Summary

복 포도 당 내성 검사, 폐 기능 측정 및 폐의 고정 비만 및 장애인된 대사 폐 결과에 미치는 영향 연구

Published: March 15, 2018
doi:

Summary

비만의 발생률 상승 하 고 만성 폐 질환의 위험을 증가 시킵니다. 설정 기본 메커니즘 및 예방 전략, 잘 정의 된 동물 모델 필요 합니다. 여기, 우리는 세 가지 방법 (포도 당 내성 검사, 몸 plethysmography, 및 폐 고정) 쥐에서 폐 결과에 비만의 효과 연구를 제공 합니다.

Abstract

비만 호흡기 장애는 주요 건강 문제입니다. 비만 따라서 성장 사회 경제적 부담을 나타내는 2030 1 십억 이상의 비만 개인 전세계의 예상된 번호와 신흥 유행 되고있다. 동시에, 비만 관련 comorbidities, 당뇨병, 만성 폐 질환으로 심장 등은 지속적으로 증가입니다. 비록 비만 천식 exacerbations에 대 한 위험 증가와 관련 있다, 호흡기 증상, 그리고 가난한 컨트롤의 악화 비만 만성 폐 질환의 병 인에서 교란된 물질 대사의 기능적 역할은 종종 과소 평가, 그리고 근본적인 분자 메커니즘 애매 남아 있다. 이 기사 물질 대사로 폐의 구조와 기능에 비만의 효과 평가 하는 방법을 제시 하는 것을 목표로. 여기, 우리가 쥐 연구에 대 한 세 가지 기술 설명: 포도 당 대사;에 비만의 효과 분석 하 복 포도 당 포용 력 (ipGTT)의 (1) 평가 (기도 저항 (해상도) 및 호흡기 시스템 준수 폐 기능;에 비만의 효과 분석 (Cdyn)의 측정 2) (3) 준비 및 후속 양적 조직학 평가 대 한 폐의 고정. 비만 관련 된 폐 질환은 아마 multifactorial, 조직의 염증 성 및 대사 dysregulation 잠재적으로 부정적인 영향을 주고 폐 기능 치료에 대 한 응답에서에서 형태소 분석. 따라서, 분자 메커니즘 및 새로운 치료의 효과 공부 하는 표준화 된 방법론은 필수적입니다.

Introduction

에 세계 보건 기구 (WHO) 2008 년에, 1.4 십억 이상의 성인, 세 20, 신체 질량 지 (수 BMI) 25; 보다 크거나와 체중 했다 또한, 이상의 200 백만 남자 그리고 거의 300 백만 여성 비만 (BMI≥30)1. 비만 대사 증후군 주요 위험 요소는 다양 한 질병에 대 한 있습니다. 비만 수 반하는 증가 백색 지방 조직 동안 대량 속속들이 연결 되었습니다 입력 2 당뇨병2,3, 관상 동맥 심장 질환 (CHD), 심장 마비 (HF), 심 방 세 동4 포함 하 여 심장 혈관 질병 관절염5, 호흡기 질환의 병 인에 그들의 기능 역할 제대로 이해 남아. 그러나, 역학 학문은 설명 했다 비만 강하게 exertional 호흡, 폐쇄성 수 면 무 호흡 증 증후군 (수), 비만 것 증후군 (OHS), 만성을 포함 한 만성 호흡기 조건, 연관 폐쇄성 폐 질환 (COPD), 폐 색 전 증, 포부 폐 렴 및 기관지 천식6,7,,89. 비만 대사 교란된 연결 잠재적인 메커니즘, 예를 들어인슐린 저항, 유형 II 당뇨병, 만성 폐 질환의 병 인에는 뿐만 아니라 구성 한다 무게의 기계적 및 물리적 결과 환기에 뿐만 아니라 얻을 유도 subacute 만성 염증 상태10,11. 비만 효과적인 예방 전략 및 치료 접근의 부족으로 결합 된 지난 10 년 동안 폐 병의 비만 관련 폐를 관리 하기 위해 새로운도 정의 하는 분자 메커니즘을 조사할 필요가 강조 질병입니다.

여기, 비만 및 폐 구조와 마우스 모델에서 기능에 미치는 영향을 조사 하기 위해 중요 한 기초는 3 개의 표준 테스트 설명: 기도 저항 (입술)의 (1) 복 포도 당 내성 (ipGTT) (2) 측정 및 호흡기 시스템 준수 (Cdyn); (3) 준비 및 후속 양적 조직학 평가 대 한 폐의 고정. ipGTT 측정 포도 당 통풍 관, 그리고 따라서 비만의 신진 대사에 영향을 강력한 검사입니다. 방법의 단순 실험실 사이 좋은 표준화, 그리고 그러므로 결과의 comparability을 수 있습니다. Hyperglycemic 클램프 또는 격리 된 독도 대 한 연구와 같은 보다 정교한 방법은 대사 표현 형12의 자세한 분석을 위해 사용할 수 있습니다. 여기 우리가 폐 결과에 추가 연구에 대 한 기준으로 조직 및 대사 장애의 비만 관련 된 상태를 정의 하는 포도 당 포용 력을 평가 합니다. 폐 기능에 비만 대사 장애의 영향을 평가 하기 위해 우리는 기도 저항 (해상도) 및 호흡기 시스템의 규정 준수 (Cdyn) 측정. 폐 질환의 특성, 폐 기능 평가 대 한 억제 뿐만 아니라 절제 된 방법을 사용할 수 있습니다. 자유롭게 이동 하는 동물에 억제 plethysmography 모방한 자연 상태를 반영 하는 호흡 패턴; 반면, 동적 폐 역학 평가 입술 깊은 마 취 쥐에서 cDyn의 입력된 임피던스 측정 등 침입 방법, 더 정확한13있습니다. 만성 호흡기 질환의 폐 조직 조직학 변경 반영 됩니다, 이후 추가 분석을 위해 적절 한 폐 고정 임박입니다. 것입니다 공부 될, 예를 들어 항공 또는 폐 실질14실시 폐의 조직 고정 및 준비 방법의 선택에 의하여 달려 있다. 여기, 우리가 실시 항공 천식 개발에 비만의 효과 연구의 질적, 양적 평가 허용 하는 방법을 설명 합니다.

Protocol

모든 동물 절차는 지방 정부 당국에 의해 승인 하는 프로토콜에 따라 실시 되었다 (토지 NRW, AZ: 2012.A424), 그리고 독일 동물 복지 법률 및 실험 또는 사용 하는 동물의 복지에 규정 했다 다른 과학적인 용도입니다. 폐 기능 분석 폐 구조에 영향을 미칠 수 있기 때문에 따라서 연속적인 조직학 분석, 입술 및 Cdyn 준비 및 histomorphometry에 대 한 폐의 정착의 측정 다른 동물에서 수행 되어야 합니다. 그러나…

Representative Results

복 포도 당 내성 검사 (ipGTT) (그림 4)의 대표적인 결과, 폐 기능 시험 (그림 5), 그리고 대표 이미지 보여주는 되며 오신 스테인드 폐 (그림 6). ipGTT 높은 지방 다이어트 (HFD)의 7 주 후 (파란색) 비만 생쥐에서 수행 되었다. 표준 다이어트 먹이 마우스 컨트롤 (블랙)…

Discussion

이 보고서는 포도 당 대사 및 폐 결과 비만 미치는 영향을 분석 하는 세 가지 다른 방법에 대 한 세 가지 프로토콜을 제공 합니다. 첫째, 포도 당 내성 검사 세포내 포도 당 통풍 관을 분석 하는 기회를 제공 하 고 인슐린 저항을 나타내는 수 있습니다. 둘째, 전체 몸 plethysmography 폐 기능을 측정 하는 기술 이며 그로 인하여 소설 치료의 효능을 테스트 도움이 됩니다. 셋째, 표준화 된 고정 프로토콜 ?…

Divulgaciones

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

실험은 Marga 월터 볼이 네 재단, 케르 펜, 독일;에 의해 지원 되었다 210-02-16 (MAAA), 프로젝트 210-03-15 (MAAA) 프로젝트와 독일 연구 재단 (DFG; AL1632-02; MAAA), 본, 독일; 분자 의학 쾰른 (CMMC;의 센터 대학 병원 쾰른; 경력 발전 프로그램; MAAA), 쾰른 재산 (학부 의학, 쾰른 대학; KD)입니다.

Materials

GlucoMen LX A.Menarini diagnostics, Firneze, Italy 38969 blood glucose meter
GlucoMen LX Sensor A.Menarini diagnostics, Firneze, Italy 39765 Test stripes
Glucose 20% B. Braun, Melsung, Germany 2356746
FinePointe Software DSI, MC s´Hertogenbosch, Netherlands 601-1831-002
FinePointe RC Single Site Mouse Table DSI, MC s´Hertogenbosch, Netherlands 601-1831-001
FPRC Controller DSI, MC s´Hertogenbosch, Netherlands 601-1075-001
FPRC Aerosol Block DSI, MC s´Hertogenbosch, Netherlands 601-1106-001
Aerogen neb head-5.2-4um DSI, MC s´Hertogenbosch, Netherlands 601-2306-001
Forceps FST, British Columbia, Canada 11065-07
Blunt scissors FST, British Columbia, Canada 14105-12
Micro scissors FST, British Columbia, Canada 15000-00
Perma-Hand 4-0 Ethicon, Puerto Rico, USA 736H Surgical suture
Roti-Histofix 4% Roth P087.1 4% Paraformaldehyd
Ketaset Zoetis, Berlin, Germany 10013389 Ketamine
Rompun 2% Bayer, Leverkusen, Germany 770081 Xylazine

Referencias

  1. Kelly, T., Yang, W., Chen, C. S., Reynolds, K., He, J. Global burden of obesity in 2005 and projections to 2030. Int J Obes (Lond). 32, 1431-1437 (2008).
  2. Freemantle, N., Holmes, J., Hockey, A., Kumar, S. How strong is the association between abdominal obesity and the incidence of type 2 diabetes?. International journal of clinical practice. 62, 1391-1396 (2008).
  3. Wassink, A. M. J., et al. Waist circumference and metabolic risk factors have separate and additive effects on the risk of future Type 2 diabetes in patients with vascular diseases. A cohort study. Diabetic Medicine. 28, 932-940 (2011).
  4. Oktay, A. A., et al. The Interaction of Cardiorespiratory Fitness with Obesity and the Obesity Paradox in Cardiovascular Disease. Progress in cardiovascular diseases. , (2017).
  5. Azamar-Llamas, D., Hernandez-Molina, G., Ramos-Avalos, B., Furuzawa-Carballeda, J. Adipokine Contribution to the Pathogenesis of Osteoarthritis. Mediators Inflamm. 2017, 5468023 (2017).
  6. Koenig, S. M. Pulmonary complications of obesity. The American journal of the medical sciences. 321, 249-279 (2001).
  7. Stunkard, A. J. Current views on obesity. The American journal of medicine. 100, 230-236 (1996).
  8. Murugan, A. T., Sharma, G. Obesity and respiratory diseases. Chron Respir Dis. 5, 233-242 (2008).
  9. Zammit, C., Liddicoat, H., Moonsie, I., Makker, H. Obesity and respiratory diseases. International journal of general medicine. 3, 335-343 (2010).
  10. Ouchi, N., Parker, J. L., Lugus, J. J., Walsh, K. Adipokines in inflammation and metabolic disease. Nat Rev Immunol. 11, 85-97 (2011).
  11. McArdle, M. A., Finucane, O. M., Connaughton, R. M., McMorrow, A. M., Roche, H. M. Mechanisms of obesity-induced inflammation and insulin resistance: insights into the emerging role of nutritional strategies. Front Endocrinol (Lausanne). 4, 52 (2013).
  12. Ayala, J. E., et al. Standard operating procedures for describing and performing metabolic tests of glucose homeostasis in mice. Disease models & mechanisms. 3, 525-534 (2010).
  13. Bates, J. H., Irvin, C. G. Measuring lung function in mice: the phenotyping uncertainty principle. J Appl Physiol. 94 (1985), 1297-1306 (2003).
  14. Hsia, C. C., Hyde, D. M., Ochs, M., Weibel, E. R. An official research policy statement of the American Thoracic Society/European Respiratory Society: standards for quantitative assessment of lung structure. Am J Respir Crit Care Med. 181, 394-418 (2010).
  15. Hoogstraten-Miller, S. L., Brown, P. A. Techniques in aseptic rodent surgery. Curr Protoc Immunol. Chapter 1, (2008).
  16. Heydemann, A. An Overview of Murine High Fat Diet as a Model for Type 2 Diabetes Mellitus. Journal of diabetes research. 2016, 2902351 (2016).
  17. Asha, G. V., Raja Gopal Reddy, M., Mahesh, M., Vajreswari, A., Jeyakumar, S. M. Male mice are susceptible to high fat diet-induced hyperglycaemia and display increased circulatory retinol binding protein 4 (RBP4) levels and its expression in visceral adipose depots. Archives of physiology and biochemistry. 122, 19-26 (2016).
  18. Jovicic, N., et al. Differential Immunometabolic Phenotype in Th1 and Th2 Dominant Mouse Strains in Response to High-Fat Feeding. PLoS One. 10, e0134089 (2015).
  19. Fontaine, D. A., Davis, D. B. Attention to Background Strain Is Essential for Metabolic Research: C57BL/6 and the International Knockout Mouse Consortium. Diabetes. 65, 25-33 (2016).
  20. Muniyappa, R., Lee, S., Chen, H., Quon, M. J. Current approaches for assessing insulin sensitivity and resistance in vivo: advantages, limitations, and appropriate usage. Am J Physiol Endocrinol Metab. 294, E15-E26 (2008).
  21. Heijboer, A. C., et al. Sixteen hours of fasting differentially affects hepatic and muscle insulin sensitivity in mice. Journal of lipid research. 46, 582-588 (2005).
  22. Heikkinen, S., Argmann, C. A., Champy, M. F., Auwerx, J. Evaluation of glucose homeostasis. Current protocols in molecular biology. Chapter 29, (2007).
  23. McGuinness, O. P., Ayala, J. E., Laughlin, M. R., Wasserman, D. H. NIH experiment in centralized mouse phenotyping: the Vanderbilt experience and recommendations for evaluating glucose homeostasis in the mouse. Am J Physiol Endocrinol Metab. 297, E849-E855 (2009).
  24. Ayala, J. E., Bracy, D. P., McGuinness, O. P., Wasserman, D. H. Considerations in the design of hyperinsulinemic-euglycemic clamps in the conscious mouse. Diabetes. 55, 390-397 (2006).
  25. Lodhi, I. J., Semenkovich, C. F. Why we should put clothes on mice. Cell Metab. 9, 111-112 (2009).
  26. Swoap, S. J., Gutilla, M. J., Liles, L. C., Smith, R. O., Weinshenker, D. The full expression of fasting-induced torpor requires beta 3-adrenergic receptor signaling. J Neurosci. 26, 241-245 (2006).
  27. Geiser, F. Metabolic rate and body temperature reduction during hibernation and daily torpor. Annu Rev Physiol. 66, 239-274 (2004).
  28. Mead, J. Mechanical properties of lungs. Physiological reviews. 41, 281-330 (1961).
  29. Lundblad, L. K., Irvin, C. G., Adler, A., Bates, J. H. A reevaluation of the validity of unrestrained plethysmography in mice. J Appl Physiol. 93, 1198-1207 (2002).
  30. Lundblad, L. K., et al. Penh is not a measure of airway resistance!. Eur Respir J. 30, 805 (2007).
  31. Adler, A., Cieslewicz, G., Irvin, C. G. Unrestrained plethysmography is an unreliable measure of airway responsiveness in BALB/c and C57BL/6 mice. J Appl Physiol. 97, 286-292 (2004).
  32. Fairchild, G. A. Measurement of respiratory volume for virus retention studies in mice. Applied microbiology. 24, 812-818 (1972).
  33. Brown, R. H., Wagner, E. M. Mechanisms of bronchoprotection by anesthetic induction agents: propofol versus ketamine. Anesthesiology. 90, 822-828 (1999).
  34. Goyal, S., Agrawal, A. Ketamine in status asthmaticus: A review. Indian journal of critical care medicine: peer-reviewed, official publication of Indian Society of Critical Care Medicine. 17, 154-161 (2013).
  35. Doi, M., Ikeda, K. Airway irritation produced by volatile anaesthetics during brief inhalation: comparison of halothane, enflurane, isoflurane and sevoflurane. Canadian journal of anaesthesia = Journal canadien d’anesthesie. 40, 122-126 (1993).
  36. Braber, S., Verheijden, K. A., Henricks, P. A., Kraneveld, A. D., Folkerts, G. A comparison of fixation methods on lung morphology in a murine model of emphysema. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 299, L843-L851 (2010).
  37. Weibel, E. R., Limacher, W., Bachofen, H. Electron microscopy of rapidly frozen lungs: evaluation on the basis of standard criteria. Journal of applied physiology: respiratory, environmental and exercise physiology. 53, 516-527 (1982).
  38. Rolls, G. . Process of Fixation and the Nature of Fixatives. , (2017).
  39. Winsor, L., Woods, A., Ellis, R. Tissue processing. Laboratory histopathology. , 4.2-1-4.2-39 (1994).
  40. Pearse, A. . Histochemistry, theoretical and applied. , (1980).
  41. Weibel, E. R. Morphological basis of alveolar-capillary gas exchange. Physiological reviews. 53, 419-495 (1973).
  42. Bur, S., Bachofen, H., Gehr, P., Weibel, E. R. Lung fixation by airway instillation: effects on capillary hematocrit. Experimental lung research. 9, 57-66 (1985).
  43. Bachofen, H., Ammann, A., Wangensteen, D., Weibel, E. R. Perfusion fixation of lungs for structure-function analysis: credits and limitations. Journal of applied physiology: respiratory, environmental and exercise physiology. 53, 528-533 (1982).
  44. Balcombe, J. P., Barnard, N. D., Sandusky, C. Laboratory routines cause animal stress. Contemporary topics in laboratory animal science. 43, 42-51 (2004).
check_url/es/56685?article_type=t

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Dinger, K., Mohr, J., Vohlen, C., Hirani, D., Hucklenbruch-Rother, E., Ensenauer, R., Dötsch, J., Alejandre Alcazar, M. A. Intraperitoneal Glucose Tolerance Test, Measurement of Lung Function, and Fixation of the Lung to Study the Impact of Obesity and Impaired Metabolism on Pulmonary Outcomes. J. Vis. Exp. (133), e56685, doi:10.3791/56685 (2018).

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