Summary

Aplicando Transferência de ressonância de fluorescência Energia (FRET) para examinar Eficiência Effector translocação pela<em> Burnetii Coxiella</em> Durante siRNA silenciamento

Published: July 06, 2016
doi:

Summary

Investigar as interações entre patógenos bacterianos e seus hospedeiros é uma importante área de pesquisa biológica. Aqui, descrevemos as técnicas necessárias para medir efetoras translocação por Coxiella burnetii durante o silenciamento do gene siRNA usando substrato BlaM.

Abstract

Coxiella burnetii, o agente causador da febre Q, é um patógeno intracelular que se baseia em um IV Dot / Icm Secreção Sistema Tipo de estabelecer um nicho replicativo. Uma coorte de efectores são translocados através deste sistema na célula hospedeira para manipular processos de acolhimento e permitir a criação de um único vacúolo derivadas de lisossoma para replicação. O método aqui apresentado envolve a combinação de duas técnicas bem estabelecidas: o silenciamento do gene específico utilizando siRNA e medição de translocação efectora utilizando um substrato baseado em TERF que se baseia na actividade β-lactamase. Aplicando estas duas abordagens, podemos começar a compreender o papel dos factores do hospedeiro em função do sistema de secreção bacteriana e translocação efetoras. Neste estudo nós examinamos o papel dos reguladores importantes da via de tráfico endocítica Rab5A e Rab7A, ambos. Nós demonstramos que silenciar a expressão de qualquer proteína resulta em uma diminuição no translocatio efectoraeficiência n. Estes métodos podem ser facilmente modificados para examinar outros agentes patogénicos intracelulares e extracelulares que também utilizam sistemas de secreção. Desta forma, uma imagem global dos factores do hospedeiro envolvidos na translocação bacteriana efetoras podem ser revelados.

Introduction

Coxiella burnetii é um patógeno intracelular único que faz com que a febre Q infecção humana zoonótica. Esta doença está associada a um largo espectro de apresentações clínicas que se prolongam a partir de seroconversão assintomática para infecção crónica com risco de vida que frequentemente se manifesta como endocardite anos após a exposição 1. A infecção humana ocorre principalmente através da inalação de aerossóis contaminados com ruminantes o principal reservatório para infecção, em particular, vacas leiteiras, ovelhas e cabras. Embora a infecção por Coxiella nestes animais é normalmente subclínicas, a infecção pode desencadear o aborto e a carga bacteriana considerável dentro do fluido de parto e da placenta podem contaminar o ambiente local 1. Um exemplo da enorme carga tal contaminação pode ter sobre a saúde pública e indústria da agricultura foi observada recentemente no surto de febre Q que ocorreu na Holanda 2. Entre 2007 e2010, mais de 4.000 casos humanos de febre Q foram diagnosticados e este surto estava ligada à contaminação significativa de cabra cultiva 3. Além disso, Coxiella é uma potencial arma biológica, como classificado pelos Centros dos EUA para Controle e Prevenção de Doenças, devido à estabilidade ambiental das bactérias e de baixa dose infecciosa necessária para causar morbidade e mortalidade 4 grave.

Coxiella existe em duas fases: Fase I organismos, isoladas de fontes naturais, são extremamente virulenta e Fase II organismos são altamente atenuado in vivo. Por exemplo, depois de várias passagens in vitro em Coxiella burnetii de nove milhas Fase I organismos, bactérias em fase II foram produzidos que contêm uma deleção cromossómica irreversível resultando em lipopolissacárido truncada (LPS) 5. Esta linhagem, C. burnetii NMII, é fenotipicamente semelhante à Fase I em modelos de cultura de tecidos e fornece um modo mais segurol para os investigadores a estudar patogênese Coxiella em laboratórios 5. Nos últimos anos, vários avanços têm avançado rapidamente no campo da genética Coxiella. Mais notavelmente, o desenvolvimento de meios axénica (acidificada forma cisteína citrato – ACCM-2) permitiu o crescimento isento de células de Coxiella em líquidos e sólidos em meios de 6,7. Isto resultou na melhoria directa de ferramentas genéticas disponíveis para Coxiella, incluindo um sistema de expressão indutível de genes, vectores de transporte e sistemas de transposões aleatórios 8-11. Mais recentemente, dois métodos para a inativação do gene alvo também foram desenvolvidos, abrindo o caminho para examinar os candidatos de genes de virulência específicos 12.

Após internalização por macrófagos alveolares, Coxiella replica para números elevados dentro de um compartimento ligado à membrana denominado o Coxiella- contendo vacúolo (CCV). O CCV requer tráfico endocítica hospedeiro thásperas precoces e tardias endossomas até que amadurece em uma organela derivados do lisossoma 13. Ao longo deste processo, o CCV adquire factores do hospedeiro que quer aparecer transitoriamente ou permanecer associado com o vacúolo, incluindo, mas não limitado a, Rab5, RAB7 proporcionou, CD63 e LAMP-13-15 janeiro. A replicação de Coxiella dentro das células hospedeiras é inteiramente dependente de um Dot / Icm Tipo IVB Secreção sistema totalmente funcional (T4SS) 8,16,17. Este sistema de secreção seja uma estrutura multi-proteína ancestral relacionada com sistemas de conjugação e abrange ambas as membranas bacterianas e vacuolares para administrar proteínas bacterianas, denominado efectores, para o citoplasma de acolhimento 18. O Coxiella T4SS é funcionalmente muito semelhante ao tipo IVB Dot / Icm sistema de secreção bem caracterizado de Legionella pneumophila 19,20. Curiosamente, a activação do T4SS e subsequente translocação efector não ocorre até que atinge o lisossoma Coxiella derivada ácidaorganela, aproximadamente 8 horas pós-infecção 17,21. Até à data, mais de 130 effectors Dot / ICM foram identificados 9,17,22-24. Muitos destes efectores provavelmente desempenham um papel importante durante a replicação de Coxiella dentro das células hospedeiras; no entanto, apenas alguns efetores foram caracterizados funcionalmente 25-29.

Neste estudo nós utilizamos um ensaio de fluorescência com base translocação que se baseia na clivagem do substrato CCF2-AM FRET (daqui em diante referido como o substrato BlaM) através da actividade β-lactamase dentro do citoplasma da célula hospedeira (Figura 1). O gene de interesse é fundida com a TEM-1 β-lactamase (BlaM) em um plasmídeo repórter que proporciona a expressão constitutiva. O substrato BlaM é composto por dois fluoróforos (cumarina e fluoresceina) que formam um par de FRET. Excitação da cumarina resultados em FRET da fluoresceína e emissão de fluorescência verde na ausência de translocação efectora; No entanto, se o Blaproteína de fusão M-efectora é translocado para dentro do citoplasma de acolhimento, a resultante β-lactamase cliva o anel de actividade β-lactama do substrato BlaM, separando o par de FRET produzindo emissão de fluorescência azul seguinte de excitação. Este ensaio de translocação foi bem comprovada como uma abordagem para identificar proteínas efectoras a partir de uma gama de diferentes bactérias intracelulares e extracelulares, incluindo C. burnetii, L. pneumophila, L. longbeachae, Chlamydia trachomatis, E. enteropatogênica coli, Salmonella e Brucella 17,30-35.

Para determinar o papel dos factores do hospedeiro específicas sobre Coxiella efetoras translocação nós utilizamos um método bem estabelecido para o silenciamento do gene conhecido como interferência de RNA, em particular as pequenas interferência RNA (siRNA). Originalmente identificado em Caenorhabditis elegans, a interferência RNA é um processo celular endógena conservada usado para defe inataNSE contra vírus, bem como do gene regulação 36,37. Após a ligação do siRNA específica da sequência, a degradação de ARNm ocorre através RISC (induzida por complexo de ARN de silenciamento) resultando no silenciamento de genes específicos ou knockdown 38. Neste estudo, siARN foi usada para alvejar duas proteínas do hospedeiro, e Rab5A Rab7A, que são reguladores importantes da via endocítica. O impacto de silenciar Rab5A e Rab7A na translocação efetoras foi determinada segundo C. burnetii pBlaM-CBU0077. CBU0077 foi selecionado como foi mostrado anteriormente para ser translocado pelo sistema de secreção de Dot / Icm de Coxiella 17.

Utilizando tanto o silenciamento do gene siRNA e no ensaio de translocação fluorescencebased descrito aqui, estamos começando a estabelecer um papel para fatores do hospedeiro na translocação de proteínas efetoras por Coxiella. Esta abordagem pode ser aplicada a uma vasta gama de bactérias tanto intracelulares e extracelulares que possuem secretio semelhantesistemas n responsáveis ​​pela translocação de proteínas efectoras.

Protocol

Nota: Todos os procedimentos que envolvem o crescimento ou a manipulação de Coxiella burnetii RSA439 NMII deve ser realizada em um Contenção Nível Físico 2 Laboratório e dentro de uma cabine de segurança biológica em conformidade com as directrizes locais. Um diagrama esquemático do fluxo de trabalho de transfecção e ensaio de translocação inversa descrito abaixo é mostrado na Figura 2. 1. Preparação de C. burnetii Cultura Expressando CBU0077…

Representative Results

Para este estudo, a C. burnetii pBlaM-CBU0077 estirpe foi seleccionada como CBU0077 tem sido mostrado previamente para ser um efector translocado do sistema de secreção de Coxiella Dot / Icm 17. Antes da infecção, o número total de genomas / ml no sete dias C. cultura burnetii pBlaM-CBU0077 foi enumerada utilizando qPCR. A Figura 4 demonstra um exemplo do ciclo limiar (Ct) valores esperados a partir de ambos os padrões…

Discussion

sistemas de secreção, e as proteínas efectoras bacterianas estes sistemas de transporte para o citoplasma das células hospedeiras, são um componente importante de virulência que muitas bactérias patogénicas utilizar para estabelecer uma infecção em nichos replicativas exclusivos. O foco de muitos grupos de pesquisa foi investigar a interação entre efetores bacterianas e proteínas do hospedeiro e a influência destes efectores têm sobre as vias celulares do hospedeiro. pesquisa muito limitada, se alguma, ex…

Divulgaciones

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

This work was supported by National Health and Medical Research Council (NHMRC) grants (Grant ID 1062383 and 1063646) awarded to HJN. EAL is supported by an Australian Postgraduate Award.

Materials

Reagents
Citric acid Sigma C0759 ACCM-2 medium component
Sodium citrate Sigma S4641 ACCM-2 medium component
Potassium phosphate Sigma 60218 ACCM-2 medium component
Magnesium chloride Calbiochem 442611 ACCM-2 medium component
Calcium chloride Sigma C5080 ACCM-2 medium component
Iron sulfate Fisher S93248 ACCM-2 medium component
Sodium chloride Sigma S9625 ACCM-2 medium component
L-cysteine Sigma C6852 ACCM-2 medium component
Bacto-neopeptone BD 211681 ACCM-2 medium component
Casamino acids Fisher BP1424 ACCM-2 medium component
Methyl beta cyclodextrin Sigma C4555 ACCM-2 medium component
RPMI + Glutamax ThermoFisher Scientific 61870-036 ACCM-2 medium component
Chloramphenicol Sigma C0378 For bacterial culture
ON-TARGETplus Non-targeting Control Pool (OTP) Dharmacon D-001810-10-05 Non-targeting control
siGENOME Human PLK1 (5347) siRNA – SMARTpool Dharmacon M-003290-01-005 Causes cell death; measure of transfection efficiency
siGENOME Human RAB5A (5968) siRNA – SMARTpool Dharmacon M-004009-00-0005
siGENOME Human RAB7A (7879) siRNA – SMARTpool Dharmacon M-010388-00-0005
5X siRNA buffer Dharmacon B-002000-UB-100 Use sterile RNase-free water to dilute 5X siRNA buffer to 1X siRNA buffer
DharmaFECT-1 Transfection Reagent Dharmacon T-2001-01 For transfection
Opti-MEM + GlutaMAX ThermoFisher Scientific 51985-034 Reduced-serum medium used for transfection
DMEM + GlutaMAX ThermoFisher Scientific 10567-014 For cell culture and infection
Heat-inactivated fetal calf serum (FCS) Thermo Scientific SH30071.03 Can use alternate equivalent product
DMSO Sigma D8418 For storage of Coxiella strain
PBS For cell culture
0.05% Trypsin + EDTA ThermoFisher Scientific 25300-054 For cell culture
dH2O For dilution of samples and standards for qPCR
Quick-gDNA Mini Prep ZYMO Research D3007 Can use alternate equivalent product to extract gDNA
SensiFAST SYBR No-ROX Kit Bioline BIO-98020 Can use alternate equivalent qPCR master mix product for qPCR reaction
LiveBLAzer FRET-B/G Loading kit with CCF2-AM Invitrogen K1032 For measurement of translocation using fluorescence and generation of the 6X loading solution (contains Solution A, B, C and DMSO)
Sodium hydroxide Merck 106469 Probenicid solution component
Sodium phosphate monobasic Sigma 71505 Probenicid solution component
di-Sodium hydrogen orthophosphate Merck 106586 Probenicid solution component
Probenicid Sigma P8761 Probenicid solution component
DRAQ5 Fluorescent Probe Solution (5 mM) ThermoFisher Scientific 62251 Nuclei stain to determine cell viablity. Use 1:4000 diluted in PBS. 
4% PFA (paraformaldehyde) solution in PBS Sigma P6148 Fixing solution for HeLa 229 cells
25cm2 tissue culture flask with vented cap Corning 430639 For growth of bacterial strain
96 Well Flat Clear bottom Black Polystyrene TC-Treated Microplates, Individually wrapped, with Lid, Sterile Corning 3603
75cm2 tissue culture flask with vented cap Corning 430641 For growth of HeLa 229 cells
175cm2 tissue culture flask with vented cap Corning 431080 For growth of HeLa 229 cells
Haemocytometer For quantification of HeLa 229 cells
Tear-A-Way 96 Well PCR plates 4titude 4ti-0750/TA For qPCR reaction
8-Lid chain, flat Sarstedt 65.989.002 For qPCR reaction
Name Company Catalog Number Comments
Equipment
Bench top microfuge
Bench top vortex
Orbital mixer
Centrifuge Eppendorf 5810 R For pelleting bacterial culture
Nanodrop For gDNA quantification
Mx3005P QPCR machine Aligent Technologies 401456 For quantification of Coxiella genomes in 7 day culture
ClarioSTAR microplate reader BMG LabTech For measurement of fluorescence

Referencias

  1. Delsing, C. E., Warris, A., Bleeker-Rovers, C. P. Q fever: still more queries than answers. Adv Exp Med Biol. 719, 133-143 (2011).
  2. Delsing, C. E., Kullberg, B. J., Bleeker-Rovers, C. P. Q fever in the Netherlands from 2007 to. Neth J Med. 68, 382-387 (2010).
  3. van der Hoek, W., et al. Epidemic Q fever in humans in the Netherlands. Adv Exp Med Biol. 984, 329-364 (2012).
  4. Madariaga, M. G., Rezai, K., Trenholme, G. M., Weinstein, R. A. Q fever: a biological weapon in your backyard. Lancet Infect Dis. 3, 709-721 (2003).
  5. Hoover, T. A., Culp, D. W., Vodkin, M. H., Williams, J. C., Thompson, H. A. Chromosomal DNA deletions explain phenotypic characteristics of two antigenic variants, phase II and RSA 514 (crazy), of the Coxiella burnetii nine mile strain. Infect Immun. 70, 6726-6733 (2002).
  6. Omsland, A., et al. Isolation from animal tissue and genetic transformation of Coxiella burnetii are facilitated by an improved axenic growth medium. Appl Environ Microbiol. 77, 3720-3725 (2011).
  7. Omsland, A., et al. Host cell-free growth of the Q fever bacterium Coxiella burnetii. Proc Natl Acad Sci U S A. 106, 4430-4434 (2009).
  8. Beare, P. A., et al. Dot/Icm type IVB secretion system requirements for Coxiella burnetii growth in human macrophages. MBio. 2, e00175-e00111 (2011).
  9. Chen, C., et al. Large-scale identification and translocation of type IV secretion substrates by Coxiella burnetii. Proc Natl Acad Sci U S A. 107, 21755-21760 (2010).
  10. Voth, D. E., et al. The Coxiella burnetii cryptic plasmid is enriched in genes encoding type IV secretion system substrates. J Bacteriol. 193, 1493-1503 (2011).
  11. Beare, P. A., Sandoz, K. M., Omsland, A., Rockey, D. D., Heinzen, R. A. Advances in genetic manipulation of obligate intracellular bacterial pathogens. Front Microbiol. 2, 97 (2011).
  12. Beare, P. A., Larson, C. L., Gilk, S. D., Heinzen, R. A. Two systems for targeted gene deletion in Coxiella burnetii. Appl Environ Microbiol. 78, 4580-4589 (2012).
  13. Howe, D., Shannon, J. G., Winfree, S., Dorward, D. W., Heinzen, R. A. Coxiella burnetii phase I and II variants replicate with similar kinetics in degradative phagolysosome-like compartments of human macrophages. Infect Immun. 78, 3465-3474 (2010).
  14. Heinzen, R. A., Scidmore, M. A., Rockey, D. D., Hackstadt, T. Differential interaction with endocytic and exocytic pathways distinguish parasitophorous vacuoles of Coxiella burnetii and Chlamydia trachomatis. Infect Immun. 64, 796-809 (1996).
  15. Romano, P. S., Gutierrez, M. G., Beron, W., Rabinovitch, M., Colombo, M. I. The autophagic pathway is actively modulated by phase II Coxiella burnetii to efficiently replicate in the host cell. Cell Microbiol. 9, 891-909 (2007).
  16. Beare, P. A. Genetic manipulation of Coxiella burnetii. Adv Exp Med Biol. 984, 249-271 (2012).
  17. Carey, K. L., Newton, H. J., Luhrmann, A., Roy, C. R. The Coxiella burnetii Dot/Icm system delivers a unique repertoire of type IV effectors into host cells and is required for intracellular replication. PLoS Pathog. 7, e1002056 (2011).
  18. Segal, G., Shuman, H. A. Possible origin of the Legionella pneumophila virulence genes and their relation to Coxiella burnetii. Mol Microbiol. 33, 669-670 (1999).
  19. Zamboni, D. S., McGrath, S., Rabinovitch, M., Roy, C. R. Coxiella burnetii express type IV secretion system proteins that function similarly to components of the Legionella pneumophila Dot/Icm system. Mol Microbiol. 49, 965-976 (2003).
  20. Zusman, T., Yerushalmi, G., Segal, G. Functional similarities between the icm/dot pathogenesis systems of Coxiella’burnetii and Legionella pneumophila. Infect Immun. 71, 3714-3723 (2003).
  21. Newton, H. J., McDonough, J. A., Roy, C. R. Effector Protein Translocation by the Coxiella burnetii Dot/Icm Type IV Secretion System Requires Endocytic Maturation of the Pathogen-Occupied Vacuole. PLoS One. 8, e54566 (2013).
  22. Lifshitz, Z., et al. Computational modeling and experimental validation of the Legionella and Coxiella virulence-related type-IVB secretion signal. Proc Natl Acad Sci U S A. 110, E707-E715 (2013).
  23. Voth, D. E., et al. The Coxiella burnetii ankyrin repeat domain-containing protein family is heterogeneous, with C-terminal truncations that influence Dot/Icm-mediated secretion. J Bacteriol. 191, 4232-4242 (2009).
  24. Weber, M. M., et al. Identification of C. burnetii type IV secretion substrates required for intracellular replication and Coxiella-containing vacuole formation. J Bacteriol. , (2013).
  25. Klingenbeck, L., Eckart, R. A., Berens, C., Luhrmann, A. The Coxiella burnetii type IV secretion system substrate CaeB inhibits intrinsic apoptosis at the mitochondrial level. Cell Microbiol. 15 (4), 675-678 (2013).
  26. Larson, C. L., Beare, P. A., Howe, D., Heinzen, R. A. Coxiella burnetii effector protein subverts clathrin-mediated vesicular trafficking for pathogen vacuole biogenesis. Proc Natl Acad Sci U S A. 110, E4770-E4779 (2013).
  27. Luhrmann, A., Nogueira, C. V., Carey, K. L., Roy, C. R. Inhibition of pathogen-induced apoptosis by a Coxiella burnetii type IV effector protein. Proc Natl Acad Sci U S A. 107, 18997-19001 (2010).
  28. Newton, H. J., et al. A screen of Coxiella burnetii mutants reveals important roles for Dot/Icm effectors and host autophagy in vacuole biogenesis. PLoS Pathog. 10, (2014).
  29. Pan, X., Luhrmann, A., Satoh, A., Laskowski-Arce, M. A., Roy, C. R. Ankyrin repeat proteins comprise a diverse family of bacterial type IV effectors. Science. 320, 1651-1654 (2008).
  30. Charpentier, X., Oswald, E. Identification of the secretion and translocation domain of the enteropathogenic and enterohemorrhagic Escherichia coli effector Cif, using TEM-1 beta-lactamase as a new fluorescence-based reporter. J Bacteriol. 186, 5486-5495 (2004).
  31. de Felipe, K. S., et al. Legionella eukaryotic-like type IV substrates interfere with organelle trafficking. PLoS Pathog. 4, e1000117 (2008).
  32. de Jong, M. F., Sun, Y. H., den Hartigh, A. B., van Dijl, J. M., Tsolis, R. M. Identification of VceA and VceC, two members of the VjbR regulon that are translocated into macrophages by the Brucella type IV secretion system. Mol Microbiol. 70, 1378-1396 (2008).
  33. Raffatellu, M., et al. Host restriction of Salmonella enterica serotype Typhi is not caused by functional alteration of SipA, SopB, or SopD. Infect Immun. 73, 7817-7826 (2005).
  34. Wood, R. E., Newton, P., Latomanski, E. A., Newton, H. J. Dot/Icm Effector Translocation by Legionella longbeachae Creates a Replicative Vacuole Similar to That of Legionella pneumophila despite Translocation of Distinct Effector Repertoires. Infect Immun. 83, 4081-4092 (2015).
  35. Mueller, K. E., Fields, K. A. Application of beta-lactamase reporter fusions as an indicator of effector protein secretion during infections with the obligate intracellular pathogen Chlamydia trachomatis. PLoS One. 10, (2015).
  36. Agrawal, N., et al. RNA interference: biology, mechanism, and applications. Microbiol Mol Biol Rev. 67, 657-685 (2003).
  37. Fire, A., et al. Potent and specific genetic interference by double-stranded RNA in Caenorhabditis elegans. Nature. 391, 806-811 (1998).
  38. Lam, J. K., Chow, M. Y., Zhang, Y., Leung, S. W. siRNA Versus miRNA as Therapeutics for Gene Silencing. Mol Ther Nucleic Acids. 4, e252 (2015).
  39. Martinez, E., Cantet, F., Fava, L., Norville, I., Bonazzi, M. Identification of OmpA, a Coxiella burnetii protein involved in host cell invasion, by multi-phenotypic high-content screening. PLoS Pathog. 10, e1004013 (2014).
  40. Jaton, K., Peter, O., Raoult, D., Tissot, J. D., Greub, G. Development of a high throughput PCR to detect Coxiella burnetii and its application in a diagnostic laboratory over a 7-year period. New Microbes New Infect. 1, 6-12 (2013).
  41. Schneider, C. A., Rasband, W. S., Eliceiri, K. W. NIH Image to ImageJ: 25 years of image analysis. Nat Methods. 9, 671-675 (2012).
  42. Prashar, A., Terebiznik, M. R. Legionella pneumophila: homeward bound away from the phagosome. Curr Opin Microbiol. 23C, 86-93 (2014).
  43. McDonough, J. A., et al. Host Pathways Important for Coxiella burnetii Infection Revealed by Genome-Wide RNA Interference Screening. MBio. 4 (1), e00606-e00612 (2013).
  44. Farfan, M. J., Toro, C. S., Barry, E. M., Nataro, J. P. Shigella enterotoxin-2 is a type III effector that participates in Shigella-induced interleukin 8 secretion by epithelial cells. FEMS Immunol Med Microbiol. 61, 332-339 (2011).
  45. Al-Khodor, S., Price, C. T., Habyarimana, F., Kalia, A., Abu Kwaik, Y. A Dot/Icm-translocated ankyrin protein of Legionella pneumophila is required for intracellular proliferation within human macrophages and protozoa. Mol Microbiol. 70, 908-923 (2008).
  46. Geddes, K., Worley, M., Niemann, G., Heffron, F. Identification of new secreted effectors in Salmonella enterica serovar Typhimurium. Infect Immun. 73, 6260-6271 (2005).
  47. Sory, M. P., Boland, A., Lambermont, I., Cornelis, G. R. Identification of the YopE and YopH domains required for secretion and internalization into the cytosol of macrophages, using the cyaA gene fusion approach. Proc Natl Acad Sci U S A. 92, 11998-12002 (1995).

Play Video

Citar este artículo
Newton, P., Latomanski, E. A., Newton, H. J. Applying Fluorescence Resonance Energy Transfer (FRET) to Examine Effector Translocation Efficiency by Coxiella burnetii during siRNA Silencing. J. Vis. Exp. (113), e54210, doi:10.3791/54210 (2016).

View Video