تقييم غير الغازية لوظيفة العضلات دورسيفليكسور في الفئران
Summary
قياس الهيكل العظمى والعضلات القوارض الهوس الدالة هو أداة مفيدة يمكن استخدامها لتتبع تطور المرض، فضلا عن فعالية التدخل العلاجي. يصف لنا هنا غير الغازية، في فيفو تقييم العضلات دورسيفليكسور التي يمكن أن تتكرر على مر الزمن في الماوس نفسه.
Abstract
تقييم الدالة الهوس الهيكل العظمى والعضلات مقياس هام لكلا السريرية وأغراض البحث. ظروف عديدة يمكن أن تؤثر سلبا على الهيكل العظمى والعضلات. وهذا يمكن أن يؤدي فقدان كتلة العضلات (ضمور) و/أو فقدان جودة العضلات (خفضت قوة كل وحدة العضلات الشامل)، كلاهما انتشارا في الأمراض المزمنة والأمراض الخاصة بالعضلات والتثبيت والشيخوخة (ساركوبينيا). يمكن تقييم وظيفة الهيكل العظمى والعضلات في الحيوانات بمجموعة من الاختبارات المختلفة. اختبارات جميع القيود المتصلة ببيئة الاختبار الفسيولوجي، واختيار اختبار معين غالباً ما يعتمد على طبيعة التجارب. هنا، يمكننا وصف أسلوب غير الغازية المجراة في، ، التي تشمل إجراء تقييم مفيدة وسهلة لقوة التردد-منحنى (تقصي) في الفئران التي يمكن أن يؤديها على الحيوان نفسه على مر الزمن. وهذا يسمح برصد تطور المرض و/أو مدى فعالية العلاج العلاجية المحتملة.
Introduction
الهيكل العظمى والعضلات هو أنسجة الأيض هامة التي تضم حوالي 40% وزن الجسم الكلي. أنها تلعب دوراً حاسما في السيطرة على الطاقة الأيض والتوازن1. الهيكل العظمى والعضلات الجماهيري يتم الاحتفاظ بتوازن دقيق بين معدلات البروتين التوليف وتدهور1. العديد من الحالات المرضية تؤثر على هذه العمليات في الهيكل العظمى والعضلات، مما يؤدي إلى خسارة صافية في العضلات (ضمور). هذه تشمل، ولكنها لا تقتصر على، السرطان، والإيدز، والشيخوخة، والصوم، واطرافهم التثبيت2،3. في شيخوخة السكان، وفقدان قوة يرتبط بفقدان العضلات الشامل ومؤشرا لحالة جميع الوفيات4. وفي هذا السياق، يوفر تقييما لوظيفة العضلات تدبيرا هاما عند تحديد مدى فعالية الاستراتيجيات العلاجية مكافحة أو منع إضاعة الهيكل العظمى والعضلات، وفقدان وظيفة.
استخدم الباحثون العديد من مختلف النهج ونماذج حيوانية لفهم المسارات الجزيئية من ضمور العضلات5،6 ، والآثار المترتبة على هذه الآليات في العضلات وظيفة الهوس2،3 ،7. ولذلك، ربط التغييرات على المستوى الجزيئي للاختلافات في وظيفة العضلات لا بد في فهم كيف يمكن أن تؤثر التغييرات على مستوى الجزيئي وظيفة العضلات.
وظيفة الهيكل العظمى والعضلات، لا سيما في القوارض الصغيرة، تتم عادة باستخدام ثلاثة إجراءات الموصوفة جيدا8،9 الكشف عن ضعف قوة الإنتاج و/أو رصد تطور المرض. (1) السابقين فيفو؛ حيث العضلات هو إزالتها من الحيوان والمحتضنة في حمام الحل المسابقة لتقييم وظيفة العضلات باستخدام حقل التحفيز10. (2) في الموقع؛ حيث لا يزال مرفق الدانية من العضلات في الحيوان ووتر القاصي متصل بمحول قوة، تسمح وظيفة العضلات التي ينبغي أن تؤديها تحفيز العصب مباشرة11. فيفو في (3)؛ حيث أقطاب توضع تحت الجلد للحصول على القوة العضلية العصبية أثارت إنتاج9،12. بينما هذه الإجراءات الثلاثة تستخدم لأغراض مختلفة، كل منها لديها مزايا وعيوب. ولذلك، من المهم تحديد طريقة مناسبة استناداً إلى هدف الدراسة. القيد الرئيسي مع السابقين فيفو التجارب هو إزالة العضلات من بيئتها الطبيعية واستخدام التحفيز في الميدان. الأسلوب في الموقع الذي يحافظ على إمدادات دم عادي ويستخدم التحفيز عن طريق العصب، ولكن يتم تعديلها في التشريح الطبيعي وطبيعة التجربة من المحطة الطرفية؛ وهكذا، وهذا يجعل العضلات متابعة القياسات الدالة مستحيلة. المجراة في الأسلوب الموصوفة هنا أكثر عن كثب يحاكي الطبيعي علم وظائف الأعضاء في أن التشريح دون عائق وحزمة الأعصاب لا تزال سليمة والتجربة ليست المحطة الطرفية، السماح لتدابير المتابعة داخل الحيوان نفسه على مدى الساعة8.
وهنا يصف لنا إجراء المجراة في أن يسمح قياسات متعددة لوظيفة العضلات في الحيوان نفسه على مر الزمن. هذا الإجراء ينطوي على تقييم عضلات المقصورة المغبنية الأمامية – بما في ذلك anterior(TA) الظنبوبي، باسطة أصابع طويلة (مؤسسة كهرباء لبنان)، وباسطة العضلات طويلة (استكشاف) هاليكوس، المسؤولة عن عطف ظهري – في إجراء غير الغازية بتحفيز العصب (يعرف أيضا باسم الشظوية) الشظوية. تا ينص معظم قوة الكاحل عطف ظهري13، مع فقط أدنى مساهمة من مؤسسة كهرباء لبنان ومشروع استكشاف القانون الإنساني أن مراقبة حركة أصابع القدم. ويضمن هذا البروتوكول غير الطرفية الحفاظ على إمدادات الدم والأعصاب. وهذا يسمح لتحقيق فعالية العلاج وتطور المرض في البيئة الفيزيولوجية الأكثر المتوفرة حاليا في نموذج حيوان بمرور الوقت.
Protocol
Representative Results
Discussion
قياس وظيفة العضلات القصوى الهوس بطريقة دقيقة وقابلة للتكرار أمر حاسم لتقييم التدريجي الوراثية، والايض، والعضلات ظروف17. وبالمثل، وظيفة الهوس المجراة في العضلات يسمح لتقييم علاجات جديدة والمداواة لظروف العضلات المنهكة. علينا أن نظهر هنا قياس الإنتاج قوة العضلات دورسيفليكسور للماوس اللكتات أقل من خلال إجراء المجراة.
المستحضرات التجارية تكون فعالة ومفيدة في تنفيذ هذا الإجراء غير الغازية. هذا الاختبار يوفر مزايا هامة تتصل بتقييم الدالة تقلص العضلات مع الحفاظ على بيئة فسيولوجية أصلية، في الدم التي تظل سليمة على الإمداد وتعصيب. من ناحية أخرى، والعيوب تتعلق بالتطبيع قوة كل وحدة عبر مساحة مقطعية للعضلات (القوة الخاصة)، التي يمكن التأكد منها فقط في العضلات معزولة التي يتم حصادها بعد التجريب. ومع ذلك، الاختبار غير الغازية يسمح قياسات متعددة من الهوس وظيفة العضلات المثنية في الحيوان نفسه مع مرور الوقت، أسفر عن انخفاض إعداد الحيوانات التجريبية، لا سيما إذا كان الهدف تقييم التغيرات النسبية ( التغييرات في القوة المطلقة على مر الزمن).
وهناك الخطوات الهامة التي يجب مراعاتها أثناء هذا الإجراء بغية تحقيق بيانات متسقة أكثر تيميبوينتس. أولاً، ينبغي محاولة توحيد المواقع الحيوانية كلما كان ذلك ممكناً. ثانيا، أثناء إعداد ذلك من المهم أن تكون متسقة مع قطب كهربائي لتحديد المواقع حيث أن التحفيز المثلى يمكن الوصول إليها عن طريق تحفيز العصب الشظوي. ينبغي أن يكون موقع الأقطاب على الجانب الوحشي للساق (الحق في هذه الحالة)، قرب رئيس الشظية وغيره المزيد أسفل الجانب الوحشي للساق (الشكل 2). وبناء على هذا، أقطاب كهربائية مصنوعة خصيصا مصممة على هذا النحو أن كليهما يمكن وضعها في نفس الموقف كل مرة. ومع ذلك، تحفيز كافية يمكن أيضا أن يتحقق استخدام الإبر القطب المقدمة مع المستحضرات التجارية. ثالثا، من الأهمية بمكان لتحقيق قمم السلبية أثناء الإعداد الجهد عن طريق تحويل اتجاه عقارب الساعة محول متصل فوتبلاتي. أظهرت الصحيح من أقطاب الساق الماوس مع الإعداد الحد الأقصى من الجهد لتحديد المواقع لتكون تقنية التي يمكن أن يؤديها على الماوس نفسها على مر الزمن.
القدرة على تقييم وتتبع وظيفة العضلات في تيميبوينتس مختلفة على الحيوان نفسه تقييما هاما لتوصيف الأمراض العضلية المختلفة فضلا عن تقدمهم. وعلاوة على ذلك، يمكن أن يكون هذا القياس من عطف ظهري العضلات في الفئران أداة لتقييم مدى فعالية العلاجات المحتملة في بيئة فسيولوجية أصلية، مع الحد الأدنى من الإجهاد الأيضي12. وهكذا، يوفر تقنية في تقييم علاج المرض وتطور وإمكانات العضلات.
Divulgaciones
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
وكان التمويل من هذا المشروع من المدرسة لممارسة وعلوم التغذية، جامعة ديكين. الكتاب يود أن يشكر السيد أندرو هوارث لعمله واسعة النطاق في الاستفادة المثلى من جهاز كهربائي.
Materials
| 1300A: 3-in-1 Whole Animal System – Mouse | Aurora Scientific Inc. | 305C-LR: Dual-Mode Footplate; 605A: Dynamic Muscle Data Acquisition And Analysis System; 701C: Electrical Stimulator and 809C: in-situ Mouse Apparatus | Complete muscle function system |
| Conductive gel | Livingstone | ECGEL250 | conductive gel used in the mice |
| Eye ointment | Alcon | Poly Visc | pharmaceutic product (ophthalmic use) |
| nonsteroidal anti-inflammatory drug (NSAID) | Ilium | Metacam | veterinary medicine (injectable 5mg/ml) |
| Isoflurane | Zoetis | Isoflo | veterinary inhalation Anaesthetic |
Referencias
- Frontera, W. R., Ochala, J. Skeletal muscle: a brief review of structure and function. Calcified Tissue International. 96 (3), 183-195 (2015).
- Gerlinger-Romero, F., Guimaraes-Ferreira, L., Yonamine, C. Y., Salgueiro, R. B., Nunes, M. T. Effects of beta-hydroxy-beta-methylbutyrate (HMB) on the expression of ubiquitin ligases, protein synthesis pathways and contractile function in extensor digitorum longus (EDL) of fed and fasting rats. The Journal of Physiological Sciences. 68 (2), 165-174 (2018).
- Pinheiro, C. H., et al. Metabolic and functional effects of beta-hydroxy-beta-methylbutyrate (HMB) supplementation in skeletal muscle. European Journal of Applied Physiology. 112 (7), 2531-2537 (2012).
- Metter, E. J., Talbot, L. A., Schrager, M., Conwit, R. Skeletal muscle strength as a predictor of all-cause mortality in healthy men. The Journal of Gerontology, Series A: Biological Sciences and Medical Sciences. 57 (10), B359-B365 (2002).
- Foletta, V. C., White, L. J., Larsen, A. E., Leger, B., Russell, A. P. The role and regulation of MAFbx/atrogin-1 and MuRF1 in skeletal muscle atrophy. Pflügers Archiv: European Journal of Physiology. 461 (3), 325-335 (2011).
- Zacharewicz, E., et al. Identification of microRNAs linked to regulators of muscle protein synthesis and regeneration in young and old skeletal muscle. PLoS One. 9 (12), e114009 (2014).
- Ryan, M. J., et al. Suppression of oxidative stress by resveratrol after isometric contractions in gastrocnemius muscles of aged mice. The Journal of Gerontology, Series A: Biological Sciences and Medical Sciences. 65 (8), 815-831 (2010).
- Iyer, S. R., Valencia, A. P., Hernandez-Ochoa, E. O., Lovering, R. M. In Vivo Assessment of Muscle Contractility in Animal Studies. Methods in Molecular Biology. 1460, 293-307 (2016).
- Mintz, E. L., Passipieri, J. A., Lovell, D. Y., Christ, G. J. Applications of In Vivo Functional Testing of the Rat Tibialis Anterior for Evaluating Tissue Engineered Skeletal Muscle Repair. Journal of Visualized Experiments. (116), e54487 (2016).
- Hakim, C. H., Wasala, N. B., Duan, D. Evaluation of muscle function of the extensor digitorum longus muscle ex vivo and tibialis anterior muscle in situ in mice. Journal of Visualized Experiments. (72), e50183 (2013).
- Moorwood, C., Liu, M., Tian, Z., Barton, E. R. Isometric and eccentric force generation assessment of skeletal muscles isolated from murine models of muscular dystrophies. Journal of Visualized Experiments. 71, e50036 (2013).
- Lovering, R. M., Roche, J. A., Goodall, M. H., Clark, B. B., McMillan, A. An in vivo rodent model of contraction-induced injury and non-invasive monitoring of recovery. Journal of Visualized Experiments. (51), e50036 (2011).
- Corona, B. T., Ward, C. L., Baker, H. B., Walters, T. J., Christ, G. J. Implantation of in vitro tissue engineered muscle repair constructs and bladder acellular matrices partially restore in vivo skeletal muscle function in a rat model of volumetric muscle loss injury. Tissue Engineering Part A. 20 (3-4), 705-715 (2014).
- Collins, B. C., et al. Deletion of estrogen receptor alpha in skeletal muscle results in impaired contractility in female mice. Journal of Applied Physiology (1985). 124 (4), 980-992 (2018).
- Lynch, G. S., Hinkle, R. T., Chamberlain, J. S., Brooks, S. V., Faulkner, J. A. Force and power output of fast and slow skeletal muscles from mdx mice 6-28 months old. The Journal of Physiology. 535 (Pt 2), 591-600 (2001).
- Vitzel, K. F., et al. In Vivo Electrical Stimulation for the Assessment of Skeletal Muscle Contractile Function in Murine Models. Methods in Molecular Biology. 1735, 381-395 (2018).
- Jackman, R. W., Kandarian, S. C. The molecular basis of skeletal muscle atrophy. American Journal of Physiology Cell Physiology. 287 (4), C834-C843 (2004).
