Summary

Beurteilung der Lebensfähigkeit eines synthetischen bakterielle Konsortiums auf der In-vitro- Darm Host-Mikrobe Oberfläche

Published: July 04, 2018
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Summary

Darm-Host-Mikroben-Interaktionen wurden bewertet, mit einem neuartigen Ansatz kombiniert eine synthetische mündliche Gemeinschaft, in-vitro- Magen-Darm-Verdauung und ein Modell der Dünndarm Epithel. Wir präsentieren Ihnen eine Methode, die auszuwertende ZELLINVASION von Krankheitserregern und Multi-Spezies-Biofilmen oder sogar probiotischen Formulierungen Überlebensfähigkeit getestet angepasst werden kann.

Abstract

Das Zusammenspiel zwischen Host und Mikrobiota wurde längst erkannt und ausführlich beschrieben. Der Mund ist ähnlich wie bei anderen Abschnitten des Magen-Darm-Trakt, wie resident Mikrobiota auftritt und Kolonisierung durch exogene Bakterien verhindert. In der Tat mehr als 600 Arten von Bakterien in der Mundhöhle gefunden werden, und ein einzelnes Individuum kann rund 100 verschiedene jederzeit tragen. Orale Bakterien besitzen die Fähigkeit zur Einhaltung der verschiedenen Nischen im mündlichen Ökosystem, also innerhalb der ansässigen mikrobieller Gemeinschaften und Begünstigung Wachstum und Überleben integriert. Jedoch wurde die Strömung von Bakterien in den Darm beim Schlucken stören das Gleichgewicht der Darm Microbiota vorgeschlagen. In der Tat verschoben oraler Verabreichung von p. Gingivalis bakterielle Zusammensetzung im Ileum Mikroflora. Wir nutzten eine synthetische Gemeinschaft als eine vereinfachte Darstellung des natürlichen Ökosystems mündliche, das Überleben und die Lebensfähigkeit der mundbakterien simulierten Magen-Darm-Transit Bedingungen unterworfen aufzuklären. Vierzehn Arten wurden ausgewählt, in-vitro- Speichel, Magen und Darm Verdauungsprozesse ausgesetzt und präsentiert eine multicompartment Zellmodell Caco-2 und HT29-MTX Zellen um die Darm-Schleimhaut-Epithel zu simulieren. Dieses Modell diente dazu, die Auswirkungen der schluckte Bakterien auf Zellen in den enterohepatischen Kreislauf zu entwirren. Mit synthetischen Gemeinschaften können Kontrollierbarkeit und Reproduzierbarkeit. So, diese Methodik lässt sich anpassen, Erreger Lebensfähigkeit und nachträgliche Entzündung verbundenen Änderungen, Kolonisation Kapazität von probiotischen Mischungen zu beurteilen und letztlich mögliche bakterielle Auswirkungenauf den presystemic Kreislauf.

Introduction

Menschen Zusammenleben mit Bakterien, die unter der gleichen Nummer wie menschliche Zellen1vorhanden sind. Daher ist es von entscheidender Bedeutung wichtig, ein umfassendes Verständnis für die menschlichen Mikrobiom zu erhalten. Die Mundhöhle ist ein einzigartiges Umfeld, dass mehrere kleinere Lebensräume unterteilt ist, so enthält eine Vielzahl von Bakterien und Biofilme an den verschiedenen Standorten. Ein offenes Ökosystem können, einige Arten im Mund vorübergehende Besucher sein. Bestimmte Mikroorganismen besiedeln jedoch bald nach der Geburt und bilden Biofilme2organisiert. Diese sind in der Zahnoberfläche oberhalb der Gingiva Spalt, der subgingivalen Spalt, Zunge, Schleimhaut-Oberflächen und zahnärztliche Prothetik und Füllungen3gefunden. Bakterien können auch vorhanden sein, wie Flocken und planktischen Zellen in das Lumen des Zahn-Kanals, vermischt mit nekrotischen Pulpagewebe oder in einer flüssigen Phase ausgesetzt.

Es gibt aktive und kontinuierliche Übersprechen zwischen Wirtszellen und die ansässigen Mikrobiota-4. Bakterien kommunizieren innerhalb und zwischen den Arten, und nur ein kleiner Teil der natürlichen Kolonisatoren kann Gewebe, einhalten, während andere Bakterien, diese primäre Kolonisatoren befestigen. Zum Beispiel ist Zell-Zell-Bindung zwischen Mikroorganismen Schlüssel für sekundäre Kolonisatoren in orale Biofilme zu integrieren, und den Aufbau komplexer Netzwerke interagierender mikrobiellen Zellen4. Rund werden 70 % der bakteriellen Aggregate in eine Speichelprobe durch Bakterien SP., Streptococcus SP., Prevotella SP., Veillonella SP. und nicht identifizierten Bacteroidetesgebildet. F. Nucleatum ist ein Zwischenprodukt Kolonisator im subgingivaler Biofilm und Aggregate mit den späten Kolonisatoren p. Gingivalis, T. Denticola und Forsythia Forsythien, die an Parodontitis5beteiligt sind. Darüber hinaus nimmt Streptococcus Mitis Schleimhaut- und dental Lebensräume, während S. Sanguinis und S. Gordonii bevorzugen, Zähne3zu kolonisieren. Somit ist, S. Sanguinis in unteren Schneidezähne und Eckzähne, während im oberen Frontzähne6 Actinomyces Naeslundii gefunden wurde.

Darüber hinaus spielt die indigenen Microbiome eine Rolle bei der Aufrechterhaltung der Gesundheit2. Resident Mikrobiota beteiligt sich an immun Bildung und Ausbau der Erreger zu verhindern. Diese Kolonisierung Widerstand tritt auf, weil die native Bakterien besser angepasst an Oberflächen anbringen und effizienter Energiestoffwechsel die verfügbaren Nährstoffe für das Wachstum sein können. Obwohl probiotische Stämme die Magen-Darm-Passage überleben und aktiv bleiben, wurde das Fortbestehen der autochthonen Bakterien verschluckt von einer oberen Lage des Magen-Darm-Trakt nicht vollständig beschrieben. Damit unterworfen wir eine künstliche Community, Vertreter des Ökosystems mündliche simulierten Magen-Darm-Transit Bedingungen. Lebensfähigkeit der Bakterienzellen wurde anhand eines multicompartment Modells ähnelt das Darm Epithel. Aktuelle Darm Simulatoren bieten geeignete Reproduzierbarkeit in Bezug auf die Analyse der luminalen mikrobiellen Gemeinschaft7. Allerdings sind bakterielle Adhäsion und Host-Mikroben-Interaktion gesondert behandelt, als Kombination von Zelllinien mit mikrobieller Gemeinschaften8herausfordert. Im Gegensatz dazu präsentieren wir Ihnen einen Rahmen, der potenzielle mechanistische Erklärung der erfolgreichen Kolonisation Ereignisse berichtete über die Darm-Schnittstelle bietet. Dieses Modell kann in der Tat gemeinsam mit einem statischen Darm-Modell zur Bewertung der Auswirkungen von mikrobiellen Gemeinschaften auf Host Oberfläche Signalisierung verwendet werden.

Protocol

(1) Stämme und Kultur Bedingungen Hinweis: Die synthetische mündliche Gemeinschaft wurde von Stämme häufig präsent in der mündlichen Microbiome3komponiert. Erhalten Sie die folgenden Stämme aus der amerikanischen Art Kultur Sammlung (ATCC): Aggregatibacter Actinomycetemcomitans (ATCC 43718), Fusobacterium Nucleatum (ATCC 10953) Bakterien Gingivalis (ATCC 33277), Prevotella Intermedia (ATCC 2…

Representative Results

Dieses Protokoll führt zu der Generation von einem Modell geeignet für die Aufklärung, das Überleben und die Lebensfähigkeit der mundbakterien simulierten Magen-Darm-Transit Bedingungen unterworfen. Die Grafen von intakten Zellen aus einzelnen Stämme beträgt ca. 108 Zellen mL-1 vor der Gründung der synthetischen Gemeinschaft, während die bewirtschaftet Mikrokosmos enthalten über 90 % der lebensfähigen Zellen während der Einrichtung der Gemeinschaft ( <str…

Discussion

Die mündliche Microbiome ist ein zentrales Element in der menschlichen Gesundheit, wie kürzlich berichtet von mehreren Autoren20,21. Bisherigen Erkenntnisse deuten darauf hin, dass die Einnahme von Speichel, die große Belastungen des Bakteriums enthalten die mikrobiellen Ökosystems des Dünndarms, beeinflussen kann, ist einer der wichtigsten Standorte für immune Priming. Die Kombination eines statischen oberen Magen-Darm-Verdauung-Modells mit der Host-Schnit…

Divulgaciones

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Die Autoren erkennen dankbar finanziellen Unterstützung von Flandern Research Foundation, Marta Calatayud Arroyo (FWO postdoctoral Fellowship-12N2815N). Emma Hernandez-Sanabria ist postdoctoral Fellow von Flandern Innovation und Unternehmertum (Agentschap Voor Innovatie Tür vielen de Technologie, Binnenschifffahrt) unterstützt.

Materials

STRAINS
Aggregatibacter actinomycetemcomitans American Type Culture Collection ATCC 43718
Fusobacterium nucleatum American Type Culture Collection ATCC 10953
Porphyromonas gingivalis American Type Culture Collection ATCC 33277
Prevotella intermedia American Type Culture Collection ATCC 25611
Streptococcus mutans American Type Culture Collection ATCC 25175
Streptococcus sobrinus American Type Culture Collection ATCC 33478
Actinomyces viscosus American Type Culture Collection ATCC 15987
Streptococcus salivarius  TOVE-R
Streptococcus mitis American Type Culture Collection ATCC 49456
Streptococcus sanguinis BCCM/LMG Bacteria Collection LMG 14657
Veillonella parvula Leibniz Institute DSMZ-German Collection of Microorganisms and Cell Cultures DSM 2007
Streptococcus gordonii American Type Culture Collection ATCC 49818
CELL LINES
Caco-2 cells European Collection of Authenticated Cell Cultures 86010202
HT29-MTX cells European Collection of Authenticated Cell Cultures 12040401
REAGENTS AND CONSUMABLES
Brain Heart Infusion (BHI) broth Oxoid CM1135
Blood Agar 2 Oxoid CM0055 Blood Agar medium
Menadione Sigma M9429
Hemin Sigma H9039
5% sterile defibrinated horse blood E&O Laboratories Ltd, P030
InnuPREP PCRpure Kit Analytik Jena 845-KS-5010250 PCR purification kit
Big Dye Applied Biosystems 4337454 Dye for sequencing
ABI Prism BigDye Terminator v3.1 cycle sequencing kit Applied Biosystems 4337456
SYBR Green I Invitrogen S7585
Propidium Iodide Invitrogen P1304MP
T25 culture flasks uncoated, cell-culture treated, vented, sterile VWR 734-2311
Trypsin-EDTA solution Sigma-Aldrich T3924-100ML
Trypan Blue solution
0.4%, liquid, sterile-filtered
Sigma-Aldrich T8154 
PBS Gibco 14190250
DMEM cell culture media, with GlutaMAX and Pyruvate Life technologies 31966-047
Corning Transwell polyester membrane cell culture inserts Sigma-Aldrich CLS3450-24EA
Mucin from porcine stomach Type II   Sigma-Aldrich M2378
Inactivated fetal bovine serum Greiner Bio One 758093
Antibiotic-Antimycotic (100X) Gibco 15240062
Triton X 100 for molecular biology Sigma-Aldrich T8787 
DPBS without calcium, magnesium Gibco 14190-250
Pierce LDH Cytotoxicity Assay Kit Thermo Fisher Scientific 88953
Corning HTS Transwell-24 well, pore size 0.4 µm Corning Costar Corp 3450
Nuclease-free water Serva Electrophoresis 28539010
EQUIPMENT
Neubauer counting chamber improved Carl Roth T729.1
BD Accuri C6 Flow cytometer BD Biosciences 653118
PowerLyzer 24 Homogenizer MoBio 13155
T100 Thermal Cycler BioRad 186-1096
Flush system Custom made
InnOva 4080 Incubator Shaker New Brunswick Scientific 8261-30-1007 Shaker for 2.10
Memmert CO2 incubator Memmert GmbH & Co. ICO150med
Millicell ERS (Electrical Resistance System) EMD Millipore, Merck KGaA MERS00002
Millipore Milli-Q academic, ultra pure water system Millipore, Merck KGaA
Shaker (ROCKER 3D basic) IKA 4000000 Shaker for 6.10

Referencias

  1. Sender, R., Fuchs, S., Milo, R. Revised estimates for the number of human and bacteria cells in the body. PLoS Biology. 14, e1002533 (2016).
  2. Kelly, D., King, T., Aminov, R. Importance of microbial colonization of the gut in early life to the development of immunity. Mutation Research-Fundamental and Molecular Mechanisms of Mutagenesis. , 58-69 (2007).
  3. Aas, J. A., Paster, B. J., Stokes, L. N., Olsen, I., Dewhirst, F. E. Defining the normal bacterial flora of the oral cavity. Journal of Clinical Microbiology. 43, 5721-5732 (2005).
  4. Marsh, P. D., Head, D. A., Devine, D. A. Dental plaque as a biofilm and a microbial community-Implications for treatment. Journal of Oral Biosciences. 57, 185-191 (2015).
  5. Socransky, S. S., Haffajee, A. D., Cugini, M. A., Smith, C., Kent, R. L. Microbial complexes in subgingival plaque. Journal of Clinical Periodontology. 25, 134-144 (1998).
  6. Haffajee, A. D., et al. Subgingival microbiota in healthy, well-maintained elder and periodontitis subjects. Journal of Clinical Periodontology. 25, 346-353 (1998).
  7. Venema, K. Microbial metabolites produced by the colonic microbiota as drivers for immunomodulation in the host. The FASEB Journal. 27, (2013).
  8. Marzorati, M., et al. The HMI (TM) module: A new tool to study the Host-Microbiota Interaction in the human gastrointestinal tract in vitro. BMC Microbiology. 14, 133 (2014).
  9. Tanzer, J. M., Kurasz, A. B., Clive, J. Competitive displacement of mutans streptococci and inhibition of tooth-decay by Streptococcus-Salivarius Tove-R. Infection and Immunity. 48, 44-50 (1985).
  10. Slomka, V., et al. Nutritional stimulation of commensal oral bacteria suppresses pathogens: the prebiotic concept. Journal of Clinical Periodontology. 44, 344-352 (2017).
  11. Hernandez-Sanabria, E., et al. In vitro increased respiratory activity of selected oral bacteria may explain competitive and collaborative interactions in the oral microbiome. Frontiers in Cellular and Infection Microbiology. 7, 235 (2017).
  12. Alvarez, G., Gonzalez, M., Isabal, S., Blanc, V., Leon, R. Method to quantify live and dead cells in multi-species oral biofilm by real-time PCR with propidium monoazide. AMB Express. 3, (2013).
  13. Ehsani, E., et al. Initial evenness determines diversity and cell density dynamics in synthetic microbial ecosystems. Scientific Reports. 8, 340 (2018).
  14. Hernandez-Sanabria, E., et al. Correlation of particular bacterial PCR-denaturing gradient gel electrophoresis patterns with bovine ruminal fermentation parameters and feed efficiency traits. Applied and Environmental Microbiology. 76, 6338-6350 (2010).
  15. Masters, J. R., Stacey, G. N. Changing medium and passaging cell lines. Nature Protocols. 2, 2276-2284 (2007).
  16. Calatayud, M., Velez, D., Devesa, V. Metabolism of inorganic arsenic in intestinal epithelial cell lines. Chemical Research in Toxicology. 25, 2402-2411 (2012).
  17. Minekus, M., et al. A standardised static in vitro digestion method suitable for food – an international consensus. Food & Function. 5, 1113-1124 (2014).
  18. Berney, M., Hammes, F., Bosshard, F., Weilenmann, H. U., Egli, T. Assessment and interpretation of bacterial viability by using the LIVE/DEAD BacLight kit in combination with flow cytometry. Applied and Environmental Microbiology. 73, 3283-3290 (2007).
  19. Props, R., Monsieurs, P., Mysara, M., Clement, L., Boon, N. Measuring the biodiversity of microbial communities by flow cytometry. Methods in Ecology and Evolution. 7, 1376-1385 (2016).
  20. Yamashita, Y., Takeshita, T. The oral microbiome and human health. Journal of Oral Science. 59, 201-206 (2017).
  21. Wade, W. G. The oral microbiome in health and disease. Pharmacological Research. 69, 137-143 (2013).
  22. Yu, M., et al. A resource for cell line authentication, annotation and quality control. Nature. 520, 307 (2015).
  23. Pelaseyed, T., et al. The mucus and mucins of the goblet cells and enterocytes provide the first defense line of the gastrointestinal tract and interact with the immune system. Immunological Reviews. 260, 8-20 (2014).
  24. Bengoa, A. A., et al. Simulated gastrointestinal conditions increase adhesion ability of Lactobacillus paracasei strains isolated from kefir to Caco-2 cells and mucin. Food Research International. 103, 462-467 (2018).
  25. Kleiveland, C. R., et al., Verhoeckx, K., et al. . The Impact of Food Bioactives on Health: in vitro and ex vivo models. , 197-205 (2015).
  26. Laparra, J. M., Sanz, Y. Comparison of in vitro models to study bacterial adhesion to the intestinal epithelium. Letters in Applied Microbiology. 49, 695-701 (2009).
  27. Gagnon, M., Berner, A. Z., Chervet, N., Chassard, C., Lacroix, C. Comparison of the Caco-2, HT-29 and the mucus-secreting HT29-MTX intestinal cell models to investigate Salmonella adhesion and invasion. Journal of Microbiological Methods. 94, 274-279 (2013).
  28. Großkopf, T., Soyer, O. S. Synthetic microbial communities. Current Opinion in Microbiology. 18, 72-77 (2014).

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Calatayud Arroyo, M., Van de Wiele, T., Hernandez-Sanabria, E. Assessing the Viability of a Synthetic Bacterial Consortium on the In Vitro Gut Host-microbe Interface. J. Vis. Exp. (137), e57699, doi:10.3791/57699 (2018).

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