Summary

Saccharomyces cerevisiae 4-thiouracil와의 정량화로 대사 새로 합성 mRNA로 RNA 중 합 효소 II 활동에 대 한 프록시

Published: October 22, 2018
doi:

Summary

여기에 설명 된 프로토콜 4-thiouracil으로 표시 하는 효 모 세포에서 정화 하는 새로 합성된 mRNA의 게놈 넓은 정량화를 기반으로 합니다. 이 방법은 mRNA 합성 mRNA 감퇴에서 연결을 측정할 수 있게 그리고, 따라서, RNA 중 합 효소 II 전사의 정확한 측정을 제공 합니다.

Abstract

RNA 중 합 효소 II 전사 글로벌 결함 transcriptomic 연구 분석 정상 RNA에 의해 간과 수 있습니다. 실제로, mRNA 합성의 글로벌 감소 정상 정상 수준 복원 mRNA 저하에서 동시 감소에 의해 보상을 보여줘 왔다. 따라서, mRNA 감퇴에서 독립적으로 mRNA 합성의 게놈 넓은 정량화 RNA 중 합 효소 II transcriptional 활동의 가장 직접적인 반영 이다. 여기, Saccharomyces cerevisiae (S. cerevisiae)에서 초기 RNAs의 대사 라벨 비 perturbing를 사용 하는 방법을 다루겠습니다. 특히, 셀 thiouracil-uracil 아날로그, 4와 6 분에 대 한 교양 및 레이블이 새로 베낀된 RNAs는 정화 모든 개별 mRNA의 합성 레이트를 결정 하기 위해 계량. 또한, 사용 하 여 표시 된 Schizosaccharomyces pombe 셀 내부 표준 허용 다른 S. cerevisiae 에 mRNA 합성 비교 긴장. 이 프로토콜을 사용 하는 동적 운동 모델 데이터를 피팅, 대응 mRNA 감퇴 속도 확인할 수 있습니다.

Introduction

세포는 유전자 식 프로그램의 동적 변경 통해 내 인 성 및 외 인 신호에 응답. 최근 몇 년 동안, 게놈 넓은 방법론의 엄청난 개발 다른 조건 transcriptome 변화의 정확 하 고 포괄적인 설명 수 있습니다. 대부분 transcriptomic 연구, microarray 교 잡 또는 높은 처리량 시퀀싱 총 정상 RNA 분수에서 RNA 수준을 측정 하는 데 사용 됩니다. 특정 섭 동 아래 transcriptional 변경 가능한 결과, 특정 유전자 표현 변경 또는 업 또는 downregulated 되 고 유전자의 큰 스펙트럼의 넓은 범위를 표시할 수 있습니다. 유전자 발현은 미세 조정된 균형의 결과 이다-또는 정상-RNA polymerases에 의해 RNA 합성 및 RNA 수준에 영향을 미치는 다른 프로세스 사이. Rna 중 합 효소 II 전사, mRNA 처리와 세포질 수출, 번역, 저하 고 복잡 하 게 연결 됩니다 (개시, 신장, 그리고 종료), 그것의 세 가지 단계를 포함 하 여.

여러 최근 연구 mRNAs 합성 및 부패는 결합된 메커니즘을 설명 하 고 총 정상 RNA를 측정 하는 때 돌연변이 또는 자극 아래 transcriptional 효과 간과 될 수 보였다. 첫째, 항상 정상 수준의 mRNA의 분석을 통해 transcriptional 변화의 감지는 mRNAs 반감기에 따라 달라 집니다. 섭 동을 도입 되 면 긴 반감기를 가진 mRNAs의 정상 수준 것입니다 훨씬 덜 영향을 보다 짧은 반감기를 가진 mRNAs의. 따라서, 단기 성적에 찬성 하 여 RNA 합성에 변경의 검출 바이어스 강하게 동안 최소로 mRNA 종 분석 전사 율에서 동적인 변화를 공개를 실패할 수 있습니다. 둘째, 여러 개의 보고서, 모두 효 모와 포유류에서 전사에 글로벌 변화 수 있습니다 간과 mRNA의 정상 수준을 분석할 때 나타났습니다. 이것은 mRNA 합성 및 mRNA 버퍼링 결과 저하를 연결 하는 메커니즘으로 인해입니다. 이 mRNA 합성 저하, 새로 베 껴 진된 mRNA의 분석을 통해에서 상태로 계량 하 새로운 프로토콜의 개발을 자극. 최근 몇 년 동안, 여러 가지 대안 되었습니다 제시, 글로벌 실행 시퀀싱 (GRO-seq)1및 네이티브 신장 시퀀싱 (NET-seq)2,3를 포함 하 여. 여기, 우리는 포유류 세포4,,56 에서 처음 개발 하 고 다음 효 모7,,89,10에 적용 하는 프로토콜을 제시 11, thiolated nucleoside 또는 기본 아날로그로 RNA 기반 4-thiouridine (4sU) 또는 4-thiouracil (4tU), 각각.

이 메서드는 특별히 새로 베 껴 진된 RNA는 RNA의 세포에서 정화 펄스 장애 요소가 없으면 세포 항상성에서 4sU로 표시 됩니다. 따라서, 일단 셀 4sU에 노출은, 분자는 빠르게 uptaken, 4sU 3 인산 염에 phosphorylated 및 RNAs 변하게 되 고에 통합. 일단 수정 펄스-분류, 추출 총 세포질 RNA (RNA의 정상 수준에 해당), 수 이며, 그 후, 4sU 라는 RNA 분수 thiol 특히 biotin 사이 이황화 결합의 형성으로 이어지는 고 새로 베 껴 진된 RNA4,5. 그러나, 4sU는 인간의 equilibrative nucleoside 운송업 자 (hENT1), 신진 또는 분열 효 모에의 즉시 사용을 방지 같은 nucleoside 전송기를 표현 하는 세포에 의해 uptaken를 하실 수 있습니다. 하나는 S. pombe 또는 S. cerevisiae에서 hENT1을 표현할 수 있는, 하는 동안 쉽게 접근 달성 될 수 있다 효 모 세포 nucleoside 전송10, 의 식의 필요 없이 4tU 최대 걸릴 수 있습니다 이후 수정 된 기본 4tU를 사용 하 여 11 , 12 , 13. 4tU의 대사 효소 uracil phosphoribosyltransferase (UPRT)의 활동을 필요로 하는 사실. 효 모만 아니라 포유류를 포함 한 여러 유기 체에서 UPRT uridine monophosphate uracil 재활용 pyrimidine 회수 경로 대 한 필수적입니다.

동시에 분석 하는 다른 견본 사이의 정규화 transcriptomic 연구에 중요 한 바이어스를 도입 수 있습니다. 실제로, 많은 일탈 요인 돌연변이 및 야생-타입 긴장의 transcriptome의 비교 분석을 영향을 미칠 수: 세포 세포의 용 해 효율 추출 및 RNA, 및 분산 microarray 분석에 대 한 스캐너 교정에서의 복구에 차이 다른 사람의 사이에서. 위에서 설명 했 듯이, RNA 중 합 효소 II 전사에 글로벌 효과 예상 되는 등 유사 특히 오해의 소지가 있을 수 있습니다. 정확 하 게 다른 견본 사이의 mRNA 합성 레이트를 비교 하는 우아한 의미 내부 표준으로 먼 관련된 분열 효 모 Schizosaccharomyces pombe 를 사용 하 여 설계 되었다. 고정 된 수의 표시 S. pombeS. cerevisiae 샘플, 야생-타입 또는 돌연변이 세포, 세포 세포의 용 해 및 RNA 추출10이전에 추가 됩니다. 그 후, S. pombe S. cerevisiae 에서 정상 상태와 새로 합성 RNAs 실시간 정량 또는 통해 microarray 칩 또는 높 처리량 연속10의 사용에 의해 정량은. 이러한 데이터를 결합 하 여 운동 모델링, mRNA 합성 및 싹 트는 효 모에는 감퇴의 절대 속도 측정할 수 있습니다.

이 원고 틀에서 새로 베 껴 진된 RNA 분석 신진에 RNA 중 합 효소 II 전사에서 coactivator 단지 사가 TFIID14,15, 효 모에 대 한 글로벌 역할을 허용 하는 방법을 살펴보겠습니다. 16. 중요 한 것은, 과거의 연구 S. cerevisiae 에서 정상 mRNA 레벨을 계량 및 제안 사가 사가 돌연변이 의해 강하게 영향을 하지만 상대적으로 TFIID를 저항 하는 효 모 유전자의 제한 된 집합에 주된 기능을 담당 변이17,,1819. 놀랍게도, 사가 효소 활동 전체 베낀된 게놈 RNA 중 합 효소 II 전사에이 공동 활성이 제에 대 한 광범위 한 역할을 제안에 따라 행동을 표시 했다. 가장 표현된 유전자에서 감소 RNA 중 합 효소 II 모집 사가 또는 이러한 coactivators 대부분 유전자에서 함께 일 하는 것을 건의 하는 TFIID의 비활성화에 관찰 되었다. 따라서, 새로 베 껴 진된 mRNA의 정량화 사가 TFIID RNA 중 합 효소 II14,,1516에 의해 거의 모든 유전자의 전사에 대 한 요구는 밝혔다. 보상 메커니즘의 구현 mRNA 저하에서 동시 글로벌 감소에 의해 버퍼링 되는 mRNA 합성의 글로벌 감소에 대처 하기 위해 셀에 대 한 방법으로 나온다. 사가 녹음 방송 요인 TFIIH21,22에 RNA 중 합 효소 II 전사, RNA Pol II subunits10등 글로벌 효과, 중재자 coactivator 복잡 한20, 일반 요인의 목록에 추가 , 그리고 간접적으로, mRNA 저하 기계9,,1023의 요소. 이러한 보상 이벤트 사가 돌연변이, 정상 mRNA 수준의 mRNA 합성14글로벌 하 고 심각한 감소에도 불구 하 고 겸손 하 고 제한 된 변화에 대 한 회계에서 보편적으로 관찰 되었다. 비슷한 분석 또한 히스톤 H2B ubiquitination의 완전 한 손실을 BRE1 삭제 스트레인에서 수행 했다. 흥미롭게도, 많은 온화한 그러나 일관 된 글로벌에 대 한 효력이 RNA 중 합 효소 II 전사는 감지 하 고 다양 한 mRNA에 변화를 계량 수 있습니다. 효에서 새로 베 껴 진된 RNA의 대사 라벨을 나타내는 Bre1의 부재에서 검출 될 수 있습니다. 합성 비율입니다.

Protocol

1. 세포 배양 Rapamycin의 그리고 소모 사가 소 단위 각 S. cerevisiae 스트레인 및 복제에 대 한 야생-타입을 포함 하 여 또는 컨트롤 긴장 접종 YPD 매체 (2% 펩, 1% 효 모 추출 물, 및 2% 포도 당)의 5 mL에 신선한 접시에서 단일 식민지. 일정 한 동요 (150 rpm)와 30 ° C에서 하룻밤 S. cerevisiae 세포 성장. 600에서 광학 밀도 측정 nm (OD600) OD600 YPD 매체의 약 0.1에서 1…

Representative Results

여러 측면을 통제 될 필요가 새로 베 껴 진된 RNA의 대사 라벨을 수행할 때: 시간과 효율 라벨, 스파이크에 비례하여, 추출 프로토콜 및 biotinylation 효능 (포함 한 신호 대 잡음 비율) 중에서 다른 사람. 이러한 조건이 광범위 하 고 조직적으로 표시 되었습니다 다른 사람에 의해7,,1011. 여기 우리는 주로 해?…

Discussion

전사에 대 한 변경 내용을 분석 하는 게놈 넓은 도구는 여전히, 개선 하는 동안 정상 수준의 RNA의 정량화를 통해 transcriptome의 유일한 분석 수 있습니다 정확 하 게 반영 하지 변경 RNA 중 합 효소 II 활동에. 실제로, mRNA 수준 RNA 합성에 의해 뿐만 아니라 그들의 성숙과 저하에 의해 통제 된다. 측정 하려면 mRNA 합성 mRNA 저하에서 연결, 고유 프로토콜 효 모와 포유류에 초기 전사의 분석에 대 한 최근 몇…

Divulgaciones

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

우리 그의 지원에 대 한 라 즐로 토 라와 V. 피셔, K. 슈마허와 F. 엘 Saafin 그들의 토론에 대 한 감사합니다. 결핵은 마리 퀴리-ITN 화목 (PITN-가-2013-606806, NR 그물)에 의해 지원 되었다 Fondation 아크. 이 작품은 직원 회 드 라 검색 (ANR-15-CE11-0022 SAGA2)에서 기금에 의해 지원 되었다. 이 연구는 ANR-10-LABX-0030-INRT, 관리 프레임 프로그램 Investissements d’Avenir ANR-10-IDEX-0002-02 아래 직원 회 드 라 검색 하는 프랑스 국가 기금에 의해 또한 지원 되었다.

Materials

4-Thiouracil Sigma-Aldrich Cat# 440736
Rapamycin Euromedex Cat# SYN-1185
Countess II FL Automated Cell Counter ThermoFisher N/A
RiboPure RNA Purification kit, yeast ThermoFisher Cat# AM1926
NanoDrop 2000 Spectrophotometer ThermoFisher ND-2000
TURBO DNA-free Kit ThermoFisher AM1907
EZ-Link HPDP Biotin ThermoFisher Cat# 21341
Thiolutin Abcam ab143556
µMACS Streptavidin kit Miltenyi Biotec Cat# 130-074-101
Transcriptor Reverse Transcriptase Roche 03 531 295 001
SYBR Green I Master Roche 4707516001
GeneChip Yeast Genome 2.0 ThermoFisher 900555
GeneChip Fluidics Station 450 ThermoFisher 00-0079
GeneChip Scanner 3000 7G ThermoFisher 00-0210

Referencias

  1. Gardini, A. Global Run-On Sequencing (GRO-Seq). Methods in Molecular Biology. 1468, 111-120 (2017).
  2. Churchman, L. S., Weissman, J. S. Nascent transcript sequencing visualizes transcription at nucleotide resolution. Nature. 469 (7330), 368-373 (2011).
  3. Churchman, L. S., Weissman, J. S. Native elongating transcript sequencing (NET-seq). Current Protocols in Molecular Biology. , 11-17 (2012).
  4. Cleary, M. D., Meiering, C. D., Jan, E., Guymon, R., Boothroyd, J. C. Biosynthetic labeling of RNA with uracil phosphoribosyltransferase allows cell-specific microarray analysis of mRNA synthesis and decay. Nature Biotechnology. 23 (2), 232-237 (2005).
  5. Dolken, L., et al. High-resolution gene expression profiling for simultaneous kinetic parameter analysis of RNA synthesis and decay. RNA. 14 (9), 1959-1972 (2008).
  6. Kenzelmann, M., et al. Microarray analysis of newly synthesized RNA in cells and animals. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 104 (15), 6164-6169 (2007).
  7. Radle, B., et al. Metabolic labeling of newly transcribed RNA for high resolution gene expression profiling of RNA synthesis, processing and decay in cell culture. Journal of Visualized Experiments. (78), e50195 (2013).
  8. Schwalb, B., et al. Measurement of genome-wide RNA synthesis and decay rates with Dynamic Transcriptome Analysis (DTA). Bioinformatics. 28 (6), 884-885 (2012).
  9. Sun, M., et al. Global analysis of eukaryotic mRNA degradation reveals Xrn1-dependent buffering of transcript levels. Molecular Cell. 52 (1), 52-62 (2013).
  10. Sun, M., et al. Comparative dynamic transcriptome analysis (cDTA) reveals mutual feedback between mRNA synthesis and degradation. Genome Research. 22 (7), 1350-1359 (2012).
  11. Miller, C., et al. Dynamic transcriptome analysis measures rates of mRNA synthesis and decay in yeast. Molecular Systems Biology. 7, 458 (2011).
  12. Munchel, S. E., Shultzaberger, R. K., Takizawa, N., Weis, K. Dynamic profiling of mRNA turnover reveals gene-specific and system-wide regulation of mRNA decay. Molecular Biology of the Cell. 22 (15), 2787-2795 (2011).
  13. Eser, P., et al. Determinants of RNA metabolism in the Schizosaccharomyces pombe genome. Molecular Systems Biology. 12 (2), 857 (2016).
  14. Baptista, T., et al. SAGA Is a General Cofactor for RNA Polymerase II Transcription. Molecular Cell. 68 (1), 130-143 (2017).
  15. Bonnet, J., et al. The SAGA coactivator complex acts on the whole transcribed genome and is required for RNA polymerase II transcription. Genes & Development. 28 (18), 1999-2012 (2014).
  16. Warfield, L., et al. Transcription of Nearly All Yeast RNA Polymerase II-Transcribed Genes Is Dependent on Transcription Factor TFIID. Molecular Cell. 68 (1), 118-129 (2017).
  17. Huisinga, K. L., Pugh, B. F. A genome-wide housekeeping role for TFIID and a highly regulated stress-related role for SAGA in Saccharomyces cerevisiae. Molecular Cell. 13 (4), 573-585 (2004).
  18. Lee, T. I., et al. Redundant roles for the TFIID and SAGA complexes in global transcription. Nature. 405 (6787), 701-704 (2000).
  19. Lenstra, T. L., et al. The specificity and topology of chromatin interaction pathways in yeast. Molecular Cell. 42 (4), 536-549 (2011).
  20. Plaschka, C., et al. Architecture of the RNA polymerase II-Mediator core initiation complex. Nature. 518 (7539), 376-380 (2015).
  21. Helenius, K., et al. Requirement of TFIIH kinase subunit Mat1 for RNA Pol II C-terminal domain Ser5 phosphorylation, transcription and mRNA turnover. Nucleic Acids Research. 39 (12), 5025-5035 (2011).
  22. Rodriguez-Molina, J. B., Tseng, S. C., Simonett, S. P., Taunton, J., Ansari, A. Z. Engineered Covalent Inactivation of TFIIH-Kinase Reveals an Elongation Checkpoint and Results in Widespread mRNA Stabilization. Molecular Cell. 63 (3), 433-444 (2016).
  23. Haimovich, G., et al. Gene expression is circular: factors for mRNA degradation also foster mRNA synthesis. Cell. 153 (5), 1000-1011 (2013).
  24. Haruki, H., Nishikawa, J., Laemmli, U. K. The anchor-away technique: rapid, conditional establishment of yeast mutant phenotypes. Molecular Cell. 31 (6), 925-932 (2008).
  25. Neymotin, B., Athanasiadou, R., Gresham, D. Determination of in vivo RNA kinetics using RATE-seq. RNA. 20 (10), 1645-1652 (2014).
  26. Shetty, A., et al. Spt5 Plays Vital Roles in the Control of Sense and Antisense Transcription Elongation. Molecular Cell. 66 (1), 77-88 (2017).
  27. Xu, Y., et al. Architecture of the RNA polymerase II-Paf1C-TFIIS transcription elongation complex. Nature Communications. 8, 15741 (2017).
  28. Adelman, K., Lis, J. T. Promoter-proximal pausing of RNA polymerase II: emerging roles in metazoans. Nature Reviews. Genetics. 13 (10), 720-731 (2012).
  29. Nojima, T., Gomes, T., Carmo-Fonseca, M., Proudfoot, N. J. Mammalian NET-seq analysis defines nascent RNA profiles and associated RNA processing genome-wide. Nature Protocols. 11 (3), 413-428 (2016).
  30. Storvall, H., Ramskold, D., Sandberg, R. Efficient and comprehensive representation of uniqueness for next-generation sequencing by minimum unique length analyses. PloS One. 8 (1), 53822 (2013).
  31. Tani, H., et al. Identification of hundreds of novel UPF1 target transcripts by direct determination of whole transcriptome stability. RNA Biology. 9 (11), 1370-1379 (2012).
  32. Tani, H., et al. Genome-wide determination of RNA stability reveals hundreds of short-lived noncoding transcripts in mammals. Genome Research. 22 (5), 947-956 (2012).
  33. Jao, C. Y., Salic, A. Exploring RNA transcription and turnover in vivo. by using click chemistry. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 105 (41), 15779-15784 (2008).
  34. Palozola, K. C., et al. Mitotic transcription and waves of gene reactivation during mitotic exit. Science. 358 (6359), 119-122 (2017).
  35. Ardehali, M. B., et al. Polycomb Repressive Complex 2 Methylates Elongin A to Regulate Transcription. Molecular Cell. 68 (5), 872-884 (2017).
  36. Schulz, D., et al. Transcriptome surveillance by selective termination of noncoding RNA synthesis. Cell. 155 (5), 1075-1087 (2013).
  37. Barrass, J. D., et al. Transcriptome-wide RNA processing kinetics revealed using extremely short 4tU labeling. Genome Biology. 16, 282 (2015).
  38. Duffy, E. E., et al. Tracking Distinct RNA Populations Using Efficient and Reversible Covalent Chemistry. Molecular Cell. 59 (5), 858-866 (2015).
  39. Rutkowski, A. J., Dolken, L. High-Resolution Gene Expression Profiling of RNA Synthesis, Processing, and Decay by Metabolic Labeling of Newly Transcribed RNA Using 4-Thiouridine. Methods in Molecular Biology. 1507, 129-140 (2017).
  40. Darzacq, X., et al. In vivo dynamics of RNA polymerase II transcription. Nature Structural & Molecular Biology. 14 (9), 796-806 (2007).
  41. Fuchs, G., et al. Simultaneous measurement of genome-wide transcription elongation speeds and rates of RNA polymerase II transition into active elongation with 4sUDRB-seq. Nature Protocols. 10 (4), 605-618 (2015).
  42. Singh, J., Padgett, R. A. Rates of in situ transcription and splicing in large human genes. Nature Structural & Molecular Biology. 16 (11), 1128-1133 (2009).
  43. Schwalb, B., et al. TT-seq maps the human transient transcriptome. Science. 352 (6290), 1225-1228 (2016).

Play Video

Citar este artículo
Baptista, T., Devys, D. Saccharomyces cerevisiae Metabolic Labeling with 4-thiouracil and the Quantification of Newly Synthesized mRNA As a Proxy for RNA Polymerase II Activity. J. Vis. Exp. (140), e57982, doi:10.3791/57982 (2018).

View Video