Summary

Double-strandet RNA Oral leveringsmåter å indusere RNA-interferens i Phloem og anlegg-sap-fôring Hemipteran insekter

Published: May 04, 2018
doi:

Summary

Denne artikkelen viser romanen teknikker utviklet oral levering av double-strandet RNA (dsRNA) gjennom vaskulær vev av planter for RNA-interferens (RNAi) i phloem sap fôring insekter.

Abstract

Phloem og anlegg sap fôring insekter invadere integriteten til avlinger og frukt hente næringsstoffer, i prosessen skade matavlinger. Hemipteran insekter konto for en rekke økonomisk betydelige skadedyr planter som skade avlinger av fôring på phloem sap. Brun marmorated stinker feilen (BMSB), Halyomorpha halys (Teger: Pentatomidae) og den asiatisk sitrus psyllid (ACP), Diaphorina citri Kuwayama (Nebbmunner: Liviidae) er hemipteran insekt skadedyr introdusert i Nord-Amerika, hvor de er en invasiv landbruket pest av høy verdi spesialitet, rad og stifte avlinger og sitrusfrukter, samt en ordensforstyrrelser plage når de samle innendørs. Insektmiddel motstand i mange arter har ført til utviklingen av alternative metoder for pest management strategier. Double-strandet RNA (dsRNA)-mediert RNA-interferens (RNAi) er et gen stanse mekanisme for funksjonell genomisk studier som har potensielle anvendelser som et verktøy for styring av insekt skadedyr. Exogenously syntetisert dsRNA eller lite forstyrrende RNA (siRNA) kan utløse høyeffektive genet stanse gjennom nedbrytning av endogene er svært følsomt som presenteres. Effektiv og miljømessige bruk av RNAi som molekylær biopesticides for biocontrol av hemipteran krever i vivo levering av dsRNAs gjennom fôring. Her viser vi metoder for levering av dsRNA til insekter: lasting av dsRNA i grønne bønner ved nedsenkning og absorberende av gen-spesifikke dsRNA med oral levering gjennom inntak. Vi har også skissert ikke-transgene plante levering tilnærminger med foliar spray, rot skyll, trunk injeksjoner samt leire korn, som kan være avgjørende for vedvarende utgivelsen av dsRNA. Effektiv levering av muntlig ingested dsRNA bekreftet som en effektiv dose å indusere en betydelig reduksjon i uttrykk for målrettet gener, som yngel hormon syre O-methyltransferase (JHAMT) og vitellogenin (Vg). Disse innovative metoder representerer strategier for levering av dsRNA til bruk i avlingsvern og overvinne miljøutfordringer for pest management.

Introduction

Hemipteran insekter omfatter noen av økonomisk betydelige skadedyr av agriculturebecause evne å oppnå opphøyet befolkningsvekst og spre sykdommer i planter. BMSB, H. halys Stål, er en invasiv pest som tilfeldigvis ble innført i den vestlige halvkulen i Allentown, Pennsylvania fra Asia (Kina, Taiwan, Korea og Japan) med den første sighting i 19961. Siden introduksjonen, BMSB påvist i 43 stater, med høyeste befolkningen i midtatlantiske (DE, MD, PA, NJ, VA, og WV), som i Canada og Europa, og representerer en potensiell trussel mot landbruket2. Som en Plantesugere pest, kan BMSB bringe skade på ca 300 identifiserte anlegget verter inkludert høy verdi avlinger som epler, druer, dekorative planter, frø avlinger, soyabønner og mais. Skaden skyldes hovedsakelig skyldes modus for fôring kjent som lacerate og flush der dyr gjennomborer vert avlingen med sin nål som stylet å få tilgang til næringsstoffer fra vaskulær vev2,3. BMSB er også et innendørs pest som de kan finne bolig i levende områder som skoler og hus i løpet av høsten gjennom vinteren2. Kjemikalier og aeroallergens befridd av BMSB ble rapportert til illegale allergisk reaksjon i frukt beskjære arbeidere. BMSB kan også bidra til allergiske sykdommen fører til kontakteksem, konjunktivitt og rhinitt i følsomme individer4,5. En annen hemipteran insekt, den ACP, D. citri Kuwayama (Nebbmunner: Liviidae) er en alvorlig pest av sitrusfrukter og overfører phloem-begrenset bakterier (Candidatus Liberibacter asiaticus) forårsaker Huanglongbing (HLB), bedre kjent sitrus greening sykdom6,7. HLB ble først rapportert fra Sør-Kina og har spredt seg til 40 forskjellige asiatiske, afrikanske, Oceanian, Sør og Nord-amerikanske land7. Sitrus greening er et verdensomspennende problem med truende økonomiske og finansielle tap som følge av sitrusfrukter tap; dermed regnes styring av ACP av største betydning å forebygge og kontrollere HLB.

Tiltak for effektiv kontroll over disse insekt skadedyr vanligvis krever bruk av kjemiske plantevernmidler som er relativt korte bodde. Kjemisk insektmiddel kontroll strategier ofte mangler trygt miljøledelse strategier eller har avtatt mottakelighet på grunn av plantevernmidler motstand i pest bestander8,9. Derfor biologisk kontroll av skadedyr med molekylær biopesticides er et potensielt alternativ, men bruk er fortsatt globalt beskjedne, og ulike arter av parasitoider (f.eks Trisolcus japonicus) kan også være effektiv som naturlig biologisk Kontroller. RNAi er potensielt en kommende teknologi for håndtering av invasiv insekt skadedyr med molekylær biopesticides10. RNAi er en godt beskrevet genet regulatoriske mekanisme som muliggjør effektive posttranscriptional gene silencing av endogene samt invaderende dsRNAs i en sekvens-spesifikk måte, som til slutt fører til regulering av genuttrykk på mRNA nivå11,12. Kort, når eksogene dsRNA er internalisert i en celle det behandles i siRNAs av et medlem av bidentate nuclease RNase III gruppe, kalt Dicer, som er evolutionarily bevart i ormer, fluer, planter, sopp og pattedyr13, 14 , 15. disse 21-25 nucleotide siRNA duplexes deretter avviklet og integrert i RNA-indusert stanse komplekset (RISC) som guide RNAs. RISC-RNA komplekset kan Watson-Crick base sammenkobling til den supplerende målrette mRNA; Dette fører til slutt til spalting av Argonaute protein, en multi domene protein inneholder et RNase H-lignende domene, som forringer den tilsvarende mRNA og reduserer protein oversettelsen, og dermed fører til posttranscriptional gene stanse16 , 17 , 18.

RNAi for pest administrasjon krever innføring av dsRNA i vivo til taushet genet av interesse, og dermed aktivere siRNA veien. Ulike metoder som har blitt brukt for dsRNA levering til insekter og insekt celler for å indusere systemisk RNAi inkluderer fôring10,19, soaking20,21, microinjection22, bærere som liposomer 23og andre teknikker24. RNAi var første i Caenorhabditis elegans til taushet unc-22 genuttrykk av brann og Mello25, etterfulgt av knockdown i uttrykket av frizzled genene i Drosophila melanogaster26. Første funksjonelle studier utnyttet microinjection å levere dsRNA i insekter, som APIene mellifera22,27, Acyrthosiphon erter28, Blattella germanica29, H. halys30og Lepidoptera insekter (anmeldt av Terenius et al. 31). microinjection er en fordel å gi en nøyaktig og presis dose til området av interesse i insekt. Men slike septisk punkteringer kan framprovosere uttrykket av immun beslektede gener på grunn av traumer32, derfor utelukker praktiske sin i landbruket biopesticides utvikling.

En annen metoden å levere dsRNA i vivo er soaking, som innebærer inntak eller absorpsjon av dsRNA av suspensjon av dyr eller celler generelt i ekstracellulære medium som inneholder dsRNA. Soaking er brukt til å indusere effektivt RNAi i Drosophila S2 vev kultur celler å hemme Downstream-av-Raf1 (DSOR1) mitogen-aktivert protein kinase kinase (MAPKK)20og C. elegans å slå POS-1 gene33. DsRNA leveres ved hjelp av soaking er imidlertid mindre effektiv å indusere RNAi forhold til microinjection20. RNAi formidlet stanse i et tygge insekt ble først vist i vestlige mais rootworm (WCR) (Diabrotica virgifera virgifera) av infusjonen dsRNA i en kunstig agar kosthold10. Tidligere rapporter har oppsummert metoder for å levere dsRNA infundert i natural dietter gjelder leddyr34. Disse leveringsmåter var mer bestemt å være sammenlignbare effektivt å kunstig mulighet levering; som i tilfelle av tsetse fly (Glossina morsitans morsitans), der lik knockdown av en immun-relaterte genet ble observert når dsRNA ble levert enten gjennom blod måltid eller microinjected35. Tilsvarende levering av dsRNA gjennom dråper i lys brun apple møll (Epiphyas postvittana)36, diamondback møll (Plutella xylostella) Larvene37, samt honning bier38,39 indusert effektiv RNAi. Mest effektive RNAi eksperimenter i hemipteran har utnyttet injeksjon av dsRNA40 fordi muntlig levering av dsRNA i hemipteran insekter er vanskelige siden det skal leveres gjennom verten anlegget vaskulær vev. Effektiv RNAi ble også observert i ACP og glassaktig vanlig sharpshooter leafhopper (GWSS), Homalodisca vitripennis: dsRNA ble levert gjennom sitrus og vinranker som hadde absorbert dsRNA i vaskulær vev gjennom roten skyll, foliar spray, trunk injeksjoner eller av borekaks41,42,43,44,45,46. Dette resulterte også i første patentet for dsRNA mot ACP (2016, oss 20170211082 A1). SiRNA og dsRNA med bærere som nanopartikler og liposomer formidler stabilitet, og øker i leverte dsRNA effekt er raskt voksende23,47,48,49 ,50. En ny klasse av hydrogenion basert levering biler for nukleinsyrer i vitro og i vivo som var oppsummert spesielt for terapeutiske programmer kan formidle enorme potensial som passer levering vektorer51. Nanopartikler som en levering kjøretøy for dsRNA kan ha ulemper inkludert løselighet, hydrophobicity eller begrenset bioakkumulering52, men en passende polymer hjelpe levering kan kompensere disse ulempene. Utvikling og bruk av selv levere nukleotider dukker også kalt “antisense oligonucleotides”, som enkelt strandet RNA/DNA duplexes46.

Vitellogenesis i leddyr er en nøkkel-prosess kontroll reproduksjon og regulert av juvenile hormon (JH) eller isoinokosterone, som er de viktigste indusere av Vg syntese av kroppsfett; Vg er til slutt tatt opp av den utvikle oocyte via Vg reseptor-mediert endocytose53. VG er en gruppe av polypeptides syntetisert extraovarially, som er avgjørende for utvikling av store egg eggeplomme protein, vitellin54,55, og derfor er det viktig for reproduksjon og aldring56. VG har vært vellykket forstummet i nematoder57 samt honningbie (APIene mellifera) der RNAi mediert uttømming av Vg ble observert i voksne og egg22. RNAi formidlet posttranscriptional gene stanse Vg ble testet fordi det ble antatt sin uttømming ville føre til en observerbar fenotypiske effekt som redusert fruktbarhet og fruktbarhet, å hjelpe BMSB kontroll. JHAMT genet som kodes i S-adenosyl-L-metionin (SAM)-avhengige JH syre O-methyltransferase, gir det siste trinnet av JH biosyntesen sti58. I denne veien farnesyl er pyrophosphate (FPP) sekvensielt forvandlet fra farnesol, til farnesoic syre etterfulgt av konvertering av metyl farnesoate til JH av JHAMT. Denne veien er bevart i insekter og leddyr spesielt for metamorfose, en prosess som er developmentally regulert av hormoner59,60,61. I B. moriforeslår JHAMT genuttrykk og JH biosyntetiske aktiviteten i Corpora allata at transcriptional undertrykkelse av JHAMT genet er avgjørende for avslutning av JH biosyntesen58. Derfor ble JHAMT og Vg genene valgt for målrettet uttømming bruker RNAi. RNAi ble også testet i sitrustrær for kontroll av ACP og GWSS. Sitrus trær ble behandlet med dsRNA gjennom roten skyll, stammer trykk (bagasjerommet injeksjoner), samt foliar spray med dsRNAs mot insekt bestemt arginine kinase (AK) transkripsjoner42,44. Aktuell anvendelse av dsRNA ble oppdaget over kalesjen av sitrustrær, indikerer effektiv levering gjennom planter vaskulær vev, og resulterte i økte dødeligheten i ACP og GWSS41,42, 45.

I denne studien, har vi identifisert en naturlig kosten Leveringsmetode for behandlinger som dsRNA. Denne nyutviklet teknikken ble brukt for å stanse JHAMT og Vg mRNA bruke genet bestemte dsRNAs i BMSB nymfer som vist tidligere62. Disse nye levering protokoller demonstrert her erstatter konvensjonelle RNA leveringssystemer som bruker aktuell spray eller microinjections. Grønnsaker og frukt, stilk trykk, jord gjennomvåt og leire Absorpsjonsmidler i kan bli brukt for levering av dsRNA, som er avgjørende for videreutvikling av biopesticide pest og patogen.

Protocol

1. BMSB bakside Bak BMSB insekter som standard lab praksis og beskrevet tidligere63. Øke ACP (D. citri) insekter på sitrus macrophylla i en glasshouse (22 ° C) og naturlig lys. Bruk voksen ACP, på ca 5-7 dager legge eclosion. 2. valg av Gene regioner og I Vitro syntese av dsRNA Velg gener gjelder BMSB fra tidligere publiserte transcriptome profiler32. Sikre regionene run…

Representative Results

Vegetabilsk mediert dsRNA levering gjennom fôring i BMSB 4th skikkelsen nymfer ble testet for utvikling av molekylære biopesticides bruker RNAi for invasiv insekt skadedyr. BMSBs feed ved hjelp av deres inntil stylets av en mekanisme som kalles lacerate og flush, som forårsaker betydelig skade på avlinger. Slank organiske grønne bønner, P. vulgaris L., ble brukt til å teste om næringsstoffer eller dsRNA kan leveres i vivo til BMSB gjennom fôring<sup c…

Discussion

RNAi har vist seg for å være et viktig verktøy for å utforske gen biologisk funksjon og regulering, med stort potensial til å brukes til behandling av insekt skadedyr19,68,69,70, 71. design og valg av en passende gene(s) for å stanse i insekt artene og metode for levering av det tilsvarende dsRNA(s) til insekt er av største betydning. Den optimale meto…

Divulgaciones

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Forfatterne erkjenner takknemlig Donald Weber og Megan Herlihy (USDA, ARS Beltsville, MD) gir BMSB og HB for eksperimentering og opprettholde koloniene; og Maria T. Gonzalez Salvador P. Lopez (USDA, ARS, Fort Pierce, FL) og Jackie L. Metz (University of Florida, Fort Pierce, FL) for kolonien vedlikehold, prøve forberedelse og analyser.

Materials

BMSB (H. halys) insects  USDA
ACP (D. citri) insects  USDA
organic green beans N/A
Citrus plants USDA
sodium hypochlorite solution J.T. Baker
green food coloring  McCormick & Co., Inc
Thermo Forma chambers  Thermo Fisher Scientific
Magenta vessel (Culture) Sigma
Primers  IDT DNA
SensiMix SYBR Bioline
qPCR ABI 7500 Applied Biosystems 
Spray bottle N/A
Parafilm American Can Company
TaKaRa Ex Taq Clontech
QIAquick Qiagen

Referencias

  1. Hoebeke, E. R., Carter, M. E. . Halyomorpha halys (Stǻl)(Heteroptera: Pentatomidae): a polyphagous plant pest from Asia newly detected in North America. , (2003).
  2. Leskey, T. C., Hamilton, G. C., et al. Pest Status of the Brown Marmorated Stink Bug, Halyomorpha Halys in the USA. Outlooks on Pest Management. 23 (5), 218-226 (2012).
  3. Peiffer, M., Felton, G. W. Insights into the Saliva of the Brown Marmorated Stink Bug Halyomorpha halys (Hemiptera: Pentatomidae). PloS one. 9 (2), e88483 (2014).
  4. Anderson, B. E., Miller, J. J., Adams, D. R. Irritant contact dermatitis to the brown marmorated stink bug, Halyomorpha halys. Dermatitis : contact, atopic, occupational, drug. 23 (4), 170-172 (2012).
  5. Mertz, T. L., Jacobs, S. B., Craig, T. J., Ishmael, F. T. The brown marmorated stinkbug as a new aeroallergen. The Journal of allergy and clinical immunology. 130 (4), 999-1001 (2012).
  6. McClean, A. P. D., Schwarz, R. E. Greening or blotchy-mottle disease of citrus. Phytophylactica. 2 (3), 177-194 (2012).
  7. Bové, J. M. Huanglongbing: a destructive, newly-emerging, century-old disease of citrus. Journal of Plant Pathology. 88 (1), 7-37 (2006).
  8. Kuhar, T., Morrison, R., Leskey, T., Aigner, J. . Integrated pest management for brown marmorated stink bug in vegetables. , (2016).
  9. Tiwari, S., Mann, R. S., Rogers, M. E., Stelinski, L. L. Insecticide resistance in field populations of Asian citrus psyllid in Florida. Pest management science. 67 (10), 1258-1268 (2011).
  10. Baum, J. A., Bogaert, T., et al. Control of coleopteran insect pests through RNA interference. Nature Biotechnology. 25 (11), 1322-1326 (2007).
  11. Hannon, G. J. RNA interference. Nature. 418 (6894), 244-251 (2002).
  12. Mello, C. C., Conte, D. Revealing the world of RNA interference. Nature. 431 (7006), 338-342 (2004).
  13. Macrae, I. J., Zhou, K., et al. Structural basis for double-stranded RNA processing by Dicer. Science(New York, N.Y.). 311 (5758), 195-198 (2006).
  14. Bernstein, E., Caudy, A. A., Hammond, S. M., Hannon, G. J. Role for a bidentate ribonuclease in the initiation step of RNA interference. Nature. 409 (6818), 363-366 (2001).
  15. Ketting, R. F., Fischer, S. E., Bernstein, E., Sijen, T., Hannon, G. J., Plasterk, R. H. Dicer functions in RNA interference and in synthesis of small RNA involved in developmental timing in C. elegans. Genes & development. 15 (20), 2654-2659 (2001).
  16. Agrawal, N., Dasaradhi, P. V. N., Mohmmed, A., Malhotra, P., Bhatnagar, R. K., Mukherjee, S. K. RNA interference: biology, mechanism, and applications. Microbiology and molecular biology reviews : MMBR. 67 (4), 657-685 (2003).
  17. Martinez, J., Patkaniowska, A., Urlaub, H., Lührmann, R., Tuschl, T. Single-stranded antisense siRNAs guide target RNA cleavage in RNAi. Cell. 110 (5), 563-574 (2002).
  18. Bartel, D. P. MicroRNAs: genomics, biogenesis, mechanism, and function. Cell. 116 (2), 281-297 (2004).
  19. Timmons, L., Fire, A. Specific interference by ingested dsRNA. Nature. 395 (6705), 854 (1998).
  20. Clemens, J. C., Worby, C. A., et al. Use of double-stranded RNA interference in Drosophila cell lines to dissect signal transduction pathways. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 97 (12), 6499-6503 (2000).
  21. Saleh, M. C., van Rij, R. P., et al. The endocytic pathway mediates cell entry of dsRNA to induce RNAi silencing. Nature cell biology. 8 (8), 793-802 (2006).
  22. Amdam, G. V., Simões, Z. L. P., Guidugli, K. R., Norberg, K., Omholt, S. W. Disruption of vitellogenin gene function in adult honeybees by intra-abdominal injection of double-stranded RNA. BMC biotechnology. 3, 1 (2003).
  23. Whyard, S., Singh, A. D., Wong, S. Ingested double-stranded RNAs can act as species-specific insecticides. Insect biochemistry and molecular biology. 39 (11), 824-832 (2009).
  24. Huvenne, H., Smagghe, G. Mechanisms of dsRNA uptake in insects and potential of RNAi for pest control: a review. Journal of Insect Physiology. 56 (3), 227-235 (2010).
  25. Fire, A., Xu, S., Montgomery, M. K., Kostas, S. A., Driver, S. E., Mello, C. C. Potent and specific genetic interference by double-stranded RNA in Caenorhabditis elegans. Nature. 391 (6669), 806-811 (1998).
  26. Kennerdell, J. R., Carthew, R. W. Use of dsRNA-mediated genetic interference to demonstrate that frizzled and frizzled 2 act in the wingless pathway. Cell. 95 (7), 1017-1026 (1998).
  27. Gatehouse, H. S., Gatehouse, L. N., Malone, L. A. Amylase activity in honey bee hypopharyngeal glands reduced by RNA interference. Journal of Apicultural. , (2004).
  28. Jaubert-Possamai, S., Le Trionnaire, G., Bonhomme, J., Christophides, G. K., Rispe, C., Tagu, D. Gene knockdown by RNAi in the pea aphid Acyrthosiphon pisum. BMC biotechnology. 7, 63 (2007).
  29. Martín, D., Maestro, O., Cruz, J., Mané-Padrós, D., Bellés, X. RNAi studies reveal a conserved role for RXR in molting in the cockroach Blattella germanica. Journal of Insect Physiology. 52 (4), 410-416 (2006).
  30. Bansal, R., Mittapelly, P., Chen, Y., Mamidala, P., Zhao, C., Michel, A. Quantitative RT-PCR Gene Evaluation and RNA Interference in the Brown Marmorated Stink Bug. PloS one. 11 (5), e0152730 (2016).
  31. Terenius, O., Papanicolaou, A., et al. RNA interference in Lepidoptera: an overview of successful and unsuccessful studies and implications for experimental design. Journal of Insect Physiology. 57 (2), 231-245 (2011).
  32. Sparks, M. E., Shelby, K. S., Kuhar, D., Gundersen-Rindal, D. E. Transcriptome of the Invasive Brown Marmorated Stink Bug, Halyomorpha halys (Stål) (Heteroptera: Pentatomidae). PloS one. 9 (11), e111646 (2014).
  33. Tabara, H., Grishok, A., Mello, C. C. RNAi in C. elegans: soaking in the genome sequence. Science (New York, N.Y.). 282 (5388), 430-431 (1998).
  34. Baum, J. A., Roberts, J. K. Chapter Five – Progress Towards RNAi-Mediated Insect Pest Management. Insect Midgut and Insecticidal Proteins. 47, 249-295 (2014).
  35. Walshe, D. P., Lehane, S. M., Lehane, M. J., Haines, L. R. Prolonged gene knockdown in the tsetse fly Glossina by feeding double stranded RNA. Insect Molecular Biology. 18 (1), 11-19 (2009).
  36. Turner, C. T., Davy, M. W., MacDiarmid, R. M., Plummer, K. M., Birch, N. P., Newcomb, R. D. RNA interference in the light brown apple moth, Epiphyas postvittana (Walker) induced by double-stranded RNA feeding. Insect Molecular Biology. 15 (3), 383-391 (2006).
  37. Bautista, M. A. M., Miyata, T., Miura, K., Tanaka, T. RNA interference-mediated knockdown of a cytochrome P450, CYP6BG1, from the diamondback moth, Plutella xylostella, reduces larval resistance to permethrin. Insect biochemistry and molecular biology. 39 (1), 38-46 (2009).
  38. Maori, E., Paldi, N., et al. IAPV, a bee-affecting virus associated with Colony Collapse Disorder can be silenced by dsRNA ingestion. Insect Molecular Biology. 18 (1), 55-60 (2009).
  39. Hunter, W., Ellis, J., Hayes, J., Westervelt, D., Glick, E. Large-scale field application of RNAi technology reducing Israeli acute paralysis virus disease in honey bees (Apis mellifera, Hymenoptera: Apidae). PLoS Pathogens. 6 (12), e1001160 (2010).
  40. Christiaens, O., Smagghe, G. The challenge of RNAi-mediated control of hemipterans. Current Opinion in Insect Science. 6, 15-21 (2014).
  41. Hunter, W. B., Hail, D., Tipping, C., Paldi, N. RNA interference to reduce sharpshooters, the glassy-winged sharpshooter, and the Asian citrus psyllid. Symposium. , 24-27 (2010).
  42. Hunter, W. B., Glick, E., Paldi, N., Bextine, B. R. Advances in RNA interference: dsRNA treatment in trees and grapevines for insect pest suppression. Southwestern Entomologist. , (2012).
  43. Hail, D. A., Dowd, S., Hunter, W. H., Bextine, B. R. Investigating the transcriptome of the potato psyllid (Bactericera cockerelli): toward an RNAi based management strategy. , 183-186 (2010).
  44. de Andrade, E. C., Hunter, W. B. RNA Interference-Natural Gene-Based Technology for Highly Specific Pest Control (HiSPeC). RNA INTERFERENCE. , (2016).
  45. Taning, C. N. T., Andrade, E. C., Hunter, W. B., Christiaens, O., Smagghe, G. Asian Citrus Psyllid RNAi Pathway – RNAi evidence. Scientific reports. 6, 38082 (2016).
  46. Andrade, E. C., Hunter, W. B. RNAi feeding bioassay: development of a non-transgenic approach to control Asian citrus psyllid and other hemipterans. Entomologia Experimentalis et Applicata. 162 (3), 389-396 (2017).
  47. Joga, M. R., Zotti, M. J., Smagghe, G., Christiaens, O. RNAi Efficiency, Systemic Properties, and Novel Delivery Methods for Pest Insect Control: What We Know So Far. Frontiers in physiology. 7, 553 (2016).
  48. Zhang, X., Zhang, J., Zhu, K. Y. Chitosan/double-stranded RNA nanoparticle-mediated RNA interference to silence chitin synthase genes through larval feeding in the African malaria mosquito (Anopheles gambiae). Insect Molecular Biology. 19 (5), 683-693 (2010).
  49. Li-Byarlay, H., Li, Y., et al. RNA interference knockdown of DNA methyl-transferase 3 affects gene alternative splicing in the honey bee. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 110 (31), 12750-12755 (2013).
  50. Das, S., Debnath, N., Cui, Y., Unrine, J., Palli, S. R. Chitosan, Carbon Quantum Dot, and Silica Nanoparticle Mediated dsRNA Delivery for Gene Silencing in Aedes aegypti: A Comparative Analysis. ACS applied materials & interfaces. 7 (35), 19530-19535 (2015).
  51. Nimesh, S. Recent patents in siRNA delivery employing nanoparticles as delivery vectors. Recent patents on DNA & gene sequences. 6 (2), 91-97 (2012).
  52. Draz, M. S., Fang, B. A., et al. Nanoparticle-mediated systemic delivery of siRNA for treatment of cancers and viral infections. Theranostics. 4 (9), 872-892 (2014).
  53. Swevers, L., Raikhel, A. S., Sappington, T. W. Vitellogenesis and post-vitellogenic maturation of the insect ovarian follicle. Comprehensive. , (2005).
  54. Tufail, M., Takeda, M. Molecular characteristics of insect vitellogenins. Journal of Insect Physiology. 54 (12), 1447-1458 (2008).
  55. Hagedorn, H. H., Kunkel, J. G. Vitellogenin and vitellin in insects. Annual review of entomology. , (1979).
  56. Brandt, B. W., Zwaan, B. J., Beekman, M. Shuttling between species for pathways of lifespan regulation: a central role for the vitellogenin gene family?. Bioessays. , (2005).
  57. Murphy, C. T., McCarroll, S. A., et al. Genes that act downstream of DAF-16 to influence the lifespan of Caenorhabditis elegans. Nature. 424 (6946), 277-283 (2003).
  58. Shinoda, T., Itoyama, K. Juvenile hormone acid methyltransferase: a key regulatory enzyme for insect metamorphosis. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 100 (21), 11986-11991 (2003).
  59. Bellés, X. Beyond Drosophila: RNAi in vivo and functional genomics in insects. Annual review of entomology. 55, 111-128 (2010).
  60. Nouzova, M., Edwards, M. J., Mayoral, J. G., Noriega, F. G. A coordinated expression of biosynthetic enzymes controls the flux of juvenile hormone precursors in the corpora allata of mosquitoes. Insect biochemistry and molecular biology. 41 (9), 660-669 (2011).
  61. Huang, J., Marchal, E., Hult, E. F., Tobe, S. S. Characterization of the juvenile hormone pathway in the viviparous cockroach, Diploptera punctata. PloS one. 10 (2), e0117291 (2015).
  62. Ghosh, S. K. B., Hunter, W. B., Park, A. L., Gundersen-Rindal, D. E. Double strand RNA delivery system for plant-sap-feeding insects. PloS one. 12 (2), e0171861 (2017).
  63. Khrimian, A., Zhang, A., et al. Discovery of the aggregation pheromone of the brown marmorated stink bug (Halyomorpha halys) through the creation of stereoisomeric libraries of 1-bisabolen-3-ols. Journal of natural products. 77 (7), 1708-1717 (2014).
  64. Hall, D. G., Richardson, M. L., El-Desouky, A., Halbert, S. E. Asian citrus psyllid, Diaphorina citri, vector of citrus huanglongbing disease. Entomologia Experimentalis et Applicata. 146 (2), 207-223 (2012).
  65. Murphy, K. A., Tabuloc, C. A., Cervantes, K. R., Chiu, J. C. Ingestion of genetically modified yeast symbiont reduces fitness of an insect pest via RNA interference. Scientific reports. 6, 22587 (2016).
  66. San Miguel, ., K, J. G., Scott, The next generation of insecticides: dsRNA is stable as a foliar-applied insecticide. Pest management science. 72 (4), 801-809 (2016).
  67. Li, H., Guan, R., Guo, H., Miao, X. New insights into an RNAi approach for plant defence against piercing-sucking and stem-borer insect pests. Plant, cell & environment. 38 (11), 2277-2285 (2015).
  68. Hull, D., Timmons, L. Methods for delivery of double-stranded RNA into Caenorhabditis elegans. Methods in molecular biology (Clifton, N.J.). 265, 23-58 (2004).
  69. Timmons, L., Court, D. L., Fire, A. Ingestion of bacterially expressed dsRNAs can produce specific and potent genetic interference in Caenorhabditis elegans. Gene. 263 (1-2), 103-112 (2001).
  70. Burand, J. P., Hunter, W. B. RNAi: future in insect management. Journal of Invertebrate Pathology. 112 Suppl, S68-S74 (2013).
  71. Rodrigues, T. B., Figueira, A. . Management of Insect Pest by RNAi-A New Tool for Crop Protection. , (2016).
  72. Baumann, A. M. T., Bakkers, M. J. G., et al. 9-O-Acetylation of sialic acids is catalysed by CASD1 via a covalent acetyl-enzyme intermediate. Nature communications. 6, 7673 (2015).
  73. Araujo, R. N., Santos, A., Pinto, F. S., Gontijo, N. F., Lehane, M. J., Pereira, M. H. RNA interference of the salivary gland nitrophorin 2 in the triatomine bug Rhodnius prolixus (Hemiptera: Reduviidae) by dsRNA ingestion or injection. Insect biochemistry and molecular biology. 36 (9), 683-693 (2006).
  74. Wuriyanghan, H., Rosa, C., Falk, B. W. Oral Delivery of Double-Stranded RNAs and siRNAs Induces RNAi Effects in the Potato/Tomato Psyllid, Bactericerca cockerelli. PloS one. 6 (11), e27736 (2011).
  75. Kamath, R. S., Ahringer, J. Genome-wide RNAi screening in Caenorhabditis elegans. Methods (San Diego, Calif). 30 (4), 313-321 (2003).
  76. Yu, N., Christiaens, O., et al. Delivery of dsRNA for RNAi in insects: an overview and future directions). Insect Science. , (2012).
  77. Allen, M. L., Walker, W. B. Saliva of Lygus lineolaris digests double stranded ribonucleic acids. Journal of Insect Physiology. 58 (3), 391-396 (2012).
  78. Wynant, N., Santos, D., Verdonck, R., Spit, J., Van Wielendaele, P., Vanden Broeck, J. Identification, functional characterization and phylogenetic analysis of double stranded RNA degrading enzymes present in the gut of the desert locust, Schistocerca gregaria. Insect biochemistry and molecular biology. 46, 1-8 (2014).
  79. Ghosh, S. K. B., Gundersen-Rindal, D. E. Double strand RNA-mediated RNA interference through feeding in larval gypsy moth, Lymantria dispar (Lepidoptera: Erebidae). European Journal of Entomology. 114, 170-178 (2017).
  80. Baigude, H., Rana, T. M. Delivery of therapeutic RNAi by nanovehicles. Chembiochem : a European journal of chemical biology. 10 (15), 2449-2454 (2009).
  81. Mitter, N., Worrall, E. A., et al. Clay nanosheets for topical delivery of RNAi for sustained protection against plant viruses. Nature plants. 3, 16207 (2017).
  82. Dubelman, S., Fischer, J., et al. Environmental fate of double-stranded RNA in agricultural soils. PloS one. 9 (3), e93155 (2014).
  83. Kola, V. S. R., Renuka, P., Madhav, M. S., Mangrauthia, S. K. Key enzymes and proteins of crop insects as candidate for RNAi based gene silencing. Frontiers in physiology. 6, 119 (2015).
check_url/es/57390?article_type=t

Play Video

Citar este artículo
Ghosh, S. K. B., Hunter, W. B., Park, A. L., Gundersen-Rindal, D. E. Double-stranded RNA Oral Delivery Methods to Induce RNA Interference in Phloem and Plant-sap-feeding Hemipteran Insects. J. Vis. Exp. (135), e57390, doi:10.3791/57390 (2018).

View Video