Summary

Verwenden einen angepasste mikrofluidischen olfaktorische Chip für die Bildgebung neuronaler Aktivität als Reaktion auf Pheromone in männlichen C. Elegans Kopf Neuronen

Published: September 07, 2017
doi:

Summary

Die Verwendung eines angepassten “olfaktorischen Chips” für die effiziente Kalzium Imaging von C. Elegans Männchen ist hier beschrieben. Studien über männliche Einwirkung von Glycerin und ein Pheromon werden ebenfalls angezeigt.

Abstract

Die Verwendung von Kalzium Indikatoren wurde unser Verständnis der neuronalen Dynamik und Regulierung erheblich verbessert. Der Fadenwurm Caenorhabditis Elegans, mit seiner völlig zugeordneten Nervensystem und transparente Anatomie, stellt ein ideales Modell für Echtzeit-neural Dynamics mit Kalzium Indikatoren zu verstehen. In Kombination mit mikrofluidischen Technologien und experimentellen Designs sind Kalzium-Bildgebungsstudien mit Hilfe dieser Indikatoren in frei bewegliche und eingeschlossene Tiere durchgeführt. Allerdings haben die meisten frühere Studien unter Verwendung Trapping-Geräte, wie den olfaktorischen Chip beschrieben in Chronis Et Al., Geräte für den Einsatz in der häufiger Zwitter, wie das seltenere Männchen sowohl morphologisch und strukturell ist unähnlich. Ein angepasster olfaktorischer Chip wurde konstruiert und gefertigt für mehr Effizienz in der männlichen neuronale Bildgebung mit jungen Erwachsenen Tieren. Eine Wende wurde der Wurm Verladehafen, die Tiere zu drehen und ermöglicht die Trennung der einzelnen Neuronen innerhalb eines bilateralen Paares in 2D Bildgebung eingegliedert. Würmer sind ein kontrollierter Informationsfluss Geruchsstoff innerhalb des Gerätes mikrofluidischen ausgesetzt wie in den vorhergehenden Zwitter Studien beschrieben. Kalzium-Transienten sind dann mit der Open-Source-Software ImageJ analysiert. Die hier beschriebene Verfahren ermöglichen eine erhöhte Menge an männlich-basierte C. Elegans Kalzium Bildgebungsstudien vertiefen unser Verständnis der Mechanismen der Geschlecht-spezifische neuronale Signale.

Introduction

Mikrofluidischen Geräte bieten verstärkten Zugang zu genau kontrollierten Umgebungen, wobei Tiere, wie z. B. der Fadenwurm C. Elegans, kann experimentell manipulierte1sein. Diese Studien umfassen Verhaltens Assays, Kalzium bildgebenden oder sogar Vorführungen für bestimmte Phänotypen, wodurch genauere Messungen von experimentellen Ergebnissen1,2,3,4, 5,6. Mikrofluidik bieten kleinen flüssigen Bedingungen durch die ausführliche Experimente ausgeführt werden können, während die Nutzung minimaler Mengen von Reagenzien. Gibt es eine konstante Produktion von neuen mikrofluidischen Gerätedesigns und die Verwendung der einzelnen variiert von Arenen, die für die natürliche sinusförmige Bewegung von C. Elegans in behavioral Assays und neuronale bildgebende Geräte in neuronale Bildgebung auffangen ermöglichen und olfaktorischen Studien, die Geräte, die für Hochdurchsatz-phänotypische Analyse in genetischen4,5,6,7Bildschirme ermöglichen. Im Anschluss an die Herstellung von einem master-Form, mikrofluidischen Geräte sind preisgünstig zu konstruieren – angesichts die Wiederverwendbarkeit des Meisters — und einfach zu bedienen, so dass für schnelle Datengenerierung über Hochdurchsatz-Studien. Die Herstellung von Geräten, die Verwendung von Polymeren wie z. B. Polydimethylsiloxan (PDMS) ermöglicht die Erstellung von neuen Geräten innerhalb von Stunden.

Calcium bildgebenden mithilfe genetisch codierte Kalzium Indikatoren (GECIs) ausgedrückt in Zielzellen der neuronalen Dynamik dieser Zellen in Echtzeit8,9,10,11messen. Die transparentere Natur von C. Elegans ermöglicht die Aufzeichnung der fluoreszierenden Ebenen dieser Proteine in lebenden Tieren. Traditionell, GECIs verlassen sich auf das grün fluoreszierende Protein (GFP)-basierte Sensor GFP-Calmodulin-M13 Peptid (GCaMP), obwohl neuere Studien diese Sensoren für besseres Signal-Rausch-Verhältnis und rot-verschoben Erregung Profile angepasst haben. Im Anschluss an die Entwicklung der GCaMP3 Proteine mit diesen Spezifikationen haben unterschiedliche, einschließlich Sensoren wie GCaMP6s und GCaMP6f (langsame und schnelle Fluoreszenz ab-Preise, bzw.), sowie RFP-Calmodulin-M13-Peptid (RCaMP), die hat einen rot-verschoben Aktivierung-Profil. Die Kombination aus diesen GECIs mit C. Elegans zellspezifische gen Promotorsequenzen kann gezielt Zellen von Interesse, besonders sensorischen Neuronen12,13,14,15 , 16.

Während die Benutzerfreundlichkeit C. Elegans in mikrofluidischen Studien hervorgeht, haben fast alle Studien auf Hermaphroditen konzentriert. Trotz Männchen entfallen nur 0,01-0,02 % der Bevölkerung Wildtyp, können wertvolle Erkenntnisse ergeben sich aus der Charakterisierung. Während der physischen Connectome Zwitter Nervensystem vollständig für Jahrzehnte17zugeordnet wurde, bleibt das männliche Connectome unvollständig, vor allem im Kopfbereich der Tiere18. Die Verwendung von Kalzium Bildgebung bei Männern wird mithelfen, schaffen ein Verständnis für die männlichen Nervensystems und die Unterschiede, die zwischen den beiden Geschlechtern auftreten. Die geringere Größe der Männchen C. Elegans verhindert effektiv und zuverlässig Fallenjagd in der Ladehäfen des traditionellen olfaktorischen Geräte für größere Hermaphroditen. Um dieses Problem anzugehen, eine modifizierte Version des olfaktorischen Chip Chronis19 wurde mit ein schmaler Verladehafen, eine niedrigere Kanalhöhe entwickelt und stellt sich in der Wurm Ladeöffnung (die das Tier zu drehen), ermöglicht die Visualisierung von bilateralen links/rechts neuronale Paare. Dieses Design erlaubt: (1) die effektive Trapping von jungen Erwachsenen Männern, (2) ein zuverlässiger Ausrichtung des Tieres für die Visualisierung von beide Mitglieder des bilateralen verbundenen Neuronen und (3) die präzise Abbildung der neuronalen Aktivität im männlichen Neuronen.

Immer mehr zeigen Studien, dass C. Elegans Männer anders als Hermaphroditen zu einer Vielzahl von Ascarosides (Ascr) oder Nematoden Pheromone20,21,22,23 reagieren ,24. Daher entwickeln ein Verständnis der neuronalen Dynamik und Darstellungen innerhalb der männlichen Connectome noch relevant geworden. Männliche C. Elegans enthalten 87 geschlechtsspezifische Neuronen nicht vorhanden in der Zwitter25,26, verändern das Connectome in als-noch unbestimmten Arten. In der Lage, diese einzigartige neuronale Dynamik Bild erlaubt uns, besser zu verstehen, geschlechtsspezifische Reaktionen und Neuronale Repräsentationen.

Dieses Protokoll beschreibt die Verwendung eines männlichen angepasst olfaktorische Chips für die neuronale Bildgebung von männlichen C. Elegans Chemosensation. Die nozizeptiven Neuron Asche reagiert zuverlässig auf 1 M Glycerin bei Männern, konsistent mit früheren hermaphroditischen Studien27. Exposition gegenüber Ascarosides kann Reaktionen hervorrufen, die Variable von Tier zu Tier sind, erfordern eine größere Anzahl von Tieren getestet werden. Die Antwort der männlich-spezifische CEM Neuronen zuvor, durch Elektrophysiologie und Kalzium, die bildgebenden Verfahren, nachweislich zu Ascaroside #323variabel reagieren.

Protocol

1. Gerät Herstellung Hinweis: siehe Hinweis 1. Hinweis: master Silikonformen wurden hergestellt mit photolithographische Standardtechniken für Musterung SU-8 Photoresist auf einem Silizium-master 1 ,- 7. Fotomasken für Wafer Musterung wurden bei 25.000 dpi gedruckt. Männlich-angepasst Gerätefunktionen Chronis olfaktorische Chip design 19 mit einer Änd…

Representative Results

Ein Beispiel für den Gesamtaufbau Gerät sehen in Abbildung 1A-B. Abbildung 1A zeigt den richtigen Behälter Bau und Einrichtung. Abbildung 1 b zeigt die Verbindungen der Stauseen am mikrofluidischen Gerät. Abbildung 1 zeigt ein mikrofluidischen Gerät mit einzelnen Ports für Klarheit beschriftet. <p class="jove_content" fo:keep-together.within-pa…

Discussion

Die männlichen angepasst olfaktorische Chip integriert eine Wendung in ein schmaler Verladehafen, wodurch für mehr Kontrolle über die Ausrichtung und das effiziente Abfangen von männlichen C. Elegans. Dies ermöglicht die Visualisierung der linken und rechten Mitglieder des neuronalen bilaterale Paare, ohne die Notwendigkeit für Z-Stapeln. Diese Kurve führt zu eine Orientierung Weg von vertikalen 100 % der Zeit in Worms, wo richtet sich nur eine bilaterale paar mit einem fluoreszierenden Marker, z. B. Asch…

Divulgaciones

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Wir möchten danken Manuel Zimmer für die Bereitstellung von uns mit der ersten Entwurf-Datei, die für Gebrauch mit Männchen angepasst wurde; Frank Schroeder für die Synthese und die Lieferung von Ascr #3; Ross Lagoy für die Einsicht und Unterstützung bei der Bildverarbeitung und Analyse; und Laura Aurilio für die Meister Fertigung und, neben Christopher Chute, dazu beigetragen, den Beitrag dieser Handschrift. Diese Arbeit wurde unter der National Institutes of Health Grant 1R01DC016058-01 (j.s.), die National Science Foundation Stipendium CBET 1605679 (D.R.A) und die Burroughs Wellcome Career Award an wissenschaftlichen Schnittstelle (D.R.A) finanziert.

Materials

Silicon Wafer University Wafer 452
SU-8 2035 MicroChem Y111070-0500L1GL
Developer MicroChem Y020100-4000L1PE
Wafer Mask Cad/Art Services Custom order. Printed at 25,000 dpi.
Sylgard-184 Ellsworth Adhesives 184 SIL ELAST KIT 0.5KG
1.0 mm Dermal Punches Acuderm Inc. P150
Soft Tubing Cole-Palmer EW-06419-01
Hard Tubing IDEX Health & Science 1622
Pins New England Small Tube NE-1027-12
Blocking Pins New England Small Tube 0.415/0.425" OD x .500 Long Batch PB07027
3 mL syringes BD 309657
30 mL syringes Vitality Medical 302832 Used as buffer reservoirs.
Stainless Steel Blunt Needle 23 Gauge, Polyprolylene Luer Component Supply Company NE-231PL-50
Stopcocks with Luer connections; 3-way; male lock; 5 flow pattern; non-sterile Cole-Palmer EW-30600-07
Fisherfinest Premium Cover Glass Fisher Scientific 12-548-5M
Mercator Control System LF-5 Plasma System Mercator LF-5
Scotch Tape Scotch BSN43575
Series 20 Chamber Warner Instruments P-2
Vacuum Desicator Bel-Art Scienceware 420250000 24 cm inner diameter.
Weigh Boats Cole-Palmer EW-01017-27
Classic Plus Balance Mettler Toledo PB1501-S/FACT
Glass Pasteur Pipettes Cole-Palmer EW-25554-06
Transfer pipettes Genesee Scientific 30-202
Oven Sheldon Manufacturing Inc 9120993 Model Number: 1500E.
60 mm, non-vented, sharp edge Petri dishes TriTech Research T3308
Zeiss Axio Observer.A1 Zeiss
Hammamatsu Orca Flash 4.0 Digital CMOS Hammamatsu C11440-22CU
Blue Fluorescent Light Lumencor SOLA SM6-LCR-SA 24-30V/7.9A DC.
Illumination Adaptor Zeiss 423302-0000
Series 1 and 2 Miniature Inert PTFE Isolation Valve Parker 001-0017-900 3-way valve for controlling flow.
ValveLink8.2® AutoMate Scientific 01-18 Flow Switch Controller
Micro Manager Micro-Manager Free software, can be downloaded at: https://www.micro-manager.org/wiki/Download_Micro-Manager_Latest_Release
ImageJ ImageJ Free software, can be downloaded at: https://imagej.nih.gov/ij/download.html
Agar, Bacteriological Grade Apex 9012-36-6
Peptone Apex 20-260
CaCl2 VWR BDH0224-1KG
MgSO4 Sigma-Aldrich 230391-1kg
Cholesterol Alfa Aesar A11470
Ethanol Sigma-Aldrich 270741-4L
Tetramisole Sigma-Aldrich L9756-10(G) Store at 4 °C.
Fluorescein Sigma-Aldrich FD2000S-250mg Light Sensitive. Store in photoprotective vials.
Glycerol Sigma-Aldrich G6279-1L
Ascaroside #3 Synthesized in the Schroeder Lab (Cornell University).
NaCl Genesee Scientific 18-215
KH2PO4 BDH BDH9268.25
K2HPO4 J.T. Baker 3252-025
ASH GCaMP3 line CX10979 (KyEx2865 [psra-6::GCAMP3 @ 100 ng/uL]). Developed in Bargmann lab. Provided from Albrecht Lab library.
CEM GCaMP6 line JSR49 (FkEx98[ppkd-2::GCaMP::SL2::dsRED + pBX-1]; pha-1(e2123ts); him-5(e1490); lite-1(ce314)). Developed by Robyn Lints. Provided from Srinivasan Lab library.
E. coli (OP50) Caenorhabditis Genetics Center OP50
"Reservoir" To create a Reservoir: A "30 mL syringe", is connected to a "Stopcock with Luer connections; 3-way; male lock; 5 flow pattern; non-sterile", which is connected to a "3 mL syringe" and a "Stainless Steel Blunt Needle 23 Gauge, Polyprolylene Luer". The "Stainless Steel Blunt Needle 23 Gauge, Polyprolylene Luer" is then inserted into "Soft Tubing" approximately 1/3 of the way down the needle.

Referencias

  1. Lagoy, R. C., Albrecht, D. R. Microfluidic Devices for Behavioral Analysis, Microscopy, and Neuronal Imaging in Caenorhabditis elegans. Methods Mol Biol. 1327, 159-179 (2015).
  2. Ben-Yakar, A., Chronis, N., Lu, H. Microfluidics for the analysis of behavior, nerve regeneration, and neural cell biology in C. elegans. Curr Opin Neurobiol. 19 (5), 561-567 (2009).
  3. Chronis, N. Worm chips: Microtools for C. elegans biology. Lab on a Chip. 10 (4), 432-437 (2010).
  4. Lee, H., Crane, M. M., Zhang, Y., Lu, H. Quantitative screening of genes regulating tryptophan hydroxylase transcription in Caenorhabditis elegans using microfluidics and an adaptive algorithm. Integr Biol (Camb). 5 (2), 372-380 (2013).
  5. Lockery, S. R., et al. A microfluidic device for whole-animal drug screening using electrophysiological measures in the nematode C. elegans. Lab Chip. 12 (12), 2211-2220 (2012).
  6. Mondal, S., et al. Large-scale microfluidics providing high-resolution and high-throughput screening of Caenorhabditis elegans poly-glutamine aggregation model. Nat Commun. 7, 13023 (2016).
  7. Larsch, J., Ventimiglia, D., Bargmann, C. I., Albrecht, D. R. High-throughput imaging of neuronal activity in Caenorhabditis elegans. Proc Natl Acad Sci U S A. 110 (45), E4266-E4273 (2013).
  8. Akerboom, J., et al. Genetically encoded calcium indicators for multi-color neural activity imaging and combination with optogenetics. Front Mol Neuro. 6, 2 (2013).
  9. Badura, A., Sun, X. R., Giovannucci, A., Lynch, L. A., Wang, S. S. H. Fast calcium sensor proteins for monitoring neural activity. Neurophotonics. 1 (2), 025008 (2014).
  10. Tatro, E. T. Brain-wide imaging of neurons in action. Front Neural Circuits. 8, 31 (2014).
  11. Tian, L., et al. Imaging neural activity in worms, flies and mice with improved GCaMP calcium indicators. Nat Methods. 6 (12), 875-881 (2009).
  12. Greene, J. S., et al. Balancing selection shapes density-dependent foraging behaviour. Nature. 539 (7628), 254-258 (2016).
  13. Greene, J. S., Dobosiewicz, M., Butcher, R. A., McGrath, P. T., Bargmann, C. I. Regulatory changes in two chemoreceptor genes contribute to a Caenorhabditis elegans QTL for foraging behavior. Elife. 5, (2016).
  14. Kim, K., et al. Two Chemoreceptors Mediate Developmental Effects of Dauer Pheromone in C. elegans. Science. 326 (5955), 994-998 (2009).
  15. McGrath, P. T., et al. Parallel evolution of domesticated Caenorhabditis species targets pheromone receptor genes. Nature. 477 (7364), 321-325 (2011).
  16. Schmitt, C., Schultheis, C., Husson, S. J., Liewald, J. F., Gottschalk, A. Specific Expression of Channelrhodopsin-2 in Single Neurons of Caenorhabditis elegans. PLoS ONE. 7 (8), e43164 (2012).
  17. White, J. G., Southgate, E., Thomson, J. N., Brenner, S. The Structure of the Nervous System of the Nematode Caenorhabditis elegans. Phil Trans of the Royal Soc of Lon. 314 (1165), 1 (1986).
  18. White, J. Q., et al. The sensory circuitry for sexual attraction in C. elegans males. Curr Biol. 17 (21), 1847-1857 (2007).
  19. Chronis, N., Zimmer, M., Bargmann, C. I. Microfluidics for in vivo imaging of neuronal and behavioral activity in Caenorhabditis elegans. Nat Meth. 4 (9), 727-731 (2007).
  20. Chute, C. D., Srinivasan, J. Chemical mating cues in C. elegans. Semin Cell Dev Biol. 33, 18-24 (2014).
  21. Izrayelit, Y., et al. Targeted metabolomics reveals a male pheromone and sex-specific ascaroside biosynthesis in Caenorhabditis elegans. ACS Chem Biol. 7 (8), 1321-1325 (2012).
  22. Ludewig, A. H., Schroeder, F. C. Ascaroside signaling in C. elegans. WormBook. , 1-22 (2013).
  23. Narayan, A., et al. Contrasting responses within a single neuron class enable sex-specific attraction in Caenorhabditis elegans. Proc Natl Acad Sci U S A. 113 (10), E1392-E1401 (2016).
  24. Srinivasan, J., et al. A blend of small molecules regulates both mating and development in Caenorhabditis elegans. Nature. 454 (7208), 1115-1118 (2008).
  25. Sammut, M., et al. Glia-derived neurons are required for sex-specific learning in C. elegans. Nature. 526 (7573), 385-390 (2015).
  26. Sulston, J. E., Albertson, D. G., Thomson, J. N. The Caenorhabditis elegans male: postembryonic development of nongonadal structures. Dev Biol. 78 (2), 542-576 (1980).
  27. Hilliard, M. A., et al. In vivo imaging of C. elegans ASH neurons: cellular response and adaptation to chemical repellents. The EMBO Journal. 24 (1), 63-72 (2005).
  28. Evans, T. C. Transformation and microinjection. WormBook. , (2006).
  29. Cáceres, I. d. C., Valmas, N., Hilliard, M. A., Lu, H. Laterally Orienting C. elegans Using Geometry at Microscale for High-Throughput Visual Screens in Neurodegeneration and Neuronal Development Studies. PLoS ONE. 7 (4), e35037 (2012).
  30. Schrodel, T., Prevedel, R., Aumayr, K., Zimmer, M., Vaziri, A. Brain-wide 3D imaging of neuronal activity in Caenorhabditis elegans with sculpted light. Nat Methods. 10 (10), 1013-1020 (2013).
  31. García, L. R., Portman, D. S. Neural circuits for sexually dimorphic and sexually divergent behaviors in Caenorhabditis elegans. Curr Opin Neurobiol. 38, 46-52 (2016).
  32. Clokey, G. V., Jacobson, L. A. The autofluorescent "lipofuscin granules" in the intestinal cells of Caenorhabditis elegans are secondary lysosomes. Mech Ageing Dev. 35 (1), 79-94 (1986).
  33. Coburn, C., et al. Anthranilate Fluorescence Marks a Calcium-Propagated Necrotic Wave That Promotes Organismal Death in C. elegans. PLoS Biology. 11 (7), e1001613 (2013).
  34. Macosko, E. Z., et al. A hub-and-spoke circuit drives pheromone attraction and social behaviour in C. elegans. Nature. 458 (7242), 1171-1175 (2009).
  35. Park, D., et al. Interaction of structure-specific and promiscuous G-protein-coupled receptors mediates small-molecule signaling in Caenorhabditis elegans. Proc Natl Acad Sci U S A. 109 (25), 9917-9922 (2012).

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Reilly, D. K., Lawler, D. E., Albrecht, D. R., Srinivasan, J. Using an Adapted Microfluidic Olfactory Chip for the Imaging of Neuronal Activity in Response to Pheromones in Male C. Elegans Head Neurons. J. Vis. Exp. (127), e56026, doi:10.3791/56026 (2017).

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