Test de tolérance au Glucose intrapéritonéal, mesure de la fonction pulmonaire et la Fixation du poumon pour étudier l’Impact de l’obésité et des troubles du métabolisme sur résultats pulmonaires
Summary
L’incidence de l’obésité augmente et augmente le risque de maladies pulmonaires chroniques. Modèles sont nécessaires pour établir les mécanismes sous-jacents et des stratégies préventives, animal bien défini. Ici, nous fournissons trois méthodes (épreuve d’hyperglycémie provoquée, pléthysmographie de corps et fixation du poumon) pour étudier l’effet de l’obésité sur résultats pulmonaires chez des souris.
Abstract
L’obésité et les troubles respiratoires sont les principaux problèmes de santé. L’obésité devient une épidémie émergente avec un nombre prévu de personnes obèses plus 1 milliard dans le monde en 2030, ce qui représente un fardeau socio-économique croissant. Simultanément, les comorbidités associées à l’obésité, y compris le diabète ainsi que maladies cardiaques et pulmonaires chroniques, sont continuellement à la hausse. Bien que l’obésité a été associée à un risque accru d’exacerbations de l’asthme, aggravation des symptômes respiratoires et mauvais contrôle, le rôle fonctionnel de l’obésité et le métabolisme perturbé dans la pathogenèse de la maladie pulmonaire chronique est souvent sous-estimée, et les mécanismes moléculaires sous-jacents demeurent insaisissables. Cet article vise à présenter les méthodes d’évaluation de l’effet de l’obésité sur le métabolisme, ainsi que la structure de poumon et fonction. Nous décrivons ici trois techniques d’études de la souris : (1) l’évaluation de la tolérance au glucose intrapéritonéale (HPI) pour analyser l’effet de l’obésité sur le métabolisme du glucose ; (2) mesure de la résistance des voies aériennes (Res) et de la conformité de l’appareil respiratoire (Cdyn) pour analyser l’effet de l’obésité sur la fonction pulmonaire ; et (3) préparation et fixation du poumon pour évaluation histologique quantitative ultérieur. Maladies pulmonaires liées à l’obésité sont probablement multifactorielles, découlant de la systémique inflammatoire et métabolique le dérèglement qui influencent potentiellement néfastes de la fonction pulmonaire et la réponse au traitement. Par conséquent, une méthode normalisée pour étudier les mécanismes moléculaires et l’effet de nouveaux traitements est essentielle.
Introduction
Selon le World Health Organisation (OMS) en 2008, plus de 1,4 milliards adultes, 20 ans et plus, faisaient de l’embonpoint avec un indice de masse corporelle (IMC) supérieur ou égal à 25 ; en outre, plus 200 millions d’hommes et les femmes presque 300 millions sont obèses (BMI≥30)1. Obésité et syndrome métabolique sont les principaux facteurs de risque pour une multitude de maladies. Tandis que l’obésité et le tissu adipeux blanc une augmentation concomitant masse a été intimement liée au type 2 diabète2,3, maladies cardiovasculaires, y compris la maladie coronarienne (CHD), insuffisance cardiaque (IC), fibrillation auriculaire4 et5de l’arthrose, leur rôle fonctionnel dans la pathogenèse des troubles respiratoires reste mal compris. Cependant, les études épidémiologiques ont démontré que l’obésité est fortement associée à des troubles respiratoires chroniques, y compris une dyspnée, syndrome d’apnée obstructive du sommeil (SAOS), syndrome obésité hypoventilation (OHS), chronique bronchopneumopathies obstructives (BPCO), embolie pulmonaire, pneumonie par aspiration et l’asthme bronchique6,7,8,9. Mécanismes possibles liens entre l’obésité et métabolisme perturbé, p. ex., résistance à l’insuline et diabète de type II, à la pathogenèse de la maladie pulmonaire chronique comprennent non seulement des conséquences physiques et mécaniques du poids gain sur la ventilation, mais aussi induire un état inflammatoire subaiguë chronique10,11. La montée de l’obésité et les maladies pulmonaires au cours de la dernière décennie, conjugués à l’absence de stratégies efficaces de prévention et d’approches thérapeutiques, met en évidence la nécessité d’étudier les mécanismes moléculaires pour définir de nouvelles voies pour gérer pulmonaire liée à l’obésité maladies.
Nous décrivons ici trois tests standards, qui sont des bases importantes pour enquêter sur l’obésité et son impact sur la structure du poumon et la fonction dans des modèles murins : glucose (1) intrapéritonéal tolérance (HPI) (2) mesure de la résistance des voies aériennes (Res) et respiratoire conformité au système (Cdyn) ; et (3) préparation et fixation du poumon pour évaluation histologique quantitative ultérieur. Le HPI est un test de dépistage fiable à l’absorption du glucose mesure et donc l’effet de l’obésité sur le métabolisme. La simplicité de la méthode permet de bonne normalisation et par conséquent la comparabilité des résultats entre les laboratoires. Des méthodes plus élaborées, tels que pinces hyperglycémiques ou d’études sur des îlots isolés, peuvent être utilisés pour une analyse détaillée du phénotype métabolique12. Ici, nous évaluons la tolérance au glucose pour définir un État trouble systémique et métabolique associées à l’obésité comme base pour poursuivre ses études sur un résultat pulmonaire. Pour évaluer l’effet de l’obésité et les troubles métaboliques sur la fonction pulmonaire, nous avons mesuré la résistance des voies aériennes (Res) et la conformité de l’appareil respiratoire (Cdyn). Afin de caractériser une maladie pulmonaire, il existe des méthodes sobres mais aussi sans retenue pour l’évaluation de la fonction pulmonaire. Pléthysmographie sans retenue en se déplaçant librement les animaux imite un état naturel, reflétant les cycles respiratoires ; en revanche, les méthodes invasives, comme mesure d’impédance d’entrée de Res et cDyn chez les souris profondément anesthésiés pour évaluer la mécanique pulmonaire dynamique, sont plus précis13. Étant donné que les affections respiratoires chroniques sont traduisent par des altérations histologiques du tissu pulmonaire, fixation pulmonaire correcte pour une analyse plus approfondie est imminente. Le choix de la méthode de fixation du tissu et de préparation dépend du compartiment du poumon qui est étudié, par exemple, mener airways ou poumon parenchyme14. Nous décrivons ici une méthode qui permet une évaluation qualitative et quantitative des des voies pour étudier l’effet de l’obésité sur le développement de l’asthme.
Protocol
Representative Results
Discussion
Ce rapport fournit trois protocoles pour trois différentes méthodes analyser l’impact de l’obésité sur le métabolisme du glucose et résultats pulmonaires. Tout d’abord, l’épreuve d’hyperglycémie provoquée offre la possibilité d’analyser l’absorption du glucose intracellulaire et peut être un indice de résistance à l’insuline. Deuxièmement, la pléthysmographie de corps entier est une technique de mesure de la fonction pulmonaire et est donc utile de tester l’efficacité de nouveaux traitem…
Divulgaciones
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Les expériences ont été pris en charge par la Marga et Walter Boll-Stiftung, Kerpen, Allemagne ; 16-02-210 (MAAA), projet 210-03-15 (MAAA) du projet et par la Fondation allemande de recherche (DFG ; AL1632-02 ; MAAA), Bonn (Allemagne) ; Centre de médecine moléculaire de Cologne (CMMC ; Hôpital universitaire de Cologne ; Programme de promotion de carrière ; MAAA), Köln, Fortune (Faculté de médecine, Université de Cologne ; KD).
Materials
| GlucoMen LX | A.Menarini diagnostics, Firneze, Italy | 38969 | blood glucose meter |
| GlucoMen LX Sensor | A.Menarini diagnostics, Firneze, Italy | 39765 | Test stripes |
| Glucose 20% | B. Braun, Melsung, Germany | 2356746 | |
| FinePointe Software | DSI, MC s´Hertogenbosch, Netherlands | 601-1831-002 | |
| FinePointe RC Single Site Mouse Table | DSI, MC s´Hertogenbosch, Netherlands | 601-1831-001 | |
| FPRC Controller | DSI, MC s´Hertogenbosch, Netherlands | 601-1075-001 | |
| FPRC Aerosol Block | DSI, MC s´Hertogenbosch, Netherlands | 601-1106-001 | |
| Aerogen neb head-5.2-4um | DSI, MC s´Hertogenbosch, Netherlands | 601-2306-001 | |
| Forceps | FST, British Columbia, Canada | 11065-07 | |
| Blunt scissors | FST, British Columbia, Canada | 14105-12 | |
| Micro scissors | FST, British Columbia, Canada | 15000-00 | |
| Perma-Hand 4-0 | Ethicon, Puerto Rico, USA | 736H | Surgical suture |
| Roti-Histofix 4% | Roth | P087.1 | 4% Paraformaldehyd |
| Ketaset | Zoetis, Berlin, Germany | 10013389 | Ketamine |
| Rompun 2% | Bayer, Leverkusen, Germany | 770081 | Xylazine |
Referencias
- Kelly, T., Yang, W., Chen, C. S., Reynolds, K., He, J. Global burden of obesity in 2005 and projections to 2030. Int J Obes (Lond). 32, 1431-1437 (2008).
- Freemantle, N., Holmes, J., Hockey, A., Kumar, S. How strong is the association between abdominal obesity and the incidence of type 2 diabetes?. International journal of clinical practice. 62, 1391-1396 (2008).
- Wassink, A. M. J., et al. Waist circumference and metabolic risk factors have separate and additive effects on the risk of future Type 2 diabetes in patients with vascular diseases. A cohort study. Diabetic Medicine. 28, 932-940 (2011).
- Oktay, A. A., et al. The Interaction of Cardiorespiratory Fitness with Obesity and the Obesity Paradox in Cardiovascular Disease. Progress in cardiovascular diseases. , (2017).
- Azamar-Llamas, D., Hernandez-Molina, G., Ramos-Avalos, B., Furuzawa-Carballeda, J. Adipokine Contribution to the Pathogenesis of Osteoarthritis. Mediators Inflamm. 2017, 5468023 (2017).
- Koenig, S. M. Pulmonary complications of obesity. The American journal of the medical sciences. 321, 249-279 (2001).
- Stunkard, A. J. Current views on obesity. The American journal of medicine. 100, 230-236 (1996).
- Murugan, A. T., Sharma, G. Obesity and respiratory diseases. Chron Respir Dis. 5, 233-242 (2008).
- Zammit, C., Liddicoat, H., Moonsie, I., Makker, H. Obesity and respiratory diseases. International journal of general medicine. 3, 335-343 (2010).
- Ouchi, N., Parker, J. L., Lugus, J. J., Walsh, K. Adipokines in inflammation and metabolic disease. Nat Rev Immunol. 11, 85-97 (2011).
- McArdle, M. A., Finucane, O. M., Connaughton, R. M., McMorrow, A. M., Roche, H. M. Mechanisms of obesity-induced inflammation and insulin resistance: insights into the emerging role of nutritional strategies. Front Endocrinol (Lausanne). 4, 52 (2013).
- Ayala, J. E., et al. Standard operating procedures for describing and performing metabolic tests of glucose homeostasis in mice. Disease models & mechanisms. 3, 525-534 (2010).
- Bates, J. H., Irvin, C. G. Measuring lung function in mice: the phenotyping uncertainty principle. J Appl Physiol. 94 (1985), 1297-1306 (2003).
- Hsia, C. C., Hyde, D. M., Ochs, M., Weibel, E. R. An official research policy statement of the American Thoracic Society/European Respiratory Society: standards for quantitative assessment of lung structure. Am J Respir Crit Care Med. 181, 394-418 (2010).
- Hoogstraten-Miller, S. L., Brown, P. A. Techniques in aseptic rodent surgery. Curr Protoc Immunol. Chapter 1, (2008).
- Heydemann, A. An Overview of Murine High Fat Diet as a Model for Type 2 Diabetes Mellitus. Journal of diabetes research. 2016, 2902351 (2016).
- Asha, G. V., Raja Gopal Reddy, M., Mahesh, M., Vajreswari, A., Jeyakumar, S. M. Male mice are susceptible to high fat diet-induced hyperglycaemia and display increased circulatory retinol binding protein 4 (RBP4) levels and its expression in visceral adipose depots. Archives of physiology and biochemistry. 122, 19-26 (2016).
- Jovicic, N., et al. Differential Immunometabolic Phenotype in Th1 and Th2 Dominant Mouse Strains in Response to High-Fat Feeding. PLoS One. 10, e0134089 (2015).
- Fontaine, D. A., Davis, D. B. Attention to Background Strain Is Essential for Metabolic Research: C57BL/6 and the International Knockout Mouse Consortium. Diabetes. 65, 25-33 (2016).
- Muniyappa, R., Lee, S., Chen, H., Quon, M. J. Current approaches for assessing insulin sensitivity and resistance in vivo: advantages, limitations, and appropriate usage. Am J Physiol Endocrinol Metab. 294, E15-E26 (2008).
- Heijboer, A. C., et al. Sixteen hours of fasting differentially affects hepatic and muscle insulin sensitivity in mice. Journal of lipid research. 46, 582-588 (2005).
- Heikkinen, S., Argmann, C. A., Champy, M. F., Auwerx, J. Evaluation of glucose homeostasis. Current protocols in molecular biology. Chapter 29, (2007).
- McGuinness, O. P., Ayala, J. E., Laughlin, M. R., Wasserman, D. H. NIH experiment in centralized mouse phenotyping: the Vanderbilt experience and recommendations for evaluating glucose homeostasis in the mouse. Am J Physiol Endocrinol Metab. 297, E849-E855 (2009).
- Ayala, J. E., Bracy, D. P., McGuinness, O. P., Wasserman, D. H. Considerations in the design of hyperinsulinemic-euglycemic clamps in the conscious mouse. Diabetes. 55, 390-397 (2006).
- Lodhi, I. J., Semenkovich, C. F. Why we should put clothes on mice. Cell Metab. 9, 111-112 (2009).
- Swoap, S. J., Gutilla, M. J., Liles, L. C., Smith, R. O., Weinshenker, D. The full expression of fasting-induced torpor requires beta 3-adrenergic receptor signaling. J Neurosci. 26, 241-245 (2006).
- Geiser, F. Metabolic rate and body temperature reduction during hibernation and daily torpor. Annu Rev Physiol. 66, 239-274 (2004).
- Mead, J. Mechanical properties of lungs. Physiological reviews. 41, 281-330 (1961).
- Lundblad, L. K., Irvin, C. G., Adler, A., Bates, J. H. A reevaluation of the validity of unrestrained plethysmography in mice. J Appl Physiol. 93, 1198-1207 (2002).
- Lundblad, L. K., et al. Penh is not a measure of airway resistance!. Eur Respir J. 30, 805 (2007).
- Adler, A., Cieslewicz, G., Irvin, C. G. Unrestrained plethysmography is an unreliable measure of airway responsiveness in BALB/c and C57BL/6 mice. J Appl Physiol. 97, 286-292 (2004).
- Fairchild, G. A. Measurement of respiratory volume for virus retention studies in mice. Applied microbiology. 24, 812-818 (1972).
- Brown, R. H., Wagner, E. M. Mechanisms of bronchoprotection by anesthetic induction agents: propofol versus ketamine. Anesthesiology. 90, 822-828 (1999).
- Goyal, S., Agrawal, A. Ketamine in status asthmaticus: A review. Indian journal of critical care medicine: peer-reviewed, official publication of Indian Society of Critical Care Medicine. 17, 154-161 (2013).
- Doi, M., Ikeda, K. Airway irritation produced by volatile anaesthetics during brief inhalation: comparison of halothane, enflurane, isoflurane and sevoflurane. Canadian journal of anaesthesia = Journal canadien d’anesthesie. 40, 122-126 (1993).
- Braber, S., Verheijden, K. A., Henricks, P. A., Kraneveld, A. D., Folkerts, G. A comparison of fixation methods on lung morphology in a murine model of emphysema. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 299, L843-L851 (2010).
- Weibel, E. R., Limacher, W., Bachofen, H. Electron microscopy of rapidly frozen lungs: evaluation on the basis of standard criteria. Journal of applied physiology: respiratory, environmental and exercise physiology. 53, 516-527 (1982).
- Rolls, G. . Process of Fixation and the Nature of Fixatives. , (2017).
- Winsor, L., Woods, A., Ellis, R. Tissue processing. Laboratory histopathology. , 4.2-1-4.2-39 (1994).
- Pearse, A. . Histochemistry, theoretical and applied. , (1980).
- Weibel, E. R. Morphological basis of alveolar-capillary gas exchange. Physiological reviews. 53, 419-495 (1973).
- Bur, S., Bachofen, H., Gehr, P., Weibel, E. R. Lung fixation by airway instillation: effects on capillary hematocrit. Experimental lung research. 9, 57-66 (1985).
- Bachofen, H., Ammann, A., Wangensteen, D., Weibel, E. R. Perfusion fixation of lungs for structure-function analysis: credits and limitations. Journal of applied physiology: respiratory, environmental and exercise physiology. 53, 528-533 (1982).
- Balcombe, J. P., Barnard, N. D., Sandusky, C. Laboratory routines cause animal stress. Contemporary topics in laboratory animal science. 43, 42-51 (2004).
