrement des cellules spatialement distribuées, comme dans le cortex ou le thalamus. Contrairement aux tétrodes, les sondes de silicium peuvent fournir la distribution spatiale et l’interaction des potentiels locaux de champ (LFP) et des activités de pointe au sein d’une structure locale14,26. Les sondes de silicium multi-tiges augmentent encore le nombre de sites d’enregistrement et permettent l’enregistrement à travers les structures simples ou voisines27. Cependant, ces tableaux sont moins flexibles dans le positionnement des sites d’électrodes par rapport aux tétrodes. En outre, des algorithmes complexes de tri des pointes sont nécessaires dans les sondes à haute densité pour extraire des informations sur les potentiels d’action des canaux voisins pour refléter les données acquises par les tétrodes28,29,30. Par conséquent, le rendement global des unités individuelles est souvent inférieur à celui des tétrodes. De plus, les sondes de silicium sont désavantageuses en raison de leur fragilité et de leur coût élevé. Ainsi, le choix des sondes de tetrodes vs de silicium dépend de l’objectif de l’enregistrement, qui est une question de savoir si l’obtention d’un rendement élevé d’unités uniques ou de profilage spatial sur les sites d’enregistrement est prioritaire.

En plus d’enregistrer l’activité neuronale, la manipulation optogénétique est devenue l’un des outils les plus puissants en neurosciences pour examiner comment des types de cellules spécifiques et / ou des voies contribuent aux fonctions du circuit neuronal13,31, 32,33. Cependant, les expériences optogénétiques exigent la considération additionnelle dans la conception de réseau de microdrive pour attacher le connecteur de fibre aux sources lumineuses de stimulation34,35,36. Souvent, la connexion de la fibre optique nécessite une force relativement importante, ce qui peut conduire à un changement mécanique de la sonde dans le cerveau. Par conséquent, il n’est pas une tâche triviale de combiner une fibre optique implantable à des réseaux de micropropulsion conventionnels.

Pour les raisons ci-dessus, les chercheurs sont tenus d’optimiser le choix du type d’électrode ou d’implanter une fibre optique en fonction de l’objectif de l’enregistrement. Par exemple, les tétrodes sont utilisées pour obtenir un rendement unitaire plus élevé dans l’hippocampe1,13, tandis que les sondes de silicium sont utilisées pour étudier le profil de profondeur laminaire des zones corticales, telles que le cortex entorhinal médial (MEC)37. Actuellement, des microdrives pour l’implantation simultanée de tétrodes et de sondes de silicium avaient été signalés pour les rats5,11. Cependant, il est extrêmement difficile d’implanter plusieurs tétrodes et sondes de silicium chez la souris en raison du poids des microdrives, de l’espace limité sur la tête de la souris et des exigences spatiales pour concevoir le microdrive pour employer différentes sondes. Bien qu’il soit possible d’implanter des sondes de silicium sans micropropulsion, cette procédure ne permet pas l’ajustement de la sonde et abaisse le taux de réussite de la récupération de silicium-sonde12,38. En outre, les expériences optogénétiques nécessitent des considérations supplémentaires dans la conception de réseaux de micropropulsions. Ce protocole montre comment construire et implanter un réseau de micropropulsion pour l’enregistrement chronique chez les souris en mouvement libre, ce qui permet l’implantation de neuf tétrodes réglables indépendamment et d’une sonde opto-silicium réglable. Ce réseau de micropropulsionfacilite également les expériences optogénétiques et la récupération de la sonde de silicium.

Protocol

Toutes les méthodes décrites ici ont été approuvées par l’Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) de l’University of Texas Southwestern Medical Center. 1. Préparation des pièces de réseau de micropropulsion Imprimez les pièces du tableau de micropropulsion à l’aide d’une imprimante 3D à l’aide de résine de modèle dentaire (Figure 1A,B). Assurez-vous que l’épaisseur des couches imprimées en 3D est inférieure à 50 m pour garder les petits t…

Representative Results

Le réseau de micropropulsion a été construit dans les 5 jours. La chronologie de la préparation des micropropulsions est décrite dans le tableau 2. Utilisant ce microdrive, neuf tétrodes et une sonde de silicium ont été implantées dans le CA1 hippocampal et le MEC de la souris [21 semaines/29 g de poids corporel mâle pOxr1-Cre (C57BL/6 fond)], respectivement. Cette souris transgénique exprime Cre dans mec couche III neurones pyramidaux. La souris a été injectée avec 200 nL d’AAV5-DIO-ChR2-Y…

Discussion

Le protocole montre comment construire et implanter un réseau hybride de micropropulsion qui permet l’enregistrement des activités neuronales à partir de deux zones du cerveau à l’aide de tétrodes réglables indépendantes et d’une sonde de silicium chez les souris qui se comportent librement. Il démontre également des expériences optogénétiques et la récupération de la sonde de silicium après des expériences. Tandis que la sonde de silicium réglable33 ou l’implantation de sonde d’o…

Divulgaciones

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Ce travail a été soutenu en partie par la Japan Society for the Promotion of Science Overseas Research Fellowships (HO), Le Programme des boursiers dotés (TK), le Human Frontier Science Program (TK), la Brain Research Foundation (TK), faculty Science and Technology Acquisition et Le Programme de rétention (TK), la Fondation pour la recherche sur le cerveau et le comportement (TK) et la subvention de recherche de la Fondation Sumitomo (JY), la subvention de recherche pour les jeunes chercheurs du NARSAD (JY). Nous remercions W. Marks pour ses précieux commentaires et suggestions lors de la préparation du manuscrit.

Materials

#00-90 screw J.I. Morris #00-90-1/8 EIB screws
#0-80 nut Small Parts B00DGB7CT2 brass nut for holding fiber ferrule holder
#0-80 screw Small Parts B000FMZ57G brass machine screw for probe connector mount, fiber ferrule holder, and shielding cone
22 Ga polyetheretherketone tubes Small Parts SLPT-22-24 for attaching to the shuttle, 0.025 inches inner diameter
23 Ga stainless tubing Small Parts HTX-23R for tetrode
23 Ga stainless wire Small Parts HTX-23R-24-10 for L-shape/support wire
26 Ga stainless wire Small Parts GWX-0200 for guide-posts
30 Ga stainless wire Small Parts HTX-30R for tetrode
3-D CAD software package Dassault Systèmes SolidWorks 2003
3D printer FormLab Form2
5.5mil polyimide insulating tubes HPC Medical 72113900001-012
aluminum foil tape Tyco Tyco Adhesives 617022 Aluminum Foil Tape for the alternative shielding cone
conductive paste YSHIELD HSF54 for shielding cone
customized screws for silicon-probe microdrive AMT UNM1.25-HalfMoon half-moon stainless screw, 1.5 mm diameter, 300 µm thread pitch
customized screws for tetrode microdrive AMT Yamamoto_0000-160_9mm slotted stainless screw, 0.5 mm diameter, 160 µm thread pitch, custom-made to order for our design
dental acrylic Stoelting 51459
dental model resin FormLab RS-F2-DMBE-02
Dremel rotary tool Dremel model 800 a grinder
drill bit Fine Science Tool 19007-05
electric interface board Neuralynx EIB-36-Narrow
epoxy Devcon GLU-735.90 5 minutes epoxy
eye ointment Dechra Puralube Ophthalmic Ointment to prevent mice eyes from drying during surgery
fiber polishing sheet Thorlabs LFG5P for polishing the optical fiber
fine tweezers Protech International 15-368 for loading/recovering the silicon probe
gold pins Neuralynx EIB Pins Small
ground wire A-M Systems 781500 0.010 inch bare silver wire
headstage preamp Neuralynx HS-36
impedance meter BAK electronics Model IMP-2 1 kHz testing frequency
mineral oil ZONA 36-105 for lubricating screws and wires
optical fiber Doric MFC_200/260-0.22_50mm_ZF1.25(G)_FLT
Recording system Neuralynx Digital Lynx 4SX
ruby fiber scribe Thorlabs S90R for cleaving the optical fiber
silicon grease Fine Science Tool 29051-45
silicon probe Neuronexus A1x32-Edge-5mm-20-177 Fig. 3, 4A, 4B, 5
silicon probe Neuronexus A1x32-6mm-50-177 Fig. 4C
silicon probe washing solution Alcon AL10078844 contact lens cleaner
silicone lubber Smooth-On Dragon Skin 10 FAST for preparation of microdrive mold
silver paint GC electronic 22-023 silver print II coating, used for ground wires
skull screw Otto Frei 2647-10AC 0.8 mm diameter, 0.200 mm thread pitch
standard surgical scissors ROBOZ RS-5880
stereotaxic apparatus Kopf Model 942
super glue Loctite LOC230992 for applying to guide-posts
surgical tweezers ROBOZ RS-5135
Tetrode Twister Jun Yamamoto TT-01
tetrode wires Sandvik PX000004

Referencias

  1. Wilson, M. A., McNaughton, B. L. Dynamics of the hippocampal ensemble code for space. Science. 261 (5124), 1055-1058 (1993).
  2. Gothard, K. M., Skaggs, W. E., Moore, K. M., McNaughton, B. L. Binding of hippocampal CA1 neural activity to multiple reference frames in a landmark-based navigation task. The Journal of Neuroscience. 16 (2), 823-835 (1996).
  3. Keating, J. G., Gerstein, G. L. A chronic multi-electrode microdrive for small animals. Journal of Neuroscience Methods. 117 (2), 201-206 (2002).
  4. Winson, J. A compact micro-electrode assembly for recording from the freely moving rat. Electroencephalography and Clinical Neurophysiology. 35 (2), 215-217 (1973).
  5. Michon, F., et al. Integration of silicon-based neural probes and micro-drive arrays for chronic recording of large populations of neurons in behaving animals. Journal of Neural Engineering. 13 (4), 046018 (2016).
  6. Lansink, C. S., et al. A split microdrive for simultaneous multi-electrode recordings from two brain areas in awake small animals. Journal of Neuroscience Methods. 162 (1-2), 129-138 (2007).
  7. Billard, M. W., Bahari, F., Kimbugwe, J., Alloway, K. D., Gluckman, B. J. The systemDrive: a Multisite, Multiregion Microdrive with Independent Drive Axis Angling for Chronic Multimodal Systems Neuroscience Recordings in Freely Behaving Animals. eNeuro. 5 (6), (2018).
  8. Kloosterman, F., et al. Micro-drive array for chronic in vivo recording: drive fabrication. Journal of Visualized Experiments. (26), (2009).
  9. Lu, P. L., et al. Microdrive with Two Independent Moveable Sets for Wide-Ranging, Multi-Site, Multi-Channel Brain Recordings. Journal of Medical and Biological Engineering. 34 (4), 341-346 (2014).
  10. Haiss, F., Butovas, S. A miniaturized chronic microelectrode drive for awake behaving head restrained mice and rats. Journal of Neuroscience Methods. 187 (1), 67-72 (2010).
  11. Headley, D. B., DeLucca, M. V., Haufler, D., Pare, D. Incorporating 3D-printing technology in the design of head-caps and electrode drives for recording neurons in multiple brain regions. Journal of Neurophysiology. 113 (7), 2721-2732 (2015).
  12. Voigts, J., Siegle, J. H., Pritchett, D. L., Moore, C. I. The flexDrive: an ultra-light implant for optical control and highly parallel chronic recording of neuronal ensembles in freely moving mice. Frontiers in Systems Neuroscience. 7, 8 (2013).
  13. Yamamoto, J., Tonegawa, S. Direct Medial Entorhinal Cortex Input to Hippocampal CA1 Is Crucial for Extended Quiet Awake Replay. Neuron. 96 (1), 217-227 (2017).
  14. Schomburg, E. W., et al. Theta phase segregation of input-specific gamma patterns in entorhinal-hippocampal networks. Neuron. 84 (2), 470-485 (2014).
  15. Fernandez-Ruiz, A., et al. Entorhinal-CA3 Dual-Input Control of Spike Timing in the Hippocampus by Theta-Gamma Coupling. Neuron. 93 (5), 1213-1226 (2017).
  16. Rey, H. G., Pedreira, C., Quian Quiroga, R. Past, present and future of spike sorting techniques. Brain Research Bulletin. 119 (Pt B), 106-117 (2015).
  17. Gray, C. M., Maldonado, P. E., Wilson, M., McNaughton, B. Tetrodes markedly improve the reliability and yield of multiple single-unit isolation from multi-unit recordings in cat striate cortex. Journal of Neuroscience Methods. 63 (1-2), 43-54 (1995).
  18. Yamamoto, J., Wilson, M. A. Large-scale chronically implantable precision motorized microdrive array for freely behaving animals. Journal of Neurophysiology. 100 (4), 2430-2440 (2008).
  19. Nguyen, D. P., et al. Micro-drive array for chronic in vivo recording: tetrode assembly. Journal of Visualized Experiments. (26), (2009).
  20. Lu, L., Popeney, B., Dickman, J. D., Angelaki, D. E. Construction of an Improved Multi-Tetrode Hyperdrive for Large-Scale Neural Recording in Behaving Rats. Journal of Visualized Experiments. (135), (2018).
  21. Jun, J. J., et al. Fully integrated silicon probes for high-density recording of neural activity. Nature. 551 (7679), 232-236 (2017).
  22. Pastalkova, E., Itskov, V., Amarasingham, A., Buzsaki, G. Internally generated cell assembly sequences in the rat hippocampus. Science. 321 (5894), 1322-1327 (2008).
  23. Gauthier, J. L., Tank, D. W. A Dedicated Population for Reward Coding in the Hippocampus. Neuron. 99 (1), 179-193 (2018).
  24. Davidson, T. J., Kloosterman, F., Wilson, M. A. Hippocampal replay of extended experience. Neuron. 63 (4), 497-507 (2009).
  25. Gerwinn, S., Macke, J., Bethge, M. Bayesian population decoding of spiking neurons. Frontiers in Computational Neuroscience. 3, 21 (2009).
  26. Sakata, S., Harris, K. D. Laminar structure of spontaneous and sensory-evoked population activity in auditory cortex. Neuron. 64 (3), 404-418 (2009).
  27. Csicsvari, J., et al. Massively parallel recording of unit and local field potentials with silicon-based electrodes. Journal of Neurophysiology. 90 (2), 1314-1323 (2003).
  28. Harris, K. D., Quiroga, R. Q., Freeman, J., Smith, S. L. Improving data quality in neuronal population recordings. Nature Neuroscience. 19 (9), 1165-1174 (2016).
  29. Hilgen, G., et al. Unsupervised Spike Sorting for Large-Scale, High-Density Multielectrode Arrays. Cell Reports. 18 (10), 2521-2532 (2017).
  30. Rossant, C., et al. Spike sorting for large, dense electrode arrays. Nature neuroscience. 19 (4), 634-641 (2016).
  31. Iseri, E., Kuzum, D. Implantable optoelectronic probes for in vivo optogenetics. Journal of Neural Engineering. 14 (3), 031001 (2017).
  32. Klapoetke, N. C., et al. Independent optical excitation of distinct neural populations. Nature Methods. 11 (3), 338-346 (2014).
  33. Yamamoto, J., Suh, J., Takeuchi, D., Tonegawa, S. Successful execution of working memory linked to synchronized high-frequency gamma oscillations. Cell. 157 (4), 845-857 (2014).
  34. Rangel Guerrero, D. K., Donnett, J. G., Csicsvari, J., Kovacs, K. A. Tetrode Recording from the Hippocampus of Behaving Mice Coupled with Four-Point-Irradiation Closed-Loop Optogenetics: A Technique to Study the Contribution of Hippocampal SWR Events to Learning. eNeuro. 5 (4), (2018).
  35. Liang, L., et al. Integrated and Quick-to-Assemble (SLIQ) Hyperdrives for Functional Circuit Dissection. Frontiers in Neural Circuits. 11, 8 (2017).
  36. Chung, J., Sharif, F., Jung, D., Kim, S., Royer, S. Micro-drive and headgear for chronic implant and recovery of optoelectronic probes. Scientific Reports. 7 (1), 2773 (2017).
  37. Quilichini, P., Sirota, A., Buzsaki, G. Intrinsic circuit organization and theta-gamma oscillation dynamics in the entorhinal cortex of the rat. The Journal of Neuroscience. 30 (33), 11128-11142 (2010).
  38. Sauer, J. F., Struber, M., Bartos, M. Recording Spatially Restricted Oscillations in the Hippocampus of Behaving Mice. Journal of Visualized Experiments. (137), (2018).
  39. Shikano, Y., Sasaki, T., Ikegaya, Y. Simultaneous Recordings of Cortical Local Field Potentials, Electrocardiogram, Electromyogram, and Breathing Rhythm from a Freely Moving Rat. Journal of Visualized Experiments. (134), (2018).
  40. Brunetti, P. M., et al. Design and fabrication of ultralight weight, adjustable multi-electrode probes for electrophysiological recordings in mice. Journal of Visualized Experiments. 91 (91), e51675 (2014).
  41. Battaglia, F. P., et al. The Lantern: an ultra-light micro-drive for multi-tetrode recordings in mice and other small animals. Journal of Neuroscience Methods. 178 (2), 291-300 (2009).
  42. Gage, G. J., Kipke, D. R., Shain, W. Whole animal perfusion fixation for rodents. Journal of Visualized Experiments. (65), (2012).
  43. Suh, J., Rivest, A. J., Nakashiba, T., Tominaga, T., Tonegawa, S. Entorhinal cortex layer III input to the hippocampus is crucial for temporal association memory. Science. 334 (6061), 1415-1420 (2011).
  44. Royer, S., et al. Multi-array silicon probes with integrated optical fibers: light-assisted perturbation and recording of local neural circuits in the behaving animal. The European Journal of Neuroscience. 31 (12), 2279-2291 (2010).
  45. Steinmetz, N. A., Koch, C., Harris, K. D., Carandini, M. Challenges and opportunities for large-scale electrophysiology with Neuropixels probes. Current Opinion in Neurobiology. 50, 92-100 (2018).
  46. Jones, M. W., Wilson, M. A. Theta rhythms coordinate hippocampal-prefrontal interactions in a spatial memory task. PLoS Biology. 3 (12), e402 (2005).
  47. Frank, L. M., Brown, E. N., Wilson, M. A. A comparison of the firing properties of putative excitatory and inhibitory neurons from CA1 and the entorhinal cortex. Journal of Neurophysiology. 86 (4), 2029-2040 (2001).
  48. Kitamura, T., et al. Eng and circuits crucial for systems consolidation of a memory. Science. 356 (6333), 73-78 (2017).
  49. McGaugh, J. L., Cahill, L., Roozendaal, B. Involvement of the amygdala in memory storage: interaction with other brain systems. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 93 (24), 13508-13514 (1996).
  50. Frankland, P. W., Bontempi, B., Talton, L. E., Kaczmarek, L., Silva, A. J. The involvement of the anterior cingulate cortex in remote contextual fear memory. Science. 304 (5672), 881-883 (2004).
  51. Mikulovic, S., et al. On the photovoltaic effect in local field potential recordings. Neurophotonics. 3 (1), 015002 (2016).
  52. Kuleshova, E. P. Optogenetics – New Potentials for Electrophysiology. Neuroscience and Behavioral Physiology. 49 (2), 169-177 (2019).
  53. Meng, E., Hoang, T. MEMS-enabled implantable drug infusion pumps for laboratory animal research, preclinical, and clinical applications. Advanced Drug Delivery Reviews. 64 (14), 1628-1638 (2012).
  54. Hu, S., et al. Dietary Fat, but Not Protein or Carbohydrate, Regulates Energy Intake and Causes Adiposity in Mice. Cell Metabolism. 28 (3), 415-431 (2018).
  55. Yang, Y., Smith, D. L., Keating, K. D., Allison, D. B., Nagy, T. R. Variations in body weight, food intake and body composition after long-term high-fat diet feeding in C57BL/6J mice. Obesity. 22 (10), 2147-2155 (2014).
  56. Morton, D. B., et al. Refinements in telemetry procedures. Seventh report of the BVAAWF/FRAME/RSPCA/UFAW Joint Working Group on Refinement, Part A. Laboratory Animals. 37 (4), 261-299 (2003).
  57. Lidster, K., et al. Opportunities for improving animal welfare in rodent models of epilepsy and seizures. Journal of Neuroscience Methods. 260, 2-25 (2016).
  58. Lin, L., et al. Large-scale neural ensemble recording in the brains of freely behaving mice. Journal of Neuroscience Methods. 155 (1), 28-38 (2006).
  59. Kislin, M., et al. Flat-floored air-lifted platform: a new method for combining behavior with microscopy or electrophysiology on awake freely moving rodents. Journal of Visualized Experiments. (88), e51869 (2014).
  60. Gaskill, B. N., Karas, A. Z., Garner, J. P., Pritchett-Corning, K. R. Nest building as an indicator of health and welfare in laboratory mice. Journal of Visualized Experiments. (82), 51012 (2013).
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Osanai, H., Kitamura, T., Yamamoto, J. Hybrid Microdrive System with Recoverable Opto-Silicon Probe and Tetrode for Dual-Site High Density Recording in Freely Moving Mice. J. Vis. Exp. (150), e60028, doi:10.3791/60028 (2019).

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