Summary

Systèmes inductibles et constitutives génétique In Vivo modification des hépatocytes de souris à l’aide d’Injection dans la veine queue hydrodynamique

Published: February 02, 2018
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Summary

Injection dans la veine des vecteurs d’intégration axée sur le transposon queue hydrodynamique permet une transfection stable d’hépatocytes murins in vivo. Nous présentons ici un protocole pratique pour les systèmes de transfection qui permet l’expression constitutive à long terme d’un transgène seule ou combinée expression constitutive et doxycycline-induisible d’un transgène ou miR-shARN dans le foie.

Abstract

Dans les modèles de recherche d’un cancer du foie, régénération, l’inflammation et la fibrose, systèmes flexibles pour in vivo l’expression des gènes et silencieux d’échappement sont très utiles. Injection dans la veine queue hydrodynamiques de constructions axée sur le transposon est une méthode efficace de manipulation génétique des hépatocytes chez la souris adulte. En plus de l’expression du transgène constitutive, ce système peut servir pour des applications plus avancées, telles que l’implication de précipitation, de gènes shARN du système CRISPR/Cas9 pour induire des mutations du gène, ou systèmes inductibles. Ici, la combinaison de l’expression constitutive de CreER avec expression inductible d’un transgène ou miR-shARN de choix est présenté comme un exemple de cette technique. Nous couvrons la procédure plusieurs étape à partir de la préparation de la belle au bois dormant-transposon constructions, à l’injection et le traitement de souris et la préparation des tissus hépatiques pour analyse par immunohistochimie. Le système proposé est une approche fiable et efficace pour réaliser des manipulations génétiques complexes dans les hépatocytes. Il est particulièrement utile en combinaison avec Cre/loxP-basée des souches de souris et peut être appliqué à une variété de modèles dans la recherche d’une maladie du foie.

Introduction

Hépatopathie chronique présente un fardeau de majeurs pour la santé dans le monde1. Les modèles de recherche sur les animaux sont des outils essentiels dans l’étude des maladies du foie et ont aidé à répondre à des questions complexes dans la régénération du foie, inflammation hépatique et stéatose ainsi que le cancer du foie2. Un nombre important de ces modèles animaux reposent sur la modification génétique des cellules du foie. Par conséquent, des outils efficaces pour manipuler l’expression des gènes dans les hépatocytes sont utile3. Des méthodes reconnues telles que l’élevage de lignées de souris génétiquement modifiées ou la génération de vecteurs viraux pour infection hépatocytes sont soit harbor chronophage, problèmes de sécurité, ou rendement médiocre transgene expression dans les hépatocytes en vivo 4 , 5. injection dans la veine queue hydrodynamique (HTVI) est une méthode alternative pour la transfection de in vivo des hépatocytes permettant une interrogation simple, rapide et rentable de la fonction du gène dans le foie. Pour HTVI, un vecteur transportant la séquence d’ADN désirée est dissoute dans un volume de solution saline correspondant à 10 % du poids corporel de l’animal injecté. La solution est ensuite injectée dans la veine caudale dans 5-10 s6. Dépassant le débit cardiaque, la solution saline se jette de la veine cave inférieure dans les veines hépatiques, conduisant à l’élargissement du foie et de transfection hydrodynamique des hépatocytes7. Pour parvenir à une intégration génomique stable, la méthode a été combinée avec des vecteurs axée sur le transposon, tels que le système de transposon sleeping beauty. Ce système intervient dans la recombinaison des vecteurs de la cible avec les sites de recombinaison génomique catalysées par un sleeping beauty –transposase8,9. Pour les modèles de la fibrose du foie ou de la cancérogenèse, il est souvent souhaitable d’overexpress ou du silence des gènes à certains moments du modèle de la maladie. À cette fin, des outils pour l’expression des gènes inductibles tels que le Cre/LoxP-system ou le système d’expression de gène inductible par la tétracycline (Tet-On) peut être utilisé10.

Nous décrivons ici un protocole pour la transfection de in vivo des hépatocytes murins à l’aide de HTVI d’un système transposon belle au bois dormant . Outre un protocole pour l’expression stable, constitutive d’un transgène sous le contrôle d’un promoteur spécifique du foie, les auteurs décrivent un système de vecteur plus avancé qui combine l’expression constitutive tamoxifène dépendant Cre recombinase (CreER) avec la expression inductible d’un transgène ou adaptés microARN shARN (miR-shARN), appelé le pTC TET-système11. Dans ce système de vecteur, inductible transgènes ou miR-interférents pour expression dépendant de tétracycline sont clonés dans le vecteur de la colonne vertébrale avec un système de clonage de recombinaison, permettant la génération rapide et facile de nouveaux vecteurs12. Ce guide vidéo couvre la préparation de vecteurs appropriés, injection et le traitement de souris pour atteindre l’expression de transgènes/miR-shARN inductible et enfin la préparation du tissu hépatique pour l’analyse. La méthode décrite dans le présent protocole a été conçue pour permettre la combinaison de n’importe quel système de souris Cre/loxP médiée par l’expression ou la précipitation de n’importe quel gène de choix, ce qui en fait un système largement applicable dans la recherche d’une maladie du foie.

Protocol

Toutes les expériences animales ont été effectuées conformément aux lignes directrices pour le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire et ont été approuvées par les autorités responsables (Regierung von Oberbayern, Munich, Allemagne et Stanford Institutional Animal Care et utiliser Comité, Stanford, CA, é.-u.). Une liste de tous les plasmides de clonage (étapes 1 à 4) est fournie dans une table supplémentaire S1. 1. clonage d’un transgène pour l’Expression des gène…

Representative Results

Efficacité de transfection par injection dans la veine queue hydrodynamique : Le pourcentage des hépatocytes murins qui sont transfectées hydrodynamique en une seule injection est variable et dépend de plusieurs paramètres tels que le volume d’injection, le temps d’injection, la quantité d’ADN injecté et la taille de la construction injecté6, 22,23. En outre, l’…

Discussion

Transfection d’hépatocytes avec injection dans la veine queue hydrodynamique est devenu une méthode établie depuis son introduction il y a plus de 15 ans6. Le volume injecté dépasse le débit cardiaque et coule de la veine cave inférieure dans les sinusoïdes du foie7, conduisant à la transfection d’environ 10 à 20 %, dans certains cas jusqu’à 40 % des hépatocytes25,26. Facteurs prédictifs d’une tra…

Divulgaciones

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Ce travail a été soutenu par la Deutsche Krebshilfe, Allemagne (numéro de licence 111289 à l’UE), le Lucile Packard Foundation pour la santé enfantile (Ernest et Amelia Gallo doué bourse de recherche postdoctorale – numéro de licence de CSTC UL1 RR025744 à l’UE). Nous remercions le Dr Mark A. Kay constructions vectorielles et conseils expérimentaux et Dr Julien Sage pour les souris et expérimentale.

Materials

General Material
GeneRuler 1 kb Plus DNA Ladder Thermo Fisher #SM1331 DNA ladder for electrophoresis
Tissue-Tek O.C.T. Sakura 4583 embedding of cryo-sections
Biozym LE Agarose Biozym 840004
Ethidium bromide Sigma-Aldrich E7637-1G
D(+)-Saccharose Carl Roth 4621.1 For sweetening of the doxycyline solution
Ampicillin Sodium Salt AppliChem A0839,0010 For selection of Amp-resistant clones
LB Agar (Luria/Miller) Carl Roth X969.1
LB Broth (Luria/Miller) Carl Roth X968.1
S.O.C. Medium Thermo Fischer 15544034
Gentamicin sulfate AppliChem A1492,0001 For selection of Gentamicin-resistant clones
Roti-Histofix 4 % Fa. Roth P087.6 para-formaldehyde solution
T4 DNA Ligase New England BioLabs M0202S
GatewayTM LR ClonaseTM II Enzyme Mix invitrogen/ThermoFisher 11791-020 contains LR-clonase enzyme mix II and proteinase K
DB3.1 Competent Cells Thermo Fisher 11782-018
Stbl3 Chemically Competent E. coli Thermo Fisher C737303
Name Company Catalog Number Comments
Restriction Enzymes
PacI New England BioLabs R0547S
AscI New England BioLabs R0558S
FseI New England BioLabs R0588S
SacI New England BioLabs R0156S
SpeI New England BioLabs R0133S
KpnI New England BioLabs R0142S
NotI New England BioLabs R0189S
XhoI New England BioLabs R0146S
BfuAI New England BioLabs R0701S
Name Company Catalog Number Comments
Kits
QIAquick Gel Extraction Kit Qiagen 28704 For DNA Extraction from gel
NucleoSpin Gel and PCR Clean Up Macherey & Nagel 740609.10
NucleoBond PC20 Macherey & Nagel 740571 Plasmid extraction (Mini prep)
NucleoBond PC500 Macherey & Nagel 740574 Plasmid extraction (Maxi prep)
Phusion High-Fidelity DNA Polymerase Thermo Fisher F530S
Name Company Catalog Number Comments
Materials for Mouse Experiments
Injekt Syringe F 1 ml Braun 9166017V For intraperitoneal injection
Omnifix Luer 3 ml Braun 4616025V For intravenous injection
Sterican Cannula 24G Braun 4657675
Sterican Cannula 27G Braun 4657705
Tamoxifen Sigma-Aldrich T5648-1G For CreER activation
Corn oil Sigma-Aldrich C8267-500ML Carrier for tamoxifen injections
Doxycycline hyclate AppliChem A2951,0025 Activation of tetracycline-dependent expression
Injekt 10 ml Syringe Braun 4606108V
Filtropur S 0.2 Sarstedt 831,826,001 For filtration of doxycycline
NaCl 0,9% Braun 3200905 Carrier for intravenous injections
Falcon Conical Tube 50ml Corning Life Science 352095
Infrared Lamp N/A N/A For warming of mouse tail
IVIS Perkin Elmer 124262 In vivo imaging system
Name Company Catalog Number Comments
Plasmids for cloning of sleeping beauty-transposon vectors for HTVI.
pTC n/a Vector for constitutive gene expression, ref. 15
pEN_TTmcs Addgene #25755 Entry vector for inducible gene expression, ref. 19
pEN_TTGmiRc2 Addgene #25753 Entry vector for inducible miR-shRNA expression with co-expression of GFP, ref. 19
pEN_TTmiRc2 Addgene #25752 Entry vector for inducible miR-shRNA expression without co-expression of GFP, ref. 19
pTC ApoE-Tet Addgene #85578 Expression vector for inducible gene or miR-shRNA expression with ApoE.HCR.hAAT promotor, ref. 11
pTC-CMV-Tet Addgene #85577 Expression vector for inducible gene or miR-shRNA expression with CMV promotor, ref. 11

Referencias

  1. Byass, P. The global burden of liver disease: a challenge for methods and for public health. BMC Med. 12, 159 (2014).
  2. Liu, Y., et al. Animal models of chronic liver diseases. Am J Physiol Gastrointest Liver Physiol. 304 (5), G449-G468 (2013).
  3. Frese, K. K., Tuveson, D. A. Maximizing mouse cancer models. Nat Rev Cancer. 7 (9), 645-658 (2007).
  4. Dow, L. E., et al. Conditional reverse tet-transactivator mouse strains for the efficient induction of TRE-regulated transgenes in mice. PLoS One. 9 (4), e95236 (2014).
  5. Lundstrom, K. Latest development in viral vectors for gene therapy. Trends Biotechnol. 21 (3), 117-122 (2003).
  6. Liu, F., Song, Y., Liu, D. Hydrodynamics-based transfection in animals by systemic administration of plasmid DNA. Gene Ther. 6 (7), 1258-1266 (1999).
  7. Kanefuji, T., et al. Hemodynamics of a hydrodynamic injection. Mol Ther Methods Clin Dev. 1, 14029 (2014).
  8. Ivics, Z., Izsvak, Z. Sleeping Beauty Transposition. Microbiol Spectr. 3 (2), (2015).
  9. Hausl, M. A., et al. Hyperactive sleeping beauty transposase enables persistent phenotypic correction in mice and a canine model for hemophilia B. Mol Ther. 18 (11), 1896-1906 (2010).
  10. Doyle, A., McGarry, M. P., Lee, N. A., Lee, J. J. The construction of transgenic and gene knockout/knockin mouse models of human disease. Transgenic Res. 21 (2), 327-349 (2012).
  11. Hubner, E. K., et al. An in vivo transfection system for inducible gene expression and gene silencing in murine hepatocytes. J Gene Med. 19 (1-2), (2017).
  12. Katzen, F. Gateway((R)) recombinational cloning: a biological operating system. Expert Opin Drug Discov. 2 (4), 571-589 (2007).
  13. Chuang, L. Y., Cheng, Y. H., Yang, C. H. Specific primer design for the polymerase chain reaction. Biotechnol Lett. 35 (10), 1541-1549 (2013).
  14. Lorenz, T. C. Polymerase chain reaction: basic protocol plus troubleshooting and optimization strategies. J Vis Exp. (63), e3998 (2012).
  15. Ehmer, U., et al. Organ size control is dominant over Rb family inactivation to restrict proliferation in vivo. Cell Rep. 8 (2), 371-381 (2014).
  16. Froger, A., Hall, J. E. Transformation of plasmid DNA into E. coli using the heat shock method. J Vis Exp. (6), e253 (2007).
  17. Sanger, F., Coulson, A. R. A rapid method for determining sequences in DNA by primed synthesis with DNA polymerase. J Mol Biol. 94 (3), 441-448 (1975).
  18. Koontz, L. Explanatory chapter: how plasmid preparation kits work. Methods Enzymol. 529, 23-28 (2013).
  19. Shin, K. J., et al. A single lentiviral vector platform for microRNA-based conditional RNA interference and coordinated transgene expression. Proc Natl Acad Sci U S A. 103 (37), 13759-13764 (2006).
  20. Hubner, E. K., et al. An in vivo transfection system for inducible gene expression and gene silencing in murine hepatocytes. J Gene Med. , (2016).
  21. Yant, S. R., Huang, Y., Akache, B., Kay, M. A. Site-directed transposon integration in human cells. Nucleic Acids Res. 35 (7), e50 (2007).
  22. Zhang, G., Budker, V., Wolff, J. A. High levels of foreign gene expression in hepatocytes after tail vein injections of naked plasmid DNA. Hum Gene Ther. 10 (10), 1735-1737 (1999).
  23. Maruyama, H., et al. High-level expression of naked DNA delivered to rat liver via tail vein injection. J Gene Med. 4 (3), 333-341 (2002).
  24. Bell, J. B., Aronovich, E. L., Schreifels, J. M., Beadnell, T. C., Hackett, P. B. Duration of expression and activity of Sleeping Beauty transposase in mouse liver following hydrodynamic DNA delivery. Mol Ther. 18 (10), 1796-1802 (2010).
  25. Brunetti-Pierri, N., Lee, B. Gene therapy for inborn errors of liver metabolism. Mol Genet Metab. 86 (1-2), 13-24 (2005).
  26. Atta, H. M. Gene therapy for liver regeneration: experimental studies and prospects for clinical trials. World J Gastroenterol. 16 (32), 4019-4030 (2010).
  27. Malato, Y., et al. Fate tracing of mature hepatocytes in mouse liver homeostasis and regeneration. J Clin Invest. 121 (12), 4850-4860 (2011).
  28. Weber, J., et al. CRISPR/Cas9 somatic multiplex-mutagenesis for high-throughput functional cancer genomics in mice. Proc Natl Acad Sci U S A. 112 (45), 13982-13987 (2015).
  29. Viecelli, H. M., et al. Treatment of phenylketonuria using minicircle-based naked-DNA gene transfer to murine liver. Hepatology. 60 (3), 1035-1043 (2014).
  30. Delerue, F., White, M., Ittner, L. M. Inducible, tightly regulated and non-leaky neuronal gene expression in mice. Transgenic Res. 23 (2), 225-233 (2014).
  31. Izsvak, Z., Ivics, Z., Plasterk, R. H. Sleeping Beauty, a wide host-range transposon vector for genetic transformation in vertebrates. J Mol Biol. 302 (1), 93-102 (2000).
  32. Koponen, J. K., et al. Doxycycline-regulated lentiviral vector system with a novel reverse transactivator rtTA2S-M2 shows a tight control of gene expression in vitro and in vivo. Gene Ther. 10 (6), 459-466 (2003).
  33. Saitoh, Y., et al. Dose-dependent doxycycline-mediated adrenocorticotropic hormone secretion from encapsulated Tet-on proopiomelanocortin Neuro2A cells in the subarachnoid space. Hum Gene Ther. 9 (7), 997-1002 (1998).
  34. Yao, M., et al. Conditional Inducible Triple-Transgenic Mouse Model for Rapid Real-Time Detection of HCV NS3/4A Protease Activity. PLoS One. 11 (3), e0150894 (2016).
  35. Santacatterina, F., et al. Down-regulation of oxidative phosphorylation in the liver by expression of the ATPase inhibitory factor 1 induces a tumor-promoter metabolic state. Oncotarget. 7 (1), 490-508 (2016).
  36. Hojman, P., Eriksen, J., Gehl, J. Tet-On induction with doxycycline after gene transfer in mice: sweetening of drinking water is not a good idea. Anim Biotechnol. 18 (3), 183-188 (2007).
  37. Cawthorne, C., Swindell, R., Stratford, I. J., Dive, C., Welman, A. Comparison of doxycycline delivery methods for Tet-inducible gene expression in a subcutaneous xenograft model. J Biomol Tech. 18 (2), 120-123 (2007).
  38. Yuan, L., et al. An HBV-tolerant immunocompetent model that effectively simulates chronic hepatitis B virus infection in mice. Exp Anim. , (2016).
  39. Zhou, Q., et al. RPB5-Mediating Protein Suppresses Hepatitis B Virus (HBV) Transcription and Replication by Counteracting the Transcriptional Activation of Hepatitis B virus X Protein in HBV Replication Mouse Model. Jundishapur J Microbiol. 8 (9), e21936 (2015).
  40. Yagai, T., Miyajima, A., Tanaka, M. Semaphorin 3E secreted by damaged hepatocytes regulates the sinusoidal regeneration and liver fibrosis during liver regeneration. Am J Pathol. 184 (8), 2250-2259 (2014).
  41. Tordella, L., et al. SWI/SNF regulates a transcriptional program that induces senescence to prevent liver cancer. Genes Dev. 30 (19), 2187-2198 (2016).
  42. Ogata, K., Selvaraj, S. R., Miao, H. Z., Pipe, S. W. Most factor VIII B domain missense mutations are unlikely to be causative mutations for severe hemophilia A: implications for genotyping. J Thromb Haemost. 9 (6), 1183-1190 (2011).
  43. Vercellotti, G. M., et al. H-ferritin ferroxidase induces cytoprotective pathways and inhibits microvascular stasis in transgenic sickle mice. Front Pharmacol. 5, 79 (2014).
  44. Ando, M., et al. Prevention of adverse events of interferon gamma gene therapy by gene delivery of interferon gamma-heparin-binding domain fusion protein in mice. Mol Ther Methods Clin Dev. 1, 14023 (2014).
  45. Watcharanurak, K., et al. Regulation of immunological balance by sustained interferon-gamma gene transfer for acute phase of atopic dermatitis in mice. Gene Ther. 20 (5), 538-544 (2013).

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Hubner, E. K., Lechler, C., Rösner, T. N., Kohnke-Ertel, B., Schmid, R. M., Ehmer, U. Constitutive and Inducible Systems for Genetic In Vivo Modification of Mouse Hepatocytes Using Hydrodynamic Tail Vein Injection. J. Vis. Exp. (132), e56613, doi:10.3791/56613 (2018).

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