Summary

Caratterizzazione di trasporto dell'elettrone attraverso biofilm vivente

Published: June 01, 2018
doi:

Summary

Un protocollo per la misurazione di conduttività elettrica di biofilm microbici viventi in condizioni fisiologicamente rilevanti è presentato.

Abstract

Qui dimostriamo che il metodo di gating elettrochimico utilizzato per caratterizzare la conduttività elettrica di biofilm microbici elettrodo-coltivate in condizioni fisiologicamente rilevanti. 1 queste misurazioni vengono eseguite su biofilm vivente in mezzo acquoso utilizzando origine e scarico elettrodi modellati su una superficie di vetro in una configurazione specializzata indicata come un array di elettrodi interdigitating (IDA). Un biofilm è coltivato che si estende attraverso il gap che collega la fonte e scolo. I potenziali sono applicati agli elettrodi (ES ed ED) generando una corrente di fonte-scarico (ISD) attraverso il biofilm tra gli elettrodi. La dipendenza della conducibilità elettrica sul potenziale del cancello (la media delle potenzialità di source e drain, EG = [ED + ES] / 2) è determinata sistematicamente cambiando il cancello potenziale e misurando il conseguente drenaggio di origine corrente. La dipendenza della conducibilità sul cancello potenziale fornisce meccanicistici informazioni sul processo di trasporto extracellulare dell’elettrone sottostante la conduttività elettrica del biofilm specifico sotto inchiesta. Il metodo di misurazione gating elettrochimico qui descritto si basa direttamente su quello utilizzato dal M. S. Wrighton2,3 e colleghi e R. W. Murray4,5,6 e colleghi in il 1980 è indagare su polimeri conduttivi a film sottile.

Introduction

Extracellulare di trasporto dell’elettrone (EET) è un processo che consente alcuni microrganismi per il trasporto di elettroni tra processi metabolici intracellulari e insolubile accettori o donatori che risiedono all’esterno della cella, che vanno da minerali naturali per elettrodi. In alcuni casi, EET consente microrganismi formare elettricamente conduttivo della multi-cellula spesse biofilm su superfici di elettrodo, in cui le cellule non a diretto contatto con l’elettrodo possono utilizzare ancora come un ricettore dell’elettrone metabolica o donatore. C’è un notevole interesse in tali biofilm come catalizzatori di elettrodo per varie applicazioni, come elettrosintesi microbica, rilevamento/rimozione di contaminanti e generazione di energia a distanza e stoccaggio,7,8,9 ,10,11,12,13,14 a causa della diversità dei processi metabolici, eseguita da microrganismi e la durevolezza di biofilm microbici rispetto a base di enzima bioelettrodi. 15 , 16 inoltre, EET vie possono potenzialmente essere utilizzate per modifiche elettricamente controllo o segnale di naturali o geneticamente microbici processi metabolici coinvolti, ad esempio, nella produzione di un prodotto desiderato o rilevamento di un analita o stimolo. La conduttività elettrica di elettrocatalitica biofilm, che li distingue da altri materiali biologici, è un aspetto centrale della loro proprietà elettrocatalitiche, ancora poco è capito circa il processo di EET fondo nell’ambiente dell’elettrodo, e ciò che è noto è fortemente contestata. 17 , 18 , 19 , 20 , 21 , 22 , 23 , 24

Qui descritto è un metodo di 2 elettrodi per misurare la conducibilità attraverso biofilm living, elettrodo-coltivate utilizzando matrici interdigitating elettrodo (IDAs). IDAs consistono di elettrodi rettangolari paralleli modellati sulla superficie di vetro piano in modo tale che ogni altra band è collegata ai lati opposti della matrice risultante in 2 elettrodi (la fonte e scolo). L’esame attento di una IDA (Vedi ad esempio, la figura 6.12b di ref #1) rivela che il divario che separa le bande adiacenti è anche collegati in modo tale da formare un singolo spacco che intreccia avanti e indietro attraverso la matrice che separa i due elettrodi. Il risultato è un lungo e stretto che separa gli elettrodi di source e drain, ottenendo molto alta fonte-scarico correnti quando un materiale conduttivo è formato, il cast, polimerizzato o cresciuto (nel caso del tipo di biofilm considerato qui) la matrice. Inoltre, le piccole dimensioni degli elettrodi si traduce in piccolo sfondo corrente a causa della capacità di carica e di cambiare in stato di ossidazione del materiale conduttivo con cambio a cancello potenziale, poiché la quantità di materiale necessario per rendere la conducibilità le misurazioni con IDAs sono così piccole. La tecnica di base di IDA gating elettrochimico descritto qui, sviluppato per caratterizzare i polimeri conduttivi a film sottile,2,3,4,25 solo recentemente è stata applicata ai sistemi viventi. 18 un’altra tecnica utilizzata per misurare la conducibilità dei biofilm vivente utilizzato un grande formato split elettrodi di source e drain e metri di origine per impostare la porta potenziali. 26 , 27 tuttavia, preoccupazioni per questi metodi sono state dettagliate in precedenza. 18

Incapsula il protocollo qui sotto la nostra esperienza con effettuare accurate misure di conduttività del vivere biofilm MCL Geobacter sulfurreducens e biocathode. G. sulfurreducens è un elettrodo di modello riducendo l’organismo in grado di utilizzare materiali insolubili, compresi gli elettrodi, come il ricettore dell’elettrone metabolica suola. Inoltre, forma biofilm spesse che sono in grado di trasportare elettroni su più celle di lunghezza, che lo rende un organismo modello ideale per studiare il trasferimento di elettroni a distanza extracellulare anodica. Includiamo anche dettagli per lo studio della biocathode MCL, un biofilm aerobica, autotrofi comunità mista isolato dal catodo di una cella a combustibile microbica bentonico. Biocathode MCL (così chiamato per i tre costituenti primari – Marinobacter, Chromatiaceaea e Labrenzia) è in grado di ossidanti un elettrodo come suo unico elettrone donatore e trasporto di elettroni su più celle di lunghezza, rendendo ha un interessante sistema di catodico per studiare. Inoltre, biocathode MCL ha la più alta conducibilità segnalata per un sistema vivente fino ad oggi utilizzando questi metodi. L’inclusione di questi biofilm elettroattivi diversificata in questo protocollo è destinato per evidenziare che questa tecnica è applicabile al trasporto di elettroni attraverso qualsiasi biofilm vivente in grado di interagire elettricamente con elettrodi di misura.

Protocol

1. preparazione di interdigitating microelettrodo matrice (IDA) Ottenere IDA commercialmente disponibile elettrodi modellati su un substrato non conduttivo o sintetizzarli utilizzando metodi standard litografici. 28Nota: IDA dimensioni e/o materiali possono essere variate sulla base desiderate condizioni per diversi esperimenti. IDAs qui utilizzati sono stati ottenuti in commercio e consisteva di due interdigitating microelettrodo oro modellato su un substrato di vetro collegato ad e…

Representative Results

IDAs erano cablata, isolate e testate per garantire che i due elettrodi erano elettricamente isolati da altro (Figura 1). Reattori sono stati assemblati, inoculati con g. sulfurreducense incubate fino a quando un biofilm colmato il divario tra gli elettrodi. Il biofilm di g. sulfurreducens può essere visto visivamente per coprire la matrice. Altri biofilm possono richiedere al ricercatore di fare un gating misure elettrochimiche per vedere …

Discussion

Durante l’installazione di IDA, è fondamentale per verificare che l’origine e lo scarico non sono corto insieme prima misure elettrochimiche di Gate, come questo altererà ISD vs curva EG e potrebbe portare a interpretazioni e risultati errati. È anche fondamentale per selezionare VSD e v tale che la corrente è linearmente dipendente da VSD e indipendente di v. Se questo non è il caso, le equazioni descritte sopra non possono essere utilizzate per calcolare la conduttività…

Divulgaciones

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

M.D.Y, S.M.G-S. e LMT riconosce l’Office of Naval Research (premio #N0001415WX01038 e N0001415WX00195), il laboratorio di ricerca navale e l’Istituto di Nanoscienze di laboratorio di ricerca navale; M.Y.E.-N. è supportato da l’US Dipartimento di energia Grant DE-FG02-13ER16415.

Materials

IDAs CH Instruments 012125 Manufactured by ALS-Japan; sold by CH Instruments
Wire Digikey W7-ND
Conductive silver epoxy Electron microscopy sciences 12670-EE
Insulating material 3M 2131-B Scotchast flame retardant compound
15 mL conical centrifuge tube VWR 89004-368
21g needle VWR BD-305165
5 mL pipette tips VWR 82018-842
5 mL pipettor VWR 89079-976
Freshwater medium components Sigma Aldrich All standard laboratory chemicals
    Ammonium chloride
    Sodium phosphate monobasic
    Sodium bicarbonate
Artificial seawater medium components Sigma Aldrich All standard laboratory chemicals
    Sodium chloride
    Magnesium chloride hexahydrate
    Magnesium sulfate heptahydrate
    Potassium chloride
    Sodium bicarbonate
    Calcium chloride dihydrate
    Ammonium chloride
    Potassium phosphate dibasic
Ag/AgCl reference electrode Basi MF-2079
Graphite rod counter electrode Electron microscopy sciences 70230
Recirculating water bath Thermo Scientific 152-5256
Bipotentiostat Pine Instruments WD-20 http://www.voltammetry.net/pine/aftermath/user
Stir bars VWR 58947-114
G. sulfurreducens culture ATCC 51573
Jacketed reactor Pine Instruments RRPG085

Referencias

  1. Boyd, D. A., et al. . Biofilms in Bioelectrochemical Systems. , 177-210 (2015).
  2. Natan, M. J., Wrighton, M. S. Chemically modified microelectrode arrays. Prog Inorg Chem. 7, 391-494 (1990).
  3. Paul, E. W., Ricco, A. J., Wrighton, M. S. Resistance of polyaniline films as a function of electrochemical potential and the fabrication of polyaniline-based microelectronic devices. J Phys Chem-US. 89, 1441-1447 (1985).
  4. Dalton, E. F., et al. Charge transport in electroactive polymers consisting of fixed molecular redox sites. Chem Phys. 141, 143-157 (1990).
  5. Chidsey, C. E. D., Murray, R. W. Electroactive Polymers and Macromolecular Electronics. Science. 231, 25-31 (1986).
  6. Chidsey, C. E. D., Murray, R. W. Redox capacity and direct current electron conductivity in electroactive materials. J Phys Chem-US. 90, 1479-1484 (1986).
  7. Gregoire, K. P., Glaven, S. M., Hervey, J., Lin, B., Tender, L. M. Enrichment of a High-Current Density Denitrifying Microbial Biocathode. J Electrochem Soc. 161, H3049-H3057 (2014).
  8. Siegert, M., Yates, M. D., Spormann, A. M., Logan, B. E. Methanobacterium dominates biocathodic Archaeal communities in methanogenic microbial electrolysis cells. ACS Sus Chem Eng. 3, 1668-1676 (2015).
  9. Wang, Z., et al. A previously uncharacterized, nonphotosynthetic member of the Chromatiaceae is the primary CO2-fixing constituent in a self-regenerating biocathode. Appl Environ Microbiol. 81, 699-712 (2015).
  10. Marshall, C. W., Ross, D. E., Fichot, E. B., Norman, R. S., May, H. D. Long-term Operation of Microbial Electrosynthesis Systems Improves Acetate Production by Autotrophic Microbiomes. Environ Sci Technol. 47, 6023-6029 (2013).
  11. Strik, D. P. B. T. B., Picot, M., Buisman, C. J. N., Barrière, F. pH and Temperature Determine Performance of Oxygen Reducing Biocathodes. Electroanalysis. 25, 652-655 (2013).
  12. Strycharz, S. M., et al. Reductive dechlorination of 2-chlorophenol by Anaeromyxobacter dehalogenans with an electrode serving as the electron donor. Environ Microbiol Report. 2, 289-294 (2010).
  13. Yates, M. D., et al. Microbial Electrochemical Energy Storage and Recovery in a Combined Electrotrophic and Electrogenic Biofilm. Environ Sci Technol Lett. 4, 374-379 (2017).
  14. Tender, L. M., et al. Harnessing microbially generated power on the seafloor. Nature Biotechnology. 20, 821-825 (2002).
  15. Yates, M. D., Siegert, M., Logan, B. E. Hydrogen evolution catalyzed by viable and non-viable cells on biocathodes. Int J Hydrogen Energ. 39, 16841-16851 (2014).
  16. Fokina, O., Eipper, J., Winandy, L., Kerzenmacher, S., Fischer, R. Improving the performance of a biofuel cell cathode with laccase-containing culture supernatant from Pycnoporus sanguineus. Bioresource Technol. 175, 445-453 (2015).
  17. Yates, M. D., et al. Thermally activated long range electron transport in living biofilms. Phys Chem Chem Phys. 17, 32564-32570 (2015).
  18. Yates, M. D., et al. Measuring conductivity of living Geobacter sulfurreducens biofilms. Nat Nano. 11, 910-913 (2016).
  19. Snider, R. M., Strycharz-Glaven, S. M., Tsoi, S. D., Erickson, J. S., Tender, L. M. Long-range electron transport in Geobacter sulfurreducens biofilms is redox gradient-driven. Proc Natl Acad Sci USA. 109, 15467-15472 (2012).
  20. Strycharz-Glaven, S. M., Snider, R. M., Guiseppi-Elie, A., Tender, L. M. On the electrical conductivity of microbial nanowires and biofilms. Energ Environ Sci. 4, 4366-4379 (2011).
  21. Malvankar, N. S., Tuominen, M. T., Lovley, D. R. Comment on “On electrical conductivity of microbial nanowires and biofilms” by S. M. Strycharz-Glaven, R. M. Snider, A. Guiseppi-Elie and L. M. Tender, Energy Environ. Sci., 2011, 4, 4366. Energy Environ. Sci. 5, 6247-6249 (2012).
  22. Malvankar, N. S., et al. Tunable metallic-like conductivity in microbial nanowire networks. Nat Nanotechnol. 6, 573-579 (2011).
  23. Strycharz-Glaven, S. M., Tender, L. M. Reply to the ‘Comment on “On electrical conductivity of microbial nanowires and biofilms”‘ by N. S. Malvankar, M. T. Tuominen and D. R. Lovley, Energy Environ. Sci., 2012, 5. Energy Environ. Sci. 5, 6250-6255 (2012).
  24. Strycharz-Glaven, S. M., et al. Electron Transport through Early Exponential-Phase Anode-Grown Geobacter sulfurreducens Biofilms. Chem Electro Chem. 1, 1957-1965 (2014).
  25. Chidsey, C. E., Feldman, B. J., Lundgren, C., Murray, R. W. Micrometer-spaced platinum interdigitated array electrode: fabrication, theory, and initial use. Anal Chem. 58, 601-607 (1986).
  26. Li, C., Lesnik, K. L., Fan, Y., Liu, H. Redox Conductivity of Current-Producing Mixed Species Biofilms. PLOS ONE. 11, e0155247 (2016).
  27. Malvankar, N. S., et al. Tunable metallic-like conductivity in microbial nanowire networks. Nat Nano. 6, 573-579 (2011).
  28. Ing, N. L., Nusca, T. D., Hochbaum, A. I. Geobacter sulfurreducens pili support ohmic electronic conduction in aqueous solution. Phys Chem Chem Phys. 19, 21791-21799 (2017).
  29. Fricke, K., Harnisch, F., Schröder, U. On the use of cyclic voltammetry for the study of anodic electron transfer in microbial fuel cells. Energ Environ Sci. 1, 144-147 (2008).
  30. Marsili, E., Rollefson, J. B., Baron, D. B., Hozalski, R. M., Bond, D. R. Microbial biofilm voltammetry: direct electrochemical characterization of catalytic electrode-attached biofilms. Appl Environ Microbiol. 74, 7329-7337 (2008).
  31. Kankare, J., Kupila, E. -. L. In-situ conductance measurement during electropolymerization. J Electroanal Chem. 322, 167-181 (1992).
  32. Byun, H. S., Pirbadian, S., Nakano, A., Shi, L., El-Naggar, M. Y. Kinetic Monte Carlo Simulations and Molecular Conductance Measurements of the Bacterial Decaheme Cytochrome MtrF. Chem Electro Chem. 1, 1932-1939 (2014).
  33. El Kasmi, A., Wallace, J. M., Bowden, E. F., Binet, S. M., Linderman, R. J. Controlling interfacial electron-transfer kinetics of cytochrome c with mixed self-assembled monolayers. J Am Chem Soc. 120, 225-226 (1998).
  34. Bortolotti, C. A., et al. The Reorganization Energy in Cytochrome c is Controlled by the Accessibility of the Heme to the Solvent. J Phys Chem Lett. 2, 1761-1765 (2011).
  35. Gallaway, J. W., Calabrese Barton, S. A. Kinetics of Redox Polymer-Mediated Enzyme Electrodes. J Am Chem Soc. 130, 8527-8536 (2008).
  36. Thackeray, J. W., White, H. S., Wrighton, M. S. Poly(3-methylthiophene)-coated electrodes: optical and electrical properties as a function of redox potential and amplification of electrical and chemical signals using poly(3-methylthiophene)-based microelectrochemical transistors. J Phys Chem-US. 89, 5133-5140 (1985).
  37. Jugnet, Y., Tourillon, G., Duc, T. M. Evidence of Intrinsic Extended π-Bonding Band and Metalliclike Behavior in Undoped and Doped Electropolymerized Poly (3-methylthiophene) Films. Phys Rev Lett. 56, 1862-1865 (1986).

Play Video

Citar este artículo
Yates, M., Strycharz-Glaven, S., Golden, J., Roy, J., Tsoi, S., Erickson, J., El-Naggar, M., Calabrese Barton, S., Tender, L. Characterizing Electron Transport through Living Biofilms. J. Vis. Exp. (136), e54671, doi:10.3791/54671 (2018).

View Video