마우스 좌골 신경에 생체 전기 생리 측정에서
Summary
생체 내에서 신경의 전도 특성의 측정은 신경 근육 질환의 다양한 동물 모델을 특성화 할 수있는 강력한 도구를 예시. 여기서, 우리는 마취 된 쥐의 좌골 신경의 전기 생리 분석이 수행 될 수있는 간단하고 신뢰성있는 프로토콜을 제시한다.
Abstract
전기 생리학 연구는 기본 병태 생리 (1)의 이해, 함께 신경 병리학 기술과, 다양한 신경 근육 질환의 합리적인 분류를 허용하고 도움이됩니다. 여기에서 우리는 생체 내에서 마우스 좌골 신경에 전기 생리학 연구를 수행하는 방법을 설명합니다.
동물 실험군에 진통을 보장하기 위해 이소 플루 란으로 마취 약 30 분 / 동물을 측정하는 동안 작업 환경을 방해받지 않습니다. 37 ° C의 일정한 체온은 가열 플레이트에 의해 유지되고 지속적으로 직장 열 프로브 (2)에 의해 측정된다. 또한, 심전도 (ECG)를 정기적으로 계속해서 조사 동물의 생리 학적 상태를 모니터링하기 위해 측정 중에 기록된다.
전기 생리학 기록은 좌골 신경, 일의 가장 큰 신경에서 수행됩니다행등과 감각 모두 섬유 책자와 마우스의 뒷다리를 공급하는 전자 말초 신경계 (PNS). 우리의 프로토콜에서, 좌골 신경은 현장에 남아 있으므로 추출 또는 노출 할 필요가 없습니다, 실제 녹음과 함께 어떤 불리한 신경 자극없이 측정이 가능. 적절한 바늘 전극 3을 사용하여 우리는 비복근 근육에서 감지 전극과 함께 전송 된 잠재력을 등록, 근위 및 말초 신경 자극을 모두 수행합니다. 데이터 처리, 신뢰성과 신경 전도 속도 (NCV) 및 복합 모터 활동 전위 (CMAP) 고도로 일관된 값, 총 말초 신경 기능의 정량화를위한 주요 파라미터가 달성 될 수 후.
Introduction
전기 생리학 측정은 임상 및 실험실 환경 모두에서 말초 신경의 기능 무결성을 조사를위한 필수 도구입니다. 인간에서는, 신경근 장애 및 신경 병증의 다수 진단 학적 측정 전기 생리에 의존한다. 전도 속도 또는 신호의 전위 진폭 같이 신경 특성을 측정함으로써, 말초 신경 질환의 거친 원점을 특성화 할 수있다.
신경 전도 속도는 수초에 의해 활성화 빠른 신호 전달에 매우 의존적이다. 따라서 탈수 초성 프로세스는 일반적으로 전도 속도 4 감소합니다. 복합 운동 활동 전위 (CMAP) – 기능 축삭의 수와의 상관 관계는 – 크게 5 감소 축삭 손상에 대한 지표이다.
따라서, 전기 생리 방법에 의한 말초 신경 손상의 병인이러한 유전성 신경 병증 6,7, 당뇨병 성 신경 병증 8,9, 만성 염증성 탈수 초성 다발성 신경 병증 (CIDP) 10, 또는 신진 대사 신경 병증 11로 구별 할 수 있습니다.
일반적으로 인간의 응용 프로그램에서 수랄 또는 척골 신경에 비 침습적 녹음이 바람직하다. 및 행등 및 감각계의 소 구경 축삭 – 생쥐에서는, 좌골 신경의 신경 속성, 대용량을 모두 포함하는 말초 신경계 (PNS)의 규모 신경을 분석하기 쉽다.
여기에 설명 된대로 절차는 그대로 쥐의 말초 신경에 전기 생리학에 대한 관련 모든 표준 값을 측정 할 수있는, 쉽고 빠르고 안정적인 방법입니다. 보존 유기체에서 녹음을 복용함으로써, 신경 환경의 생리적 조건은 보장된다.
Protocol
Representative Results
Discussion
설명 프로토콜은 관심의 신경을 노출 할 필요없이 마취 된 쥐의 좌골 신경의 전도 특성을 측정 할 수있는 쉽고 신뢰할 수있는 방법을 제공합니다. 그럼에도 불구하고,이 실험 과정은 바늘 구멍에 의해 조직 손상의 원인이됩니다. 따라서 녹음을 마친 후 동물을 희생 할 수있는 합리적인 선택이 될 것입니다. 그러나, 이전에 녹음 신경의 노출을 필요로하는 다른 추가 침습 절차에 비해 조직 손상은 <…
Divulgaciones
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
이 작품은 SFB (604), DFG MO 1421/2-1 및 Krebshilfe 107089 (HM까지)에 의해 지원되었다. 아이들의 종양 재단 (뉴욕, 미국)에서 젊은 연구자 상을받는 사람이 때문이다.
Materials
| Concentric Needle Electrodes (Stimulation) | Natus Medical Incorporated San Carlos, CA 94070, USA |
9013S0901 | |
| Digital Ring Electrodes (Recording) | Natus Medical Incorporated San Carlos, CA 94070, USA |
9013S0302 | |
| ToM – Tower of Measurement (A/D converter) | GJB Datentechnik GmbH, Langewiesen, Germany | ||
| AtisaPro, Data acquisition & analysis software | GJB Datentechnik GmbH, Langewiesen, Germany | ||
| HSE-Stimulator T | Hugo Sachs Elektronik, Hugstetten, Germany | ||
Referencias
- Kimura, J. 3rd ed. Electrodiagnosis in Diseases of Nerve and Muscle. , (2001).
- Rutkove, S. B. Effects of temperature on neuromuscular electrophysiology. Muscle Nerve. 24, 867-882 (2001).
- Xia, R. H., Yosef, N., Ubogu, E. E. Dorsal caudal tail and sciatic motor nerve conduction studies in adult mice: technical aspects and normative data. Muscle Nerve. 41, 850-856 (2010).
- Zielasek, J., Martini, R., Toyka, K. V. Functional abnormalities in P0-deficient mice resemble human hereditary neuropathies linked to P0 gene mutations. Muscle Nerve. 19, 946-952 (1996).
- Raynor, E. M., Ross, M. H., Shefner, J. M., Preston, D. C. Differentiation between axonal and demyelinating neuropathies: identical segments recorded from proximal and distal muscles. Muscle Nerve. 18, 402-408 (1995).
- Pareyson, D., Scaioli, V., Laura, M. Clinical and electrophysiological aspects of Charcot-Marie-Tooth disease. Neuromol. Med. 8, 3-22 (2006).
- Schulz, A., et al. Merlin isoform 2 in neurofibromatosis type 2-associated polyneuropathy. Nat. Neurosci. 16, 426-433 (2013).
- Lamontagne, A., Buchthal, F. Electrophysiological studies in diabetic neuropathy. J. Neurol. Neurosurg. Psychiatry. 33, 442-452 (1970).
- Andersen, H., Nielsen, J. F., Nielsen, V. K. Inability of insulin to maintain normal nerve function during high-frequency stimulation in diabetic rat tail nerves. Muscle Nerve. 17, 80-84 (1994).
- Magda, P., et al. Comparison of electrodiagnostic abnormalities and criteria in a cohort of patients with chronic inflammatory demyelinating polyneuropathy. Arch. Neurol. 60, 1755-1759 (2003).
- Lindberg, R. L., et al. Motor neuropathy in porphobilinogen deaminase-deficient mice imitates the peripheral neuropathy of human acute porphyria. J. Clin. Invest. 103, 1127-1134 (1999).
- Massey, J. M. Electromyography in disorders of neuromuscular transmission. Sem. Neurol. 10, 6-11 (1990).
- Stalberg, E., Falck, B. The role of electromyography in neurology. Electroencephalogr. Clin. Neurophysiol. 103, 579-598 (1997).
- Osuchowski, M. F., Teener, J., Remick, D. Noninvasive model of sciatic nerve conduction in healthy and septic mice: reliability and normative data. Muscle Nerve. 40, 610-616 (2009).
- Oh, S. S., Hayes, J. M., Sims-Robinson, C., Sullivan, K. A., Feldman, E. L. The effects of anesthesia on measures of nerve conduction velocity in male C57Bl6/J mice. Neurosci. Lett. 483, 127-131 (2010).
- Dilley, A., Lynn, B., Pang, S. J. Pressure and stretch mechanosensitivity of peripheral nerve fibres following local inflammation of the nerve trunk. Pain. 117, 462-472 (2005).
- Vleggeert-Lankamp, C. L., et al. Electrophysiology and morphometry of the alpha- and beta-fiber populations in the normal and regenerating rat sciatic nerve. Exp. Neurol. 187, 337-349 (2004).
