Summary

Saccharomyces cerevisiae Metabolsk merking med 4-thiouracil og kvantifisering av nylig syntetisert mRNA som en Proxy for RNA Polymerase II aktivitet

Published: October 22, 2018
doi:

Summary

Protokollen beskrevet her er basert på genomet hele kvantifisering av nylig syntetisert mRNA renset fra gjærceller merket med 4-thiouracil. Denne metoden gjør det mulig for å måle mRNA syntese uncoupled fra mRNA forfall, og dermed gir en nøyaktig måling av RNA polymerase II transkripsjon.

Abstract

Globale defekter i RNA polymerase II transkripsjon kan bli oversett av transcriptomic studier analysere stabil RNA. Faktisk har den globale nedgangen i mRNA syntese vist å bli kompensert av en samtidige nedgang i mRNA fornedrelse å gjenopprette normal stabil nivåer. Derfor er genomet hele kvantifisering av mRNA syntese, uavhengig av mRNA forfall, den beste direkte refleksjonen av RNA polymerase II transcriptional aktivitet. Her diskuterer vi en metode som bruker ikke-perturbing metabolske merking av begynnende RNAs i Saccharomyces cerevisiae (S. cerevisiae). Spesielt cellene er kultivert for 6 min med en uracil analog, 4-thiouracil, og de merket nylig transkribert RNAs er renset og kvantifisert for å fastslå syntese satsene for alle personlige mRNA. Videre bruker merket Schizosaccharomyces pombe celler som interne standarden gjør det mulig å sammenligne mRNA syntese i forskjellige S. cerevisiae stammer. Bruker denne protokollen og tilpasse dataene med en dynamisk kinetic modell, kan tilsvarende mRNA forfall priser bestemmes.

Introduction

Cellene reagerer endogene og eksogene Stikkordene, gjennom dynamisk endring av gene expression programmet. De siste årene tillater en enorm utvikling av genomet hele metoder presis og omfattende beskrivelse av transcriptome endringer i ulike forhold. I de fleste transcriptomic studier brukes microarray hybridisering eller høy gjennomstrømming sekvensering å kvantifisere RNA nivåer fra en total stabil RNA brøkdel. Transcriptional endringer under en bestemt forstyrrelsene kan vise en rekke mulige utfall, bestemte genet uttrykk endringer eller et stort spekter av gener enten opp – eller downregulated. Genuttrykk er resultatet av en finjustert likevekt- eller stabil-mellom RNA syntese av RNA-polymerases og andre prosesser påvirker RNA nivåer. RNA polymerase II transkripsjon, inkludert sine tre distinkte faser (initiering, forlengelse, og oppsigelse), er svært og intrikat knyttet mRNA behandling, cytoplasmatiske eksport, oversettelse og fornedrelse.

Flere studier har vist at mRNAs syntese og nedbrytning er kombinert mekanismer og viste at transcriptional effekter på mutasjon eller under stimuli kan bli oversett når kvantifisere totale stabil RNA. Først avhenger gjenkjenning av transcriptional endringer gjennom analysene av stabil mRNA alltid mRNAs half-life. Når forstyrrelsene er innført, vil stabil nivåene av mRNAs med lang halv-liv bli mye mindre påvirket enn mRNAs med kort halv-liv. Derfor er detectability av endringene i RNA syntese sterkt partisk i favør av kortvarige transkripsjoner, mens analyse av longer-lived mRNA arter svikter å avsløre dynamiske endringer i transkripsjon rate. Andre flere rapporter har vist at både i gjær og pattedyr, globale endringer i transkripsjon kan overses når du analyserer stabil nivåer av mRNA. Det skyldes sannsyligvis mekanismer som kobler mRNA syntese og nedbrytning resulterer i mRNA bufring. Dette bedt om utviklingen av nye protokoller for å kvantifisere mRNA syntese uncoupled fra fornedrelse, gjennom analysen av nylig transkribert mRNA. De siste årene har flere alternativer er blitt presentert, inkludert globale løpe sekvensering (GRO-seq)1og opprinnelig forlengelse transkripsjon sekvensering (NET-seq)2,3. Her presenterer vi en protokoll opprinnelig utviklet i pattedyrceller4,5,6 og deretter tilpasset gjær7,8,9,10, 11, som er basert på RNA merking med thiolated nukleosid eller base analog, 4-thiouridine (4sU) eller 4-thiouracil (4tU), henholdsvis.

Denne metoden spesielt renser nylig transkribere RNA fra cellene i hvilke RNA er puls-merket med 4sU med faktisk nei innblandingen i cellen homeostase. Derfor, når cellene er utsatt for 4sU, molekylet er raskt uptaken, fosforylert til 4sU-trifosfat, og innlemmet i RNAs blir transkriberte. Når puls-merket, er det mulig å trekke samlede mobilnettet RNA (tilsvarende stabil nivåer av RNA), og deretter 4sU-merket RNA brøkdel er thiol-spesielt endret, fører til dannelsen av en disulfide obligasjon mellom biotin og nylig transkribere RNA4,5. 4sU kan imidlertid bare uptaken av celler som uttrykker en nukleosid transporter, som den menneskelige equilibrative nukleosid transporter (hENT1), hindrer dens bruk i spirende eller fisjon gjær. Mens man kunne uttrykke hENT1 S. pombe eller S. cerevisiae, kan lettere tilnærming oppnås ved hjelp av den endrede base 4tU, siden gjærceller kan ta opp 4tU, uten behovet av uttrykk for en nukleosid transporter10, 11 , 12 , 13. faktisk metabolismen av 4tU krever aktiviteten av enzymet uracil phosphoribosyltransferase (UPRT). I flere organismer, inkludert gjær men ikke pattedyr, er UPRT avgjørende for en pyrimidine berging sti, gjenvinning uracil å uridine monofosfat.

En viktig skjevhet i transcriptomic studier kan bli introdusert ved normalisering mellom forskjellige prøver analysert parallelt. Faktisk mange avvikende faktorer kan påvirke komparativ analyse av transcriptome mutant og vill-type stammer: effektiviteten av cellen lysis, forskjeller i utvinning og gjenoppretting av RNA og varians i skannerkalibrering for microarray analyser , blant andre. Som drøftet over, kan slike variasjoner være spesielt villedende når global effekter på RNA polymerase II transkripsjon forventes. En elegant betyr å nøyaktig sammenligne mRNA syntese priser mellom ulike eksempler ble utviklet ved hjelp av fjernt beslektede fisjon gjær Schizosaccharomyces pombe som interne standard. For at et bestemt antall merket S. pombe celler legges til S. cerevisiae prøvene, vill-type eller mutant celler, før cellen lyse og RNA utvinning10. Deretter er både stabil og nylig syntetisk RNAs S. pombe og S. cerevisiae kvantifisert RT-qPCR eller via bruken av microarray chips eller høy gjennomstrømming sekvensering10. Kombinere disse dataene med kinetic modellering, kan absolutt priser mRNA syntese og nedbrytning i spirende gjær måles.

I rammen av dette manuskriptet, vil vi vise hvordan analyse av nylig transkribere RNA lov for å avsløre en global rolle for coactivator komplekser SAGA og TFIID i RNA polymerase II transkripsjon i spirende gjær14,15, 16. Viktigst, tidligere studier kvantifisert stabil mRNA nivåer i S. cerevisiae og foreslo at SAGA spiller en dominerende funksjon på et begrenset sett med gjær gener som er sterkt berørt av mutasjoner i SAGA, men relativt motstandsdyktig mot TFIID mutasjoner17,18,19. Overraskende, ble SAGA enzymatisk aktiviteter vist å handle på hele transkribert genomet, antyder en bredere rolle for denne co aktivator i RNA polymerase II transkripsjon. Redusert RNA polymerase II rekruttering på mest uttrykt gener ble observert på inaktivering av SAGA eller TFIID, noe som tyder på at disse coactivators samarbeider på de fleste gener. Derfor viste kvantifisering av nylig transkribert mRNA at SAGA og TFIID er nødvendig for transkripsjon av nesten alle gener av RNA polymerase II14,15,16. Gjennomføringen av kompenserende mekanismer fremstår som en måte for cellene å takle en global reduksjon i mRNA syntese som er bufret av en samtidige global nedgang i mRNA degradering. SAGAEN legger til listen over faktorer å ha en global effekt på RNA polymerase II transkripsjon, for eksempel RNA Pol II underenheter10, megler coactivator komplekse20, generelt transkripsjon faktor TFIIH21,22 , og indirekte, elementer av mRNA fornedrelse maskiner9,10,23. Slike kompenserende hendelser ble universelt observert i SAGA mutanter, regnskap for beskjeden og begrenset endringene i stabil mRNA nivåer til tross for en global og alvorlig nedgang i mRNA syntese14. Lignende analyser ble også utført i en BRE1 sletting belastning, som resulterer i et fullstendig tap av histone H2B ubiquitination. Interessant, en mye mildere men konsekvent global effekt på RNA polymerase II transkripsjon ble oppdaget i fravær av Bre1, som indikerer at metabolsk merking av nylig transkribere RNA i gjær kan oppdage og kvantifisere en rekke endringer i mRNA syntese priser.

Protocol

1. celle dyrking og Rapamycin utarming av en SAGA undergruppe For hver S. cerevisiae stamme og kopiere vaksinere inkludert vill-type eller kontroll stammer, en enkelt koloni fra en frisk plate på 5 mL av YPD medium (2% pepton, gjærekstrakt for 1% og 2% glukose). Vokse S. cerevisiae celler overnatting på 30 ° C med konstant agitasjon (150 rpm). Måle optisk densitet ved 600 nm (OD600) og fortynne kulturen en OD600 ca 0,1 i 100 ml YPD middels og la d…

Representative Results

Når du utfører metabolske merking av nylig transkribere RNA, flere aspekter må kontrolleres: tid og effektiviteten av merkingen, spiker i andelen, utvinning protokollen og biotinylation effekten (inkludert signal-til-støy forholdet), blant andre. Disse betingelsene vist grundig og metodisk av andre7,10,11. Her fokusere vi hovedsakelig på tolkningen og umiddelbar analyser som kan utføres nå…

Discussion

Mens genomet hele verktøy for å analysere endringer i transkripsjon er fortsatt bedre, kan eneste analyse av transcriptome gjennom kvantifisering av stabil RNA nøyaktig gjenspeiler ikke endringer i RNA polymerase II aktivitet. Faktisk er mRNA nivåer regulert ikke bare av RNA syntese, men også av sin modning og fornedrelse. For å måle mRNA syntese uncoupled fra mRNA fornedrelse, har forskjellige protokoller blitt utviklet i de senere årene for analyse av begynnende transkripsjon både gjær og pattedyr.

<p cla…

Divulgaciones

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Vi takker Laszlo Tora underhold og V. Fisher, K. Schumacher og F. El Saafin for diskusjonene. TB ble støttet av et Marie Curie-ITN fellesskap (PITN-GA-2013-606806, NR-NET) og Fondation buen. Dette arbeidet ble støttet av midler fra Agence Nationale de la Recherche (ANR-15-CE11-0022 SAGA2). Denne studien ble også støttet av ANR-10-LABX-0030-INRT, en fransk Statens fondet forvaltes av Agence Nationale de la Recherche under ramme programmet Investissements d’Avenir ANR-10-IDEX-0002-02.

Materials

4-Thiouracil Sigma-Aldrich Cat# 440736
Rapamycin Euromedex Cat# SYN-1185
Countess II FL Automated Cell Counter ThermoFisher N/A
RiboPure RNA Purification kit, yeast ThermoFisher Cat# AM1926
NanoDrop 2000 Spectrophotometer ThermoFisher ND-2000
TURBO DNA-free Kit ThermoFisher AM1907
EZ-Link HPDP Biotin ThermoFisher Cat# 21341
Thiolutin Abcam ab143556
µMACS Streptavidin kit Miltenyi Biotec Cat# 130-074-101
Transcriptor Reverse Transcriptase Roche 03 531 295 001
SYBR Green I Master Roche 4707516001
GeneChip Yeast Genome 2.0 ThermoFisher 900555
GeneChip Fluidics Station 450 ThermoFisher 00-0079
GeneChip Scanner 3000 7G ThermoFisher 00-0210

Referencias

  1. Gardini, A. Global Run-On Sequencing (GRO-Seq). Methods in Molecular Biology. 1468, 111-120 (2017).
  2. Churchman, L. S., Weissman, J. S. Nascent transcript sequencing visualizes transcription at nucleotide resolution. Nature. 469 (7330), 368-373 (2011).
  3. Churchman, L. S., Weissman, J. S. Native elongating transcript sequencing (NET-seq). Current Protocols in Molecular Biology. , 11-17 (2012).
  4. Cleary, M. D., Meiering, C. D., Jan, E., Guymon, R., Boothroyd, J. C. Biosynthetic labeling of RNA with uracil phosphoribosyltransferase allows cell-specific microarray analysis of mRNA synthesis and decay. Nature Biotechnology. 23 (2), 232-237 (2005).
  5. Dolken, L., et al. High-resolution gene expression profiling for simultaneous kinetic parameter analysis of RNA synthesis and decay. RNA. 14 (9), 1959-1972 (2008).
  6. Kenzelmann, M., et al. Microarray analysis of newly synthesized RNA in cells and animals. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 104 (15), 6164-6169 (2007).
  7. Radle, B., et al. Metabolic labeling of newly transcribed RNA for high resolution gene expression profiling of RNA synthesis, processing and decay in cell culture. Journal of Visualized Experiments. (78), e50195 (2013).
  8. Schwalb, B., et al. Measurement of genome-wide RNA synthesis and decay rates with Dynamic Transcriptome Analysis (DTA). Bioinformatics. 28 (6), 884-885 (2012).
  9. Sun, M., et al. Global analysis of eukaryotic mRNA degradation reveals Xrn1-dependent buffering of transcript levels. Molecular Cell. 52 (1), 52-62 (2013).
  10. Sun, M., et al. Comparative dynamic transcriptome analysis (cDTA) reveals mutual feedback between mRNA synthesis and degradation. Genome Research. 22 (7), 1350-1359 (2012).
  11. Miller, C., et al. Dynamic transcriptome analysis measures rates of mRNA synthesis and decay in yeast. Molecular Systems Biology. 7, 458 (2011).
  12. Munchel, S. E., Shultzaberger, R. K., Takizawa, N., Weis, K. Dynamic profiling of mRNA turnover reveals gene-specific and system-wide regulation of mRNA decay. Molecular Biology of the Cell. 22 (15), 2787-2795 (2011).
  13. Eser, P., et al. Determinants of RNA metabolism in the Schizosaccharomyces pombe genome. Molecular Systems Biology. 12 (2), 857 (2016).
  14. Baptista, T., et al. SAGA Is a General Cofactor for RNA Polymerase II Transcription. Molecular Cell. 68 (1), 130-143 (2017).
  15. Bonnet, J., et al. The SAGA coactivator complex acts on the whole transcribed genome and is required for RNA polymerase II transcription. Genes & Development. 28 (18), 1999-2012 (2014).
  16. Warfield, L., et al. Transcription of Nearly All Yeast RNA Polymerase II-Transcribed Genes Is Dependent on Transcription Factor TFIID. Molecular Cell. 68 (1), 118-129 (2017).
  17. Huisinga, K. L., Pugh, B. F. A genome-wide housekeeping role for TFIID and a highly regulated stress-related role for SAGA in Saccharomyces cerevisiae. Molecular Cell. 13 (4), 573-585 (2004).
  18. Lee, T. I., et al. Redundant roles for the TFIID and SAGA complexes in global transcription. Nature. 405 (6787), 701-704 (2000).
  19. Lenstra, T. L., et al. The specificity and topology of chromatin interaction pathways in yeast. Molecular Cell. 42 (4), 536-549 (2011).
  20. Plaschka, C., et al. Architecture of the RNA polymerase II-Mediator core initiation complex. Nature. 518 (7539), 376-380 (2015).
  21. Helenius, K., et al. Requirement of TFIIH kinase subunit Mat1 for RNA Pol II C-terminal domain Ser5 phosphorylation, transcription and mRNA turnover. Nucleic Acids Research. 39 (12), 5025-5035 (2011).
  22. Rodriguez-Molina, J. B., Tseng, S. C., Simonett, S. P., Taunton, J., Ansari, A. Z. Engineered Covalent Inactivation of TFIIH-Kinase Reveals an Elongation Checkpoint and Results in Widespread mRNA Stabilization. Molecular Cell. 63 (3), 433-444 (2016).
  23. Haimovich, G., et al. Gene expression is circular: factors for mRNA degradation also foster mRNA synthesis. Cell. 153 (5), 1000-1011 (2013).
  24. Haruki, H., Nishikawa, J., Laemmli, U. K. The anchor-away technique: rapid, conditional establishment of yeast mutant phenotypes. Molecular Cell. 31 (6), 925-932 (2008).
  25. Neymotin, B., Athanasiadou, R., Gresham, D. Determination of in vivo RNA kinetics using RATE-seq. RNA. 20 (10), 1645-1652 (2014).
  26. Shetty, A., et al. Spt5 Plays Vital Roles in the Control of Sense and Antisense Transcription Elongation. Molecular Cell. 66 (1), 77-88 (2017).
  27. Xu, Y., et al. Architecture of the RNA polymerase II-Paf1C-TFIIS transcription elongation complex. Nature Communications. 8, 15741 (2017).
  28. Adelman, K., Lis, J. T. Promoter-proximal pausing of RNA polymerase II: emerging roles in metazoans. Nature Reviews. Genetics. 13 (10), 720-731 (2012).
  29. Nojima, T., Gomes, T., Carmo-Fonseca, M., Proudfoot, N. J. Mammalian NET-seq analysis defines nascent RNA profiles and associated RNA processing genome-wide. Nature Protocols. 11 (3), 413-428 (2016).
  30. Storvall, H., Ramskold, D., Sandberg, R. Efficient and comprehensive representation of uniqueness for next-generation sequencing by minimum unique length analyses. PloS One. 8 (1), 53822 (2013).
  31. Tani, H., et al. Identification of hundreds of novel UPF1 target transcripts by direct determination of whole transcriptome stability. RNA Biology. 9 (11), 1370-1379 (2012).
  32. Tani, H., et al. Genome-wide determination of RNA stability reveals hundreds of short-lived noncoding transcripts in mammals. Genome Research. 22 (5), 947-956 (2012).
  33. Jao, C. Y., Salic, A. Exploring RNA transcription and turnover in vivo. by using click chemistry. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 105 (41), 15779-15784 (2008).
  34. Palozola, K. C., et al. Mitotic transcription and waves of gene reactivation during mitotic exit. Science. 358 (6359), 119-122 (2017).
  35. Ardehali, M. B., et al. Polycomb Repressive Complex 2 Methylates Elongin A to Regulate Transcription. Molecular Cell. 68 (5), 872-884 (2017).
  36. Schulz, D., et al. Transcriptome surveillance by selective termination of noncoding RNA synthesis. Cell. 155 (5), 1075-1087 (2013).
  37. Barrass, J. D., et al. Transcriptome-wide RNA processing kinetics revealed using extremely short 4tU labeling. Genome Biology. 16, 282 (2015).
  38. Duffy, E. E., et al. Tracking Distinct RNA Populations Using Efficient and Reversible Covalent Chemistry. Molecular Cell. 59 (5), 858-866 (2015).
  39. Rutkowski, A. J., Dolken, L. High-Resolution Gene Expression Profiling of RNA Synthesis, Processing, and Decay by Metabolic Labeling of Newly Transcribed RNA Using 4-Thiouridine. Methods in Molecular Biology. 1507, 129-140 (2017).
  40. Darzacq, X., et al. In vivo dynamics of RNA polymerase II transcription. Nature Structural & Molecular Biology. 14 (9), 796-806 (2007).
  41. Fuchs, G., et al. Simultaneous measurement of genome-wide transcription elongation speeds and rates of RNA polymerase II transition into active elongation with 4sUDRB-seq. Nature Protocols. 10 (4), 605-618 (2015).
  42. Singh, J., Padgett, R. A. Rates of in situ transcription and splicing in large human genes. Nature Structural & Molecular Biology. 16 (11), 1128-1133 (2009).
  43. Schwalb, B., et al. TT-seq maps the human transient transcriptome. Science. 352 (6290), 1225-1228 (2016).

Play Video

Citar este artículo
Baptista, T., Devys, D. Saccharomyces cerevisiae Metabolic Labeling with 4-thiouracil and the Quantification of Newly Synthesized mRNA As a Proxy for RNA Polymerase II Activity. J. Vis. Exp. (140), e57982, doi:10.3791/57982 (2018).

View Video