Closed-loop protocols are becoming increasingly widespread in modern day electrophysiology. We present a simple, versatile and inexpensive way to perform complex electrophysiological protocols in cortical pyramidal neurons in vitro, using a desktop computer and a digital acquisition board.
Eksperimentel neurovidenskab er vidne til en øget interesse for udvikling og anvendelse af nye og ofte komplekse, lukkede kredsløb protokoller, hvor stimulus anvendte afhænger i real-tid på respons af systemet. Seneste applikationer spænder fra gennemførelsen af virtual reality-systemer til at studere motoriske respons både mus 1 og i zebrafisk 2, til at kontrollere anfald efter kortikal slagtilfælde hjælp optogenetics 3. En væsentlig fordel ved lukkede kredsløb teknikker ligger i evnen til sondering højere dimensionelle egenskaber, som ikke er direkte tilgængelige eller som er afhængige af flere variabler, såsom neuronal excitabilitet 4 og pålidelighed, mens på samme tid at maksimere den eksperimentelle gennemløb. I dette bidrag og i forbindelse med cellulære elektrofysiologi, beskriver vi, hvordan man anvender en række lukkede kredsløb protokoller til studiet af respons egenskaber af pyramideformede kortikale neuroner, recbestilte intracellulært med patch clamp-teknik i akutte hjernen skiver fra somatosensoriske cortex af unge rotter. Da der ikke kommercielt tilgængelige eller open source-software indeholder alle de funktioner, der kræves for effektivt at udføre forsøgene beskrevet her blev en ny software værktøjskasse kaldet LCG 5 udviklet, hvis modulære opbygning maksimerer genbrug af computer-kode og letter gennemførelsen af nye eksperimentelle paradigmer. Stimulation kurveformer angives ved hjælp af et kompakt meta-beskrivelse og fuld forsøgsprotokoller er beskrevet i tekstbaserede konfigurationsfiler. Derudover LCG har en kommando-line interface, der er velegnet til gentagelse af forsøg, og automatisering af forsøgsprotokoller.
I de senere år har cellulær elektrofysiologi udviklet sig fra den traditionelle åben sløjfe paradigme anvendes i spænding og strøm clamp-forsøg til moderne lukkede kredsløb protokoller. Den bedst kendte lukkede kredsløb teknik er måske den dynamiske klemme 6,7, hvilket gjorde det muligt for syntetiske injektion af kunstige spændingsafhængige ionkanaler at bestemme den neuronale membran spænding 8, den tilbundsgående undersøgelse af virkningerne af ikke-deterministisk flimmer på ionkanaler på neuronale respons dynamik 9, samt rekreation in vitro af realistiske i vivo- ligesom synaptisk baggrund aktivitet 10.
Andre lukkede kredsløb paradigmer, der er blevet foreslået omfatter den reaktive klemme 11, for at studere in vitro generering af selvbærende vedvarende aktivitet, og svaret klemme 4,12, til at undersøge de cellulære mekanismer underliggende neuronal uro.
Indholdsproduktion "> Her beskriver vi en kraftig ramme, der tillader anvendelse af en bred vifte af lukkede elektrofysiologiske protokoller i forbindelse med hel-celle patch clamp optagelser udført i akutte hjernen skiver. Vi viser hvordan man optager membran spænding somatisk ved hjælp af patch clamp optagelser i pyramideformede neuroner fra somatosensoriske cortex af unge rotter og anvende tre forskellige lukkede kredsløb protokoller bruger LCG, en kommando-linje-baseret software værktøjskasse udviklet i laboratoriet af Teoretisk neurobiologi og Neuroengineering.Kort fortalt de beskrevne protokoller er først automatiseret injektion af en række aktuelle klemme stimulus kurveformer, der er relevante for karakterisering af et stort sæt egenskaber aktive og passive membran. Disse er blevet foreslået at fange den elektrofysiologiske fænotype af en celle med hensyn til dets respons egenskaber til en stereotyp serie af stimulus bølgeformer. Kendt som e-koden af en celle (f.eks, se & #160; 13,14), er en sådan samling af elektriske reaktioner, der anvendes af flere laboratorier for objektivt klassificere neuroner på grundlag af deres elektriske egenskaber. Dette omfatter en analyse af den stationære input-output transfer forhold (FI kurve), som en innovativ teknik, der involverer lukket kredsløb, real-time kontrol af satsen for fyring ved hjælp af en proportional-integral-derivat (PID) controller andet genskabelse af realistiske in vivo-lignende baggrund synaptisk aktivitet i de vitro præparater 10 og for det tredje den kunstige forbindelse i realtid af to samtidigt konstateret pyramideformede neuroner ved hjælp af en virtuel GABAerg interneuron, der simuleres ved computeren.
Derudover LCG gennemfører teknik kendt som aktive elektrode Compensation (AEC) 15, som tillader gennemførelsen af dynamiske clamp-protokoller under anvendelse af en enkelt elektrode. Dette gør det muligt at kompensere uønskede virkninger (artifacts) af optagelsen elektrode, der opstår, når det anvendes til at levere intracellulære stimuli. Fremgangsmåden er baseret på en ikke-parametrisk skøn over de tilsvarende elektriske egenskaber af optagelsen kredsløb.
De teknikker og eksperimentelle protokoller, der er beskrevet i dette papir kan let anvendes i konventionel åben sløjfe spænding og nuværende clamp-forsøg, og kan udvides til andre præparater, såsom ekstracellulær 4,16 eller intracellulære optagelser in vivo 17,18. Den omhyggelige samling af opsætningen for hele celle patch clamp elektrofysiologi er et meget vigtigt skridt for en stabil, høj kvalitet optagelser. I det følgende antager vi, at en sådan forsøgsopstilling er allerede tilgængelig for forsøgslederen, og fokusere vores opmærksomhed på at beskrive brugen af LCG. Læseren bliver peget på 19-22 for yderligere tips om optimering og debugging.
I denne tekst en fuld protokol for gennemførelse af real-time, blev lukket kredsløb enkelt celle elektrofysiologiske eksperimenter beskrives ved hjælp af patch clamp-teknik og en nylig udviklet software værktøjskasse kaldet LCG. For at optimere kvaliteten af optagelserne er det afgørende, at opsætningen optagelsen være korrekt jordforbindelse, skærmet og vibrationsfri: dette sikrer stabil og varig hel-celle adgang til cellen, der sammen med mulighed for at automatisere hele sektioner af stimulation protok…
The authors have nothing to disclose.
Financial support from the Flanders Research Foundation FWO (contract n. 12C9112N to DL), the 7th Framework Programme of the European Commission (Marie Curie Network “C7”, contract n. 238214; ICT Future Emerging Technology “ENLIGHTENMENT” project, contract n. 306502), the Interuniversity Attraction Poles Program initiated by the Belgian Science Policy Office (contract n. IUAP-VII/20), and the University of Antwerp is kindly acknowledged.
Tissue slicer | Leica | VT-1000S | |
Pipette puller | Sutter | P-97 | |
Pipettes | WPI | 1B150F-4 | 1.5/0.84 mm OD/ID, with filament |
Vibration isolation table | TMC | 20 Series | |
Microscope | Leica | DMLFS | 40X Immersion Objective |
Manipulators | Scientifica | PatchStar | |
Amplifiers | Axon Instruments | MultiClamp 700B | Computer controlled |
Data acquisition card | National Instruments | PCI-6229 | Supported by Comedi Linux Drivers |
Desktop computer | Dell | Optiplex 7010 Tower | OS: real-time Linux |
Oscilloscopes | Tektronix | TDS-1002 | |
Perfusion Pump | Gibson | MINIPULS3 | Used with R4 Pump head (F117606) |
Temperature controller | Multichannel Systems | TC02 | PH01 Perfusion Cannula |
Manometer | Testo | 510 | Optional |
Incubator | Memmert | WB14 | |
NaCl | Sigma | 71376 | ACSF |
KCl | Sigma | P9541 | ACSF, ICS |
NaH2PO4 | Sigma | S3139 | ACSF |
NaHCO3 | Sigma | S6014 | ACSF |
CaCl2 | Sigma | C1016 | ACSF |
MgCl2 | Sigma | M8266 | ACSF |
Glucose | Sigma | G7528 | ACSF |
K-Gluconate | Sigma | G4500 | ICS |
HEPES | Sigma | H3375 | ICS |
Mg-ATP | Sigma | A9187 | ICS |
Na2-GTP | Sigma | 51120 | ICS |
Na2-Phosphocreatine | Sigma | P7936 | ICS |