EPA Method 1615 uses an electropositive filter to concentrate enteroviruses and noroviruses in environmental and drinking waters. This manuscript describes the procedure for collecting samples for Method 1615 analyses.
EPA Method 1615 was developed with a goal of providing a standard method for measuring enteroviruses and noroviruses in environmental and drinking waters. The standardized sampling component of the method concentrates viruses that may be present in water by passage of a minimum specified volume of water through an electropositive cartridge filter. The minimum specified volumes for surface and finished/ground water are 300 L and 1,500 L, respectively. A major method limitation is the tendency for the filters to clog before meeting the sample volume requirement. Studies using two different, but equivalent, cartridge filter options showed that filter clogging was a problem with 10% of the samples with one of the filter types compared to 6% with the other filter type. Clogging tends to increase with turbidity, but cannot be predicted based on turbidity measurements only. From a cost standpoint one of the filter options is preferable over the other, but the water quality and experience with the water system to be sampled should be taken into consideration in making filter selections.
Humane enteriske vira replikerer i mavetarmkanalen og spredes gennem fækal-orale vej. Disse vira findes ofte i spildevand i høje koncentrationer 1-3. De kan vare ved i spildevandsafløb 4,5, og i overfladen 6,7, jord 8-10, og behandles drikke 11 farvande. Når der forekommer, er koncentrationen af virus i vandmiljøet i USA typisk er for lavt til direkte måling 12,13. Dette kræver, at virus koncentreres fra store mængder vand. Under Information Collection Rule (ICR) overvågning foretaget af US Environmental Protection Agency (US EPA) 14, koncentrationerne af positive prøver i kilden vand af store forsyningsvirksomheder landsdækkende lå fra 0,009 virus til 19,7 mest sandsynlige antal infektiøse enheder (MPN) / L. Median og middelkoncentrationer af positive prøver var 0,03 og 0,17 MPN / L for kilde- vand fra strømmende vandløb, 0,01til 0,07 MPN / L for dem fra søer og reservoirer, og 0,04-0,74 MPN / L for dem, der bruger grundvand 11 (data fra ICR Aux1 18 måneder Access-database dateret 2000/04/25). Virus koncentrationer af positive prøver fra en USEPA undersøgelse af de nationale grundvand varierede fra 0,009 til 2,12 infektiøse enheder / L med median og middelkoncentrationer på 0,13 og 0,29 infektiøse enheder / L 8. Koncentrationen af virus i positive prøver grundvandsprøver var højere end i strømmende vandløb. De fleste af de anlæg, der anvender grundvand i disse undersøgelser opnåede vand fra vandførende lag beliggende i Karst regioner. Disse, sammen med dem, der ligger i kalksten og krystallinsk (brækkede grundfjeld) indstillinger er sandsynligvis højere koncentrationer virus end i andre indstillinger 8,15,16. USEPA virus metoder angiver mængder prøveudtagning af 200 L (ICR) til 300 L (Metode 1615) af overfladevand og 1.000 L (ICR) til 1.500 L (Metode 1615) af grundvand 17,18. Men selv med brugen afstore prøvevolumener fleste overflade- og grundvand prøver er negative for virus 8,11,19,20.
Vira er til stede i overfladevand udgør en potentiel sundhedsrisiko for forbrugerne af drikkevand. Overfladevandet Treatment regel kræver, at alle rensningsanlæg der anvender overfladevand til at reducere virus koncentrationer med mindst 4-log. Selv med en nedsættelse på 4-log, kan infektiøse koncentrationer virus i kilde vand så små som 0,0044 MPN / L føre til en infektion per dag under forudsætning af sådanne gennemsnitlige eksponering og behandling betingelser og dosis-respons parametre for rotavirus 11,21. Risikoen fra virus i ubehandlede grundvand kan være endnu større på grund af manglende behandling og viral forekomst. Borchardt og kolleger vurderer, at mindre end fem år op til 22% af akut gastroenteritis hos voksne og 63% hos børn kan skyldes virus i drikkevand i fællesskaber ved hjælp af ubehandlede grundvand 19.
USEPA Metode 1615 blev udviklet til at detektere enterovirus og norovirus under ureguleret forurenende Overvågning forordningens tredje overvågningsperiode (UCMR3) 22 som et nationalt opfølgning på resultaterne af Borchardt og kolleger 19,23. Den USEPA metode blev designet primært til måling af virus i systemer, der anvender ubehandlede grundvand, men blev skrevet mere generelt at omfatte andre vand matrix typer. Den nye metode er en hybrid bevare mange komponenter fra den foregående virus metode anvendt under ICR 17, tilsætning af molekylære procedurer baseret på fremgangsmåden ifølge Borchardt et al. 19,23 og yderligere primersæt for norovirus 24. Formålet med dette oplæg er at beskrive proceduren prøvetagning og de skridt, der er nødvendige for at opretholde integriteten af prøven under indsamling og forsendelse. En vurdering af den samlede metode er beskrevet i Cashdollar et al. 25. Denne protokol omfatter simple felt Collection af overfladevand og grundvand, hvor en pumpe og forfilter er ikke nødvendige, og hvor der ikke kræves justeringer for pH eller tilstedeværelsen af et desinfektionsmiddel i vandet for at indgå i stikprøven. De mere komplekse krav prøveudtagning er beskrevet i Fout et al. 17,18.
Forskellige filtertyper til at koncentrere virus fra vandmiljøet er blevet brugt i årenes løb 26. Aktuelle metoder ansætte ultrafiltre 27, elektronegative filtre 13,28,29, glasuld filtre 23 og elektropositive filtre 30. Elektronegativ filtre blev udbredt i mange år, men et krav om tilsætning af salt og justering af vand pH-værdi i området før eller under prøveudtagningen begrænser deres anvendelighed 13. Den mest praktiske filter valg for prøvetagning felt er elektropositive filtre. Disse filtre tillader prøvetagning af store mængder vand ved høje strømningshastigheder og uden nogen konditionering af vand. Glas uld filtre er den billigste løsning, men har langsommere flow end elektropositive filtre og er ikke kommercielt tilgængelige. Ultrafiltre levere den højeste virus inddrivelser over et stort udvalg af vandkvaliteten, men det nødvendige udstyr til sampling er ikke let felt bærbare og den tid, der kræves for at indsamle prøver er meget længere 27. Metoder for nylig er blevet udviklet, at brugen forkonditioneres elektronegative filtre for at undgå behovet for tilpasning på området, men disse kan ikke anvendes til opsamling af store prøvevolumener 28,29.
EPA Method 1615 anvender elektropositive patronfiltre der opnår deres positive ladning fra enten aluminium oxid nanofibre eller kvaternære aminer. Fordelene ved den tidligere over for sidstnævnte er, at det er billigere og effektivt opsamler virus fra vand over en bredere vifte af naturlige pH-værdier 30,31; Men hver patron, samt glasuld filtre, der anvendes af Borchardt og kolleger giver tilsvarende inddrivelser af enterovirus og norovirus fra vand 23,31,32 (Cashdollar, upublicerede data). Patronfiltre anbringes i en simpel sampling apparat, der er designet til at forenkle opkrævningen af prøverog reducere forurening under prøvetagningen.
Standard metoder er uvurderlig, når store forsøg udføres ved hjælp af flere analyselaboratorier. EPA Method 1615 giver standard procedurer og retningslinjer for at minimere de to store prøvetagningsrør problemer, der kan påvirke data indsamlet under disse undersøgelser-falsk positive resultater stammer fra forurening under prøvetagningen eller utilstrækkeligt desinficerede apparater komponenter samt tilstopning af filterporer af komponenterne i samples vandet.
Ligesom enteriske virus kan spredes fra person til person på grund af utilstrækkelig hygiejne, kan virus indføres i prøver fra dårligt vaskede hænder eller hænder med forurenede handsker 33. Det er vigtigt, at prøvetagere forstå de potentielle ruter af forurening og brug aseptisk teknik under prøvetagningen. Samplere bør forstå, at handsker primært anvendes til at beskytte sampler fra eksponering og ikke pBeskytter apparatet mod forurening. Hænderne skal vaskes før starten af prøveudtagningen og pleje skal tages under iførelse af handsker for at forhindre hånd til handske forurening. Samplere med gastroenteritis eller luftvejssymptomer må ikke indsamle prøver, som de kunne kaste enterovirus eller norovira i høje niveauer.
For det andet skal der drages omsorg for at undgå overførsel af virus fra tidligere prøveudtagning begivenheder. For at minimere denne potentiel kilde til forurening blev prøveudtagning apparat Metode 1615 modificeret fra af ICR ved ikke at inkludere en trykregulator og trykmåler mellem indløbet og patronhuset modulet. Disse komponenter blev fjernet, fordi de tryk observeret under prøveudtagning begivenheder var altid under den maksimale boliger karakter (f.eks, 125 psi i 5-tommer patron huse), og fordi de var svære at desinficere. Sidstnævnte problem blev demonstreret ved brug af udstyr blindprøvekontrol i studies Efter ICR 6,20. I hvor høj grad det påvirkede ICR data er ukendt, men sandsynligvis små; var der kun to falske positive negative evaluering af ydeevnen prøver i løbet af undersøgelsen (data ikke vist). For yderligere at reducere muligheden for fremførsel kontaminering, er det også anbefales at indløbet modul slangen udskiftes efter hver prøveudtagning begivenhed. Det er især vigtigt at sikre tilstrækkelig desinfektion, hvis apparatet blev anvendt til en kvalitet eller ydeevne kontrol, blev podet med virus. Før udførelse desinfektion, bør måles koncentrationen af frit klor for tab under opbevaring. Ud over ændringer i konfigurationen af det ovenfor beskrevne apparat, er det vigtigt, at regelmæssig udstyr blanks køres at påvise, at desinfektion er effektiv. Metode 1615 mandater, udstyr blanks udføres ved hjælp af apparater, der er blevet desinficeret efter at være brugt til virus-seedede kontroller, hvilket forenklerproceduren ved at eliminere behovet for at passere et virus-podede opløsning gennem apparatet før desinfektion. Koncentrationen af desinfektionsmiddel blev forøget til 0,525% hypochlorit for metode 1615, da denne koncentration er nødvendig både for at inaktivere eventuelle levedygtige vira på apparatet og at nedbryde nukleinsyrer. Derfor skal udstyr blanks analyseres ved hjælp af både cellekultur og qPCR assays.
Begge typer elektropositive filtre var omfattet af tilstopning undersøgelserne rapporteret i tabel 1. Et ukendt antal prøver med reducerede mængder kan have været på grund af stikprøvefejl, såsom en fejlfortolkning af den totalisator eller en bevidst tidlig stopper for prøveudtagning for at møde en anden deadline, især for farvande med turbiditet aflæsninger mindre end 20 NTU. Graden af tilstopning afhænger både på de filter type og kvalitetsparametre. Forfiltre giver en vis grad af forbedring, men hvis det anvendes, bør behandles og analyseresadskilt fra elektropositive filter. Den nuværende indstilling for UCMR3 er, at prøven skal indsamles uden forfiltre hjælp af to aluminium oxid nanofiber-baserede filtre, hvis kan indsamles mindst halvdelen volumen bruge det første filter.
The authors have nothing to disclose.
Forfatterne takker mange EPA personale, hvis bidrag overvågning foretaget under ICR og UCMR3 muligt følgende bly efterforskere fra andre EPA studier rapporteret: Daniel Dahling, Alfred Dufour, Andrey Egorov, Susan Glassmeyer, Asja Korajkic, Richard Lieberman, Robert Safferman, og Tim Wade; og Shannon Griffin og Michael Ware for kritisk gennemgang dette håndskrift. Forfatterne takker Indian Hill Water Works til brug for en af deres pumpe huse at demonstrere prøvetagning. Selvom dette arbejde blev gennemgået af USEPA og godkendt til offentliggørelse, kan det ikke nødvendigvis afspejler officiel agentur politik. Omtale af firmanavne eller kommercielle produkter udgør ikke godkendelse eller anbefaling til brug.
Name of the reagent/Equipment | Company | Catalogue number | Comments/Description |
1-L polypropylene bottle | Nalgene | 2104-0032 | |
Aluminum foil squares | Cole-Parmer | 06275-40 | |
Autoclave | Steris | Amsco Lab Series | |
Bubble wrap | U.S. Plastics | 50776 | |
Closable bag | Uline | S-12283 | |
Closable bag | Fisher Scientific | S31798C | |
Commercial ice packs | Cole-Parmer | 06345-20 | |
Cool safe box | Diversified Biotech | CSF-BOX | |
Gauze sponge | Fisher Scientific | 22-415-469 | |
Graduated cylinder | Cole-Parmer | 06135-90 | 4-L or larger |
Hype Wipe | Fisher Scientific | 14-412-56 | |
iButtons temperature data logger | Maxim | DS1921G | |
Insulated storage and transport chest | Fisher Scientific | 11-676-12 | |
Packing tape | U.S. Plastics | 50083 | |
Portable chlorine colorimeter II test kit | Hach | 5870062 | |
Portable pH and temperature probe | Omega | PHH-830 | |
Portable turbidity meter | Omega | TRB-2020-E | |
PTFE thread tape | Cole-Parmer | 08270-34 | Use on all threaded connections |
Pump, Centrifugal Magnetic Drive | Cole-Parmer | 72010-20 | |
Reduction nipple | Cole-Parmer | 06349-87 | |
Sodium hypochlorite (NaClO) | Use locally available household bleach | ||
Sodium thiosulfate (Na2S2O3) | Sigma Aldrich | 217247 | |
Surgical gloves | Fisher Scientific | 19-058-800 | |
Waterproof marker | Fisher Scientific | 22-290546 | |
Media | Composition | ||
0.525% sodium hypochlorite (NaClO) | Prepare a 0.525% NaClO solution by diluting household bleach 1:10 in dH2O. Store 0.525% NaClO solutions for up to 1 week at room temperature. | ||
1 M sodium thiosulfate (Na2S2O3) pentahydrate | Prepare a 1 M solution by dissolving 248.2 g of Na2S2O3 in 1 L of dH2O. Store sodium thiosulfate for up to 6 months at room temperature. |