Summary

Эффективное Перенос генов в Чик сетчатки для первичной культуры клеток исследований:<em> Экс-ово</em> Электропорация подход

Published: November 02, 2015
doi:

Summary

Эмбриональные цыпленок культуры сетчатки клеток представляют собой ценный инструмент для изучения биологии фоторецепторов. Мы разработали эффективную методику переноса генов на основе экс ово плазмиды электропорации сетчатки, предшествующих культуры. Этот метод значительно повышает эффективность трансфекции по доступных в настоящее время протоколов, что делает генетические манипуляции посильную для этой системы.

Abstract

Фоторецептора обогащенного культур конус, полученные из эмбриональных куриных сетчатки стали незаменимым инструментом для исследователей во всем мире, изучающих биологию нейронов сетчатки, в частности, фоторецепторов. Приложения этой системы выходят за рамки фундаментальных исследований, так как они легко могут быть приспособлены к высоким технологиям пропускную способность для разработки лекарств. Тем не менее, генетическая манипуляция фоторецепторов сетчатки в этих культурах оказалась очень сложным, что создает важное ограничение полезность системы. Мы недавно разработаны и утверждены бывший ово техники плазмиды электропорации, что увеличивает скорость трансфекции клеток сетчатки в этих культурах в пять раз по сравнению с другими доступных в настоящее время протоколов 1. В этом методе эмбриональных куриных глаза энуклеировали на стадии 27, ПЭС удаляется, и сетчатки чашки помещают в плазмиду раствор, содержащий и электропорации с использованием легко построить нестандартнойиз электродов. Сетчатки затем диссоциируют и культивируют с использованием стандартных процедур. Эта техника может быть применена к избыточной экспрессии исследований, а также подавлением экспрессии гена, например посредством использования плазмиды приводом технологии RNAi, обычно достижении экспрессии трансгена в 25% населения фоторецепторов. Видео формат данной публикации будет сделать эту технологию легко доступны для исследователей в этой области, что позволяет исследование функции гена в первичных сетчатки культур. Мы также включили подробные объяснения важных шагов этой процедуры для успешного исхода и воспроизводимости.

Introduction

Диссоциированные клеточные культуры из эмбриональных куриных сетчатки были широко используется для изучения различных аспектов фоторецепторов клеточной биологии, в том числе их выживания 2-9 дифференциации 10-12 роста невритов 13 и более. Преимущества этой системы, разработанные в 1980-х годах Рубен Адлер и сотрудников и совершенствуется его и других групп 14-20, проживают в собственных характеристик кур в качестве животной модели 21. Большой размер куриного глаза, даже при эмбриональных стадиях, обеспечивает большое количество материала для культур. Более того, когда культуры осуществляется с помощью эмбриональных день (ED) 5 – 6 сетчатки, 55 – 80% от их клеток-предшественников дифференцировать, как фоторецепторов 14,15,18,22,23, и примерно с 86% фоторецепторов этого животного конусы 24, эти культуры являются особенно подходящими для исследований, направленных на этом типе клеток.

Мы недавно развитPED и характеризуется простой метод, который позволяет для высокой эффективности плазмиды трансфекции клеток в этих культурах, тем самым расширяя полезности этой системы путем содействия генетическая missexpression исследования 1. Развитие этой методики вытекает из пустоты в научной литературе методов, которые обеспечили бы приемлемый уровень трансфекции, чтобы позволить для изучения функции генов в автономном режиме клеток. Это отчасти потому, что первичные нейронов культуры, как известно, трудно трансфекции 25,26. Некоторые из наиболее часто используемых методов, ранее доступные для этой цели включены химические методы трансфекции, такие как липофекции или опосредованную фосфатом кальция трансфекции, что приводит к повышению эффективности в порядке 3-5% и может оказывать значительное токсичности 27-32. Хотя использование плазмид с ферментативной системой репортер может обойти проблему низкой эффективности трансфекции путем амплификации сигнала, они недискриминацию эффекты соты, и их результаты основаны на небольшом клеточной популяции, которая не может быть представителем в целом. Другим широко используемым методом в куриных, RCAS вирусная инфекция, это применимо только к пролиферирующих клеток и, таким образом, не подходит для этой первичной сетчатки системы культуры 33.

В текущем протоколе эмбриональных куриных глаза энуклеировали на этапе 27 (ED 5), сетчатки пигментного эпителия (РПЭ) удаляется, и сетчатки чашки помещают в электропорации камере, заполненной плазмиды, содержащей раствор и подвергали электропорации с использованием заказ Электроды с последующим сетчатки диссоциации и культуры с использованием стандартных методик. 21 После оптимизации этой процедуры, мы были в состоянии последовательно достичь эффективности трансфекции порядка 22% от общего числа клеток в культуре и 25% в фоторецепторов населения только, без ущерба для выживания и дифференцировки характеристикикультуры 1. Здесь мы предлагаем подробный протокол с изложением все важные этапы этой процедуры для того, чтобы обеспечить успех и воспроизводимость этого метода.

Protocol

Все процедуры, описанные в данной работе были выполнены в соответствии с руководящими принципами, рекомендованными уходу и использованию животных комитета в Университете Джонса Хопкинса. 1. Впереди времени: Подготовка приборов, реактивов и блюда Подготовка яйца: …

Representative Results

Здесь мы представляем простой протокол для плазмиды трансфекции энуклеированные куриных сетчатки чашки для последующего диссоциированного культуре клеток. Трансфекция достигается с помощью легко сделать пользовательские электродов (Рисунки 1 – 2) путем электропорации. Пара…

Discussion

Наиболее важным шагом для успеха этого протокола выбрав соответствующий этап эмбрионов. В предыдущих публикациях, ряд эмбриональных стадиях дается для этих культур, как правило, определяется дней инкубации или эмбриональных дней (ED); Таким образом, он, как правило, предполагается, что ?…

Divulgaciones

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

We would like to acknowledge David O’Brien for his support with data analysis, and all the members of the Canto-Soler lab for their critical discussions. This work was supported by NIH grants EY004859 and EY022631 (MVCS), Core Grant EY1765, and an unrestricted departmental grant from Research to Prevent Blindness, Inc.

Materials

ECM 830 Electro Square Porator BTX/ Harvard Apparatus 45-0052
Genetrode, L-Shaped, 5 mm Gold Tip BTX/ Harvard Apparatus 45-0115 model 512 Gold tipped electrode used as anode
Polyimide Tubing Vention Medical custom made Internal Diameter: 0.5mm / wall thickness: 0.15-0.2mm. Used for insulating gold tiped electrode
2.5mm square box filament, 4.5mm wide Sutter Instrument Company FB245B Used to make cathode electrode
HBSS, no calcium, no magnesium, no phenol red Gibco – Life Technologies 14175-095
Moloney forceps Roboz RS-8254 Serrated; Slight Curve; 4.5" Length
Dumont tweezers 5/45 Roboz RS-5058 Pattern #5, 45 Degree Angle; .10 X .06mm Tip Size; 109mm Length
Bonn micro forceps, 1×2 teeth Roboz RS-5172 Tying Platform; 1X2 Teeth, 0.12mm Teeth; 3.75" Length; .3mm Tip Width

Referencias

  1. Vergara, M. N., Gutierrez, C., O’Brien, D. R., Canto-Soler, M. V. Ex vivo electroporation of retinal cells: a novel, high efficiency method for functional studies in primary retinal cultures. Exp Eye Res. 109, 40-50 (2013).
  2. Chalmel, F., et al. Rod-derived Cone Viability Factor-2 is a novel bifunctional-thioredoxin-like protein with therapeutic potential. BMC Mol Biol. 8, 74 (2007).
  3. Goureau, O., Regnier-Ricard, F., Desire, L., Courtois, Y. Role of nitric oxide in photoreceptor survival in embryonic chick retinal cell culture. J Neurosci Res. 55 (4), 423-431 (1999).
  4. Hewitt, A. T., Lindsey, J. D., Carbott, D., Adler, R. Photoreceptor survival-promoting activity in interphotoreceptor matrix preparations: characterization and partial purification. Exp Eye Res. 50 (1), 79-88 (1990).
  5. Leveillard, T., et al. Identification and characterization of rod-derived cone viability factor. Nat Genet. 36, 755-759 (2004).
  6. Lorentz, O., Sahel, J., Mohand-Said, S., Leveillard, T. Cone survival: identification of RdCVF. Adv Exp Med Biol. 572, 315-319 (2006).
  7. Nakamura, M., Singh, D. P., Kubo, E., Chylack Jr, L. T., Shinohara, T. LEDGF: survival of embryonic chick retinal photoreceptor cells. Invest Ophthalmol Vis Sci. 41 (5), 1168-1175 (2000).
  8. Paes-de-Carvalho, R., Maia, G. A., Ferreira, J. M. Adenosine regulates the survival of avian retinal neurons and photoreceptors in culture. Neurochem Res. 28 (10), 1583-1590 (2003).
  9. Stenkamp, D. L., Gregory, J. K., Adler, R. Retinoid effects in purified cultures of chick embryo retina neurons and photoreceptors. Invest Ophthalmol Vis Sci. 34 (8), 2425-2436 (1993).
  10. Fuhrmann, S., Kirsch, M., Hofmann, H. D. Ciliary neurotrophic factor promotes chick photoreceptor development in vitro. Development. 121 (8), 2695-2706 (1995).
  11. Toy, J., Norton, J. S., Jibodh, S. R., Adler, R. Effects of homeobox genes on the differentiation of photoreceptor and nonphotoreceptor neurons. Invest Ophthalmol Vis Sci. 43 (11), 3522-3529 (2002).
  12. Yan, R. T., He, L., Wang, S. Z. Pro-photoreceptor activity of chick neurogenin1. Invest Ophthalmol Vis Sci. 50 (12), 5567-5576 (2009).
  13. Adler, R. Regulation of neurite growth in purified retina neuronal cultures: Effects of PNPF, a substratum-bound, neurite-promoting factor. J Neurosci Res. 8 (2-3), 165-177 (1982).
  14. Adler, R. A model of retinal cell differentiation in the chick embryo. Prog Retin Eye Res. 19 (5), 529-557 (2000).
  15. Adler, R., Hatlee, M. Plasticity and differentiation of embryonic retinal cells after terminal mitosis. Science. 243 (4889), 391-393 (1989).
  16. Adler, R., Lindsey, J. D., Elsner, C. L. Expression of cone-like properties by chick embryo neural retina cells in glial-free monolayer cultures. J Cell Biol. 99 (3), 1173-1178 (1984).
  17. Adler, R., Magistretti, P. J., Hyndman, A. G., Shoemaker, W. J. Purification and cytochemical identification of neuronal and non-neuronal cells in chick embryo retina cultures. Dev Neurosci. 5 (1), 27-39 (1982).
  18. Belecky-Adams, T., Cook, B., Adler, R. Correlations between terminal mitosis and differentiated fate of retinal precursor cells in vivo and in vitro: analysis with the ‘window-labeling’ technique. Dev Biol. 178 (2), 304-315 (1996).
  19. Hyndman, A. G., Adler, R. Neural retina development in vitro. Effects of tissue extracts on cell survival and neuritic development in purified neuronal cultures. Dev Neurosci. 5 (1), 40-53 (1982).
  20. Politi, L. E., Adler, R. Generation of enriched populations of cultured photoreceptor cells. Invest Ophthalmol Vis Sci. 27 (5), 656-665 (1986).
  21. Vergara, M. N., Canto-Soler, M. V. Rediscovering the chick embryo as a model to study retinal development. Neural Dev. 7, 22 (2012).
  22. Adler, R. Determination of cellular types in the retina. Invest Ophthalmol Vis Sci. 34 (5), 1677-1682 (1993).
  23. Repka, A., Adler, R. Differentiation of retinal precursor cells born in vitro. Dev Biol. 153 (2), 242-249 (1992).
  24. Morris, V. B. Symmetry in a receptor mosaic demonstrated in the chick from the frequencies, spacing and arrangement of the types of retinal receptor. J Comp Neurol. 140 (3), 359-398 (1970).
  25. Li, H., Chan, S. T. H., Tang, F. Transfection of rat brain cells by electroporation. J Neurosci Methods. 75 (1), 29-32 (1997).
  26. Martinez, C. Y., Hollenbeck, P. J. Transfection of primary central and peripheral nervous system neurons by electroporation. Methods Cell Biol. 71, 339-351 (2003).
  27. Boatright, J. H., et al. The 5′ flanking regions of IRBP and arrestin have promoter activity in primary embryonic chicken retina cell cultures. Exp Eye Res. 64 (2), 269-277 (1997).
  28. Dudek, H., Ghosh, A., Greenberg, M. E. Calcium phosphate transfection of DNA into neurons in primary culture. Curr Protoc Neurosci. Chapter 3, Unit 3.11 (2001).
  29. Kumar, R., et al. The bZIP transcription factor Nrl stimulates rhodopsin promoter activity in primary retinal cell cultures. J Biol Chem. 271 (47), 29612-29618 (1996).
  30. Toy, J., Bradford, R. L., Adler, R. Lipid-mediated gene transfection into chick embryo retinal cells in ovo and in vitro. J Neurosci Methods. 104 (1), 1-8 (2000).
  31. Werner, M., Madreperla, S., Lieberman, P., Adler, R. Expression of transfected genes by differentiated, postmitotic neurons and photoreceptors in primary cell cultures. J Neurosci Res. 25 (1), 50-57 (1990).
  32. Yuan, L., Kawada, M., Havlioglu, N., Tang, H., Wu, J. Y. Mutations in PRPF31 inhibit pre-mRNA splicing of rhodopsin gene and cause apoptosis of retinal cells. J Neurosci. 25 (3), 748-757 (2005).
  33. Hughes, S. H. The RCAS vector system. Folia Biol (Praha). 50 (3-4), 107-119 (2004).
  34. Das, R. M., et al. A robust system for RNA interference in the chicken using a modified microRNA operon. Dev Biol. 294 (2), 554-563 (2006).
  35. Nguyen, A. T., Dow, A. C., Kupiec-Weglinski, J., Busuttil, R. W., Lipshutz, G. S. Evaluation of gene promoters for liver expression by hydrodynamic gene transfer. J Surg Res. 148 (1), 60-66 (2008).
  36. Xu, L., et al. CMV-beta-actin promoter directs higher expression from an adeno-associated viral vector in the liver than the cytomegalovirus or elongation factor 1 alpha promoter and results in therapeutic levels of human factor X in mice. Hum Gene Ther. 12 (5), 563-573 (2001).
  37. You, L. M., et al. A hybrid promoter-containing vector for direct cloning and enhanced expression of PCR-amplified ORFs in mammalian cells. Mol Biol Rep. 37 (6), 2757-2765 (2009).
  38. Hamburger, V., Hamilton, H. L. A series of normal stages in the development of the chick embryo. Dev Dyn. 195 (4), 231-272 (1992).

Play Video

Citar este artículo
Vergara, M. N., Gutierrez, C., Canto-Soler, M. V. Efficient Gene Transfer in Chick Retinas for Primary Cell Culture Studies: An Ex-ovo Electroporation Approach. J. Vis. Exp. (105), e52002, doi:10.3791/52002 (2015).

View Video