اختبار تحمل الجلوكوز داخل، قياس وظيفة الرئة، والتثبيت في الرئة لدراسة تأثير السمنة والايض البصر على النتائج الرئوية
Summary
ارتفاع الإصابة بالسمنة ويزيد من خطر الإصابة بالأمراض الرئوية المزمنة. هناك حاجة لإنشاء الآليات الكامنة والاستراتيجيات الوقائية، الحيوان المعالم نماذج. هنا، نحن نقدم ثلاث طرق (اختبار تحمل الجلوكوز، بليثيسموجرافي الجسم، وتثبيت الرئة) لدراسة تأثير السمنة على النتائج الرئوية في الفئران.
Abstract
السمنة، واضطرابات الجهاز التنفسي هي المشاكل الصحية الرئيسية. أصبحت السمنة وباء ناشئة مع عدد المتوقع من الأفراد يعانون من السمنة أكثر 1 بیلیون في جميع أنحاء العالم بحلول عام 2030، مما يمثل عبئا الاجتماعية اقتصادية متنامية. في نفس الوقت، comorbidities المتصلة بالسمنة، بما في ذلك مرض السكري، فضلا عن القلب وأمراض الرئة المزمنة، مستمرة في الارتفاع. ورغم أن السمنة مرتبطة بزيادة خطر الإصابة بالربو التفاقم، تفاقم أعراض تنفسية، وضعف الرقابة، الدور الوظيفي للسمنة والايض القلق في أمراض المرض الرئوي المزمن في كثير من الأحيان التقليل من شأنها، والآليات الجزيئية الكامنة لا تزال بعيدة المنال. هذه المقالة تهدف إلى تقديم أساليب لتقييم تأثير السمنة على التمثيل الغذائي، فضلا عن هيكل الرئة والدالة. هنا، يمكننا وصف ثلاث تقنيات لدراسات الفئران: (1) تقييم تحمل الجلوكوز داخل (إيبجت) لتحليل تأثير السمنة على استقلاب الجلوكوز؛ (2) قياس مقاومة مجرى الهواء (Res) والجهاز التنفسي الامتثال (كدين) لتحليل تأثير السمنة على وظائف الرئة؛ (3) إعداد وتثبيت الرئة للتقييم النسيجي الكمي اللاحقة. أمراض الرئة المتعلقة بالسمنة الأرجح المتعددة العوامل، الناجمة عن التقلبات التحريضية والاستقلابية الجهازية التي تؤثر سلبا على احتمال وظائف الرئة والاستجابة للعلاج. ولذلك، منهجية موحدة لدراسة الآليات الجزيئية وتأثير العلاجات رواية ضروري.
Introduction
وفقا منظمة الصحة العالمية (WHO) في عام 2008، أكثر من 1.4 بیلیون الكبار، الذين تتراوح أعمارهم بين 20 وكبار السن، يعانون من زيادة الوزن مع مؤشر كتلة جسم (BMI) أكبر من أو يساوي 25؛ علاوة على ذلك، ما يزيد على 200 مليون من الرجال والنساء تقريبا 300 مليون يعانون من السمنة المفرطة (BMI≥30)1. السمنة والمتلازمة الأيضية عوامل الخطر الرئيسية للعديد من الأمراض. بينما السمنة وما يصاحب ذلك زيادة الأنسجة الدهنية البيضاء الشامل قد تم ارتباطاً وثيقا بنوع 2 مرض السكري2،3، أمراض القلب والأوعية الدموية، بما في ذلك أمراض القلب التاجية (CHD)، وفشل القلب (HF)، الرجفان الاذيني4 وهشاشة العظام5، أدوارها الوظيفية في الآلية المرضية لاضطرابات الجهاز التنفسي لا تزال غير مفهومة. ومع ذلك، أظهرت الدراسات الوبائية أن السمنة يرتبط ارتباطاً قويا بالجهاز التنفسي المزمنة، بما في ذلك ضيق التنفس اكسيرشونال، متلازمة توقف التنفس أثناء النوم الانسدادي (OSAS)، متلازمة هيبوفينتيليشن السمنة (الصحة والسلامة المهنيتين)، المزمن مرض الانسداد الرئوي (COPD) والانسداد الرئوي، وطموح الالتهاب الرئوي والربو القصبي6،7،،من89. آليات محتملة تربط بين السمنة والايض القلق، مثلاً، ومقاومة الأنسولين، والنوع الثاني من مرض السكري، بأمراض المرض الرئوي المزمن لا لا تشمل سوى الميكانيكية والمادية المترتبة على الوزن الحصول على التهوية بل أيضا الحث على حالة مزمنة من التهاب حاد10،11. ظهور السمنة وأمراض الرئة خلال العقد الماضي، إلى جانب الافتقار إلى استراتيجيات وقائية فعالة والنهج العلاجي، ويبرز الحاجة إلى التحقيق في الآليات الجزيئية لتحديد سبل جديدة لإدارة الرئة ذات الصلة بالسمنة الأمراض.
هنا، يمكننا وصف الاختبارات القياسية الثلاثة، وأساسيات هامة للتحقيق في السمنة وأثرها على هيكل الرئة ووظيفتها في نماذج الماوس: (1) داخل الجلوكوز التسامح (إيبجت) (2) قياس مقاومة مجرى الهواء (Res) والجهاز التنفسي نظام الامتثال (كدين)؛ (3) إعداد وتثبيت الرئة للتقييم النسيجي الكمي اللاحقة. إيبجت اختبار فرز قوية لامتصاص الجلوكوز التدبير، وبالتالي تأثير السمنة على عملية التمثيل الغذائي. بساطة الأسلوب يسمح توحيد جيدة، ومن ثم القدرة على مقارنة النتائج بين المختبرات. يمكن استخدام أساليب أكثر تطورا، مثل المشابك هايبرجليسيميك أو دراسات بشأن الجزر المنعزلة، لتحليل مفصل ل النمط الظاهري الأيضية12. هنا نقيم تحمل الجلوكوز لتحديد حالة الاضطرابات النظمية والايض المرتبطة بالسمنة كأساس لإجراء مزيد من الدراسات على نتيجة رئوية. لتقييم تأثير السمنة واضطرابات التمثيل الغذائي على وظيفة الرئة، قمنا بقياس مقاومة مجرى الهواء (Res) والجهاز التنفسي الامتثال (كدين). تميز أمراض الرئة، تتوفر طرق غير المقيد، فضلا عن ضبط النفس لتقييم وظائف الرئة. بليثيسموجرافي غير المقيد في الانتقال بحرية الحيوانات يقلد دولة طبيعية، مما يعكس أنماط التنفس؛ وفي المقابل، أساليب الغازية، مثل قياس مقاومة الإدخال من الدقة وكدين في الفئران عميق تخديره لتقييم ميكانيكا الرئة الحيوية، هي أكثر دقة13. حيث تنعكس ظروف الجهاز التنفسي المزمنة بتغييرات نسيجية لانسجة الرئة، تثبيت الرئة السليمة لمزيد من التحليل بات وشيكا. اختيار أسلوب تثبيت الأنسجة وإعداد يعتمد على حجرة في الرئة التي سيتم دراستها، على سبيل المثال، تقوم شركة الخطوط الجوية أو الرئة حمة14. هنا، يمكننا وصف أسلوب يسمح التقييم النوعي والكمي للخطوط الجوية القيام بدراسة تأثير السمنة على تطوير الربو.
Protocol
Representative Results
Discussion
ويقدم هذا التقرير ثلاثة بروتوكولات لثلاث طرق مختلفة لتحليل تأثير السمنة على استقلاب الجلوكوز والنتائج الرئوية. أولاً، اختبار تحمل الجلوكوز تتيح الفرصة لتحليل امتصاص الجلوكوز داخل الخلايا، ويمكن أن يكون دليلاً على مقاومة الأنسولين. وثانيا، بليثيسموجرافي الجسم كله وهو أسلوب لقياس وظيفة …
Divulgaciones
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
التجارب التي كانت تدعمها مارغا ووالتر بول-ستيفتونغ، Kerpen، ألمانيا؛ المشروع 210-02-16 (ماا)، المشروع 210-03-15 (ماا) ومؤسسة البحوث الألمانية (DFG؛ AL1632-02؛ ماا)، بون، ألمانيا؛ مركز الطب الجزيئي كولونيا (كمك؛ مستشفى جامعة كولونيا؛ برنامج النهوض بالحياة الوظيفية؛ ماا)، كولون فورتشن (كلية الطب، جامعة كولونيا؛ دينار كويتي).
Materials
| GlucoMen LX | A.Menarini diagnostics, Firneze, Italy | 38969 | blood glucose meter |
| GlucoMen LX Sensor | A.Menarini diagnostics, Firneze, Italy | 39765 | Test stripes |
| Glucose 20% | B. Braun, Melsung, Germany | 2356746 | |
| FinePointe Software | DSI, MC s´Hertogenbosch, Netherlands | 601-1831-002 | |
| FinePointe RC Single Site Mouse Table | DSI, MC s´Hertogenbosch, Netherlands | 601-1831-001 | |
| FPRC Controller | DSI, MC s´Hertogenbosch, Netherlands | 601-1075-001 | |
| FPRC Aerosol Block | DSI, MC s´Hertogenbosch, Netherlands | 601-1106-001 | |
| Aerogen neb head-5.2-4um | DSI, MC s´Hertogenbosch, Netherlands | 601-2306-001 | |
| Forceps | FST, British Columbia, Canada | 11065-07 | |
| Blunt scissors | FST, British Columbia, Canada | 14105-12 | |
| Micro scissors | FST, British Columbia, Canada | 15000-00 | |
| Perma-Hand 4-0 | Ethicon, Puerto Rico, USA | 736H | Surgical suture |
| Roti-Histofix 4% | Roth | P087.1 | 4% Paraformaldehyd |
| Ketaset | Zoetis, Berlin, Germany | 10013389 | Ketamine |
| Rompun 2% | Bayer, Leverkusen, Germany | 770081 | Xylazine |
Referencias
- Kelly, T., Yang, W., Chen, C. S., Reynolds, K., He, J. Global burden of obesity in 2005 and projections to 2030. Int J Obes (Lond). 32, 1431-1437 (2008).
- Freemantle, N., Holmes, J., Hockey, A., Kumar, S. How strong is the association between abdominal obesity and the incidence of type 2 diabetes?. International journal of clinical practice. 62, 1391-1396 (2008).
- Wassink, A. M. J., et al. Waist circumference and metabolic risk factors have separate and additive effects on the risk of future Type 2 diabetes in patients with vascular diseases. A cohort study. Diabetic Medicine. 28, 932-940 (2011).
- Oktay, A. A., et al. The Interaction of Cardiorespiratory Fitness with Obesity and the Obesity Paradox in Cardiovascular Disease. Progress in cardiovascular diseases. , (2017).
- Azamar-Llamas, D., Hernandez-Molina, G., Ramos-Avalos, B., Furuzawa-Carballeda, J. Adipokine Contribution to the Pathogenesis of Osteoarthritis. Mediators Inflamm. 2017, 5468023 (2017).
- Koenig, S. M. Pulmonary complications of obesity. The American journal of the medical sciences. 321, 249-279 (2001).
- Stunkard, A. J. Current views on obesity. The American journal of medicine. 100, 230-236 (1996).
- Murugan, A. T., Sharma, G. Obesity and respiratory diseases. Chron Respir Dis. 5, 233-242 (2008).
- Zammit, C., Liddicoat, H., Moonsie, I., Makker, H. Obesity and respiratory diseases. International journal of general medicine. 3, 335-343 (2010).
- Ouchi, N., Parker, J. L., Lugus, J. J., Walsh, K. Adipokines in inflammation and metabolic disease. Nat Rev Immunol. 11, 85-97 (2011).
- McArdle, M. A., Finucane, O. M., Connaughton, R. M., McMorrow, A. M., Roche, H. M. Mechanisms of obesity-induced inflammation and insulin resistance: insights into the emerging role of nutritional strategies. Front Endocrinol (Lausanne). 4, 52 (2013).
- Ayala, J. E., et al. Standard operating procedures for describing and performing metabolic tests of glucose homeostasis in mice. Disease models & mechanisms. 3, 525-534 (2010).
- Bates, J. H., Irvin, C. G. Measuring lung function in mice: the phenotyping uncertainty principle. J Appl Physiol. 94 (1985), 1297-1306 (2003).
- Hsia, C. C., Hyde, D. M., Ochs, M., Weibel, E. R. An official research policy statement of the American Thoracic Society/European Respiratory Society: standards for quantitative assessment of lung structure. Am J Respir Crit Care Med. 181, 394-418 (2010).
- Hoogstraten-Miller, S. L., Brown, P. A. Techniques in aseptic rodent surgery. Curr Protoc Immunol. Chapter 1, (2008).
- Heydemann, A. An Overview of Murine High Fat Diet as a Model for Type 2 Diabetes Mellitus. Journal of diabetes research. 2016, 2902351 (2016).
- Asha, G. V., Raja Gopal Reddy, M., Mahesh, M., Vajreswari, A., Jeyakumar, S. M. Male mice are susceptible to high fat diet-induced hyperglycaemia and display increased circulatory retinol binding protein 4 (RBP4) levels and its expression in visceral adipose depots. Archives of physiology and biochemistry. 122, 19-26 (2016).
- Jovicic, N., et al. Differential Immunometabolic Phenotype in Th1 and Th2 Dominant Mouse Strains in Response to High-Fat Feeding. PLoS One. 10, e0134089 (2015).
- Fontaine, D. A., Davis, D. B. Attention to Background Strain Is Essential for Metabolic Research: C57BL/6 and the International Knockout Mouse Consortium. Diabetes. 65, 25-33 (2016).
- Muniyappa, R., Lee, S., Chen, H., Quon, M. J. Current approaches for assessing insulin sensitivity and resistance in vivo: advantages, limitations, and appropriate usage. Am J Physiol Endocrinol Metab. 294, E15-E26 (2008).
- Heijboer, A. C., et al. Sixteen hours of fasting differentially affects hepatic and muscle insulin sensitivity in mice. Journal of lipid research. 46, 582-588 (2005).
- Heikkinen, S., Argmann, C. A., Champy, M. F., Auwerx, J. Evaluation of glucose homeostasis. Current protocols in molecular biology. Chapter 29, (2007).
- McGuinness, O. P., Ayala, J. E., Laughlin, M. R., Wasserman, D. H. NIH experiment in centralized mouse phenotyping: the Vanderbilt experience and recommendations for evaluating glucose homeostasis in the mouse. Am J Physiol Endocrinol Metab. 297, E849-E855 (2009).
- Ayala, J. E., Bracy, D. P., McGuinness, O. P., Wasserman, D. H. Considerations in the design of hyperinsulinemic-euglycemic clamps in the conscious mouse. Diabetes. 55, 390-397 (2006).
- Lodhi, I. J., Semenkovich, C. F. Why we should put clothes on mice. Cell Metab. 9, 111-112 (2009).
- Swoap, S. J., Gutilla, M. J., Liles, L. C., Smith, R. O., Weinshenker, D. The full expression of fasting-induced torpor requires beta 3-adrenergic receptor signaling. J Neurosci. 26, 241-245 (2006).
- Geiser, F. Metabolic rate and body temperature reduction during hibernation and daily torpor. Annu Rev Physiol. 66, 239-274 (2004).
- Mead, J. Mechanical properties of lungs. Physiological reviews. 41, 281-330 (1961).
- Lundblad, L. K., Irvin, C. G., Adler, A., Bates, J. H. A reevaluation of the validity of unrestrained plethysmography in mice. J Appl Physiol. 93, 1198-1207 (2002).
- Lundblad, L. K., et al. Penh is not a measure of airway resistance!. Eur Respir J. 30, 805 (2007).
- Adler, A., Cieslewicz, G., Irvin, C. G. Unrestrained plethysmography is an unreliable measure of airway responsiveness in BALB/c and C57BL/6 mice. J Appl Physiol. 97, 286-292 (2004).
- Fairchild, G. A. Measurement of respiratory volume for virus retention studies in mice. Applied microbiology. 24, 812-818 (1972).
- Brown, R. H., Wagner, E. M. Mechanisms of bronchoprotection by anesthetic induction agents: propofol versus ketamine. Anesthesiology. 90, 822-828 (1999).
- Goyal, S., Agrawal, A. Ketamine in status asthmaticus: A review. Indian journal of critical care medicine: peer-reviewed, official publication of Indian Society of Critical Care Medicine. 17, 154-161 (2013).
- Doi, M., Ikeda, K. Airway irritation produced by volatile anaesthetics during brief inhalation: comparison of halothane, enflurane, isoflurane and sevoflurane. Canadian journal of anaesthesia = Journal canadien d’anesthesie. 40, 122-126 (1993).
- Braber, S., Verheijden, K. A., Henricks, P. A., Kraneveld, A. D., Folkerts, G. A comparison of fixation methods on lung morphology in a murine model of emphysema. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 299, L843-L851 (2010).
- Weibel, E. R., Limacher, W., Bachofen, H. Electron microscopy of rapidly frozen lungs: evaluation on the basis of standard criteria. Journal of applied physiology: respiratory, environmental and exercise physiology. 53, 516-527 (1982).
- Rolls, G. . Process of Fixation and the Nature of Fixatives. , (2017).
- Winsor, L., Woods, A., Ellis, R. Tissue processing. Laboratory histopathology. , 4.2-1-4.2-39 (1994).
- Pearse, A. . Histochemistry, theoretical and applied. , (1980).
- Weibel, E. R. Morphological basis of alveolar-capillary gas exchange. Physiological reviews. 53, 419-495 (1973).
- Bur, S., Bachofen, H., Gehr, P., Weibel, E. R. Lung fixation by airway instillation: effects on capillary hematocrit. Experimental lung research. 9, 57-66 (1985).
- Bachofen, H., Ammann, A., Wangensteen, D., Weibel, E. R. Perfusion fixation of lungs for structure-function analysis: credits and limitations. Journal of applied physiology: respiratory, environmental and exercise physiology. 53, 528-533 (1982).
- Balcombe, J. P., Barnard, N. D., Sandusky, C. Laboratory routines cause animal stress. Contemporary topics in laboratory animal science. 43, 42-51 (2004).
