Summary

Имплантация оптоэлектронных устройств в спинной мозг грызунов

Published: July 12, 2024
doi:

Summary

В этом протоколе подробно описывается хирургическая процедура для проведения операций на спинном мозге, а также для имплантации и закрепления оптического хвостовика над спинным мозгом у грызунов.

Abstract

Нейромодуляция может обеспечить диагностическое, модулирующее и терапевтическое применение. В то время как в головном мозге была проведена обширная работа, модуляция спинного мозга остается относительно неизученной. По своей природе нежная и подвижная ткань спинного мозга накладывает ограничения, которые затрудняют точную имплантацию нейронных зондов. Несмотря на последние достижения в области нейромодуляционных устройств, в частности гибкой биоэлектроники, возможности расширения их использования в спинном мозге были ограничены хирургическими сложностями имплантации устройств. В этой статье мы предлагаем ряд хирургических протоколов, разработанных специально для имплантации специально изготовленного оптоэлектронного устройства, которое взаимодействует со спинным мозгом у грызунов. Здесь подробно описаны шаги по размещению и закреплению оптического хвостовика на определенном сегменте спинного мозга с помощью двух различных методов хирургической имплантации. Эти методы оптимизированы для широкого спектра устройств и приложений, которые могут требовать или не требовать прямого контакта со спинным мозгом для оптической стимуляции. Чтобы прояснить методологию, сначала обращаются к анатомии позвонков для определения заметных ориентиров, прежде чем делать разрез кожи. Продемонстрированы хирургические шаги по обеспечению оптического стержня над шейным отделом позвоночника у грызунов. Затем описываются процедуры фиксации оптоэлектронного устройства, подключенного к оптическому хвостовику, в подкожном пространстве вдали от спинного мозга, сводя к минимуму ненужный прямой контакт. Поведенческие исследования, сравнивающие животных, получающих имплантаты, с теми, кто подвергался фиктивным операциям, показывают, что оптические голени не оказали негативного влияния на функцию задних или передних конечностей через семь дней после имплантации. Настоящая работа расширяет инструментарий нейромодуляции для использования в будущих исследованиях, направленных на изучение различных вмешательств в спинной мозг.

Introduction

Спинной мозг способствует целому ряду основных функций центральной нервной системы, от координации двигательного поведения до регулирования гомеостатических процессов, таких как дыхание 1,2. Для выяснения роли сложной сети схем через спинной мозг требуются интерфейсы, будь то для электрической стимуляции, записи, доставки лекарств или оптической стимуляции в целевые области 3,4,5,6. Несмотря на то, что были разработаны устройства, позволяющие проводить такие опросы 7,8,9,10,11, для их хронической имплантации в спинной мозг требуются специализированные хирургические методы4. В частности, спинной мозг и связанные с ним позвонки имеют повышенную восприимчивость к механическим деформациям, вызванным естественными движениями, такими как разгибание и сгибание 8,12,13. Эти уникальные характеристики спинного мозга делают сложной задачу обеспечения того, чтобы имплантированные зонды оставались стабильными, функциональными и закрепленными в определенном сегменте в течение длительных периодов времени.

В настоящем описании описан хирургический протокол для установки и фиксации оптического хвостовика в целевом сегменте спинного мозга (рисунок 1A). Поскольку, в частности, было показано, что взаимодействие с шейным отделом создает уникальныепроблемы9, этапы имплантации специально демонстрируются в шейном отделе С5. Предполагается, что сложность шейного отдела позвоночника возникает из-за его более глубокого расположения и обилия мускулатуры, характеристики, которая не так заметна вдоль остальной части спинного мозга. Несмотря на это, процедуры, описанные в этом протоколе, разработаны таким образом, чтобы быть адаптированными к операциям в различных областях спинного мозга. Пошаговые инструкции по обнаружению и идентификации сегментов спинного мозга с использованием ярко выраженных анатомических «ориентиров», идентифицируемых по поверхности кожи (рисунок 1B). Затем протокол разъясняет два метода хирургической имплантации: один предназначен для зондов, требующих прямого контакта со спинным мозгом, а другой — для зондов, которые могут не требовать прямого контакта. Описанные шаги предназначены для воспроизведения любым исследователем, имеющим подготовку в области хирургии выживания грызунов.

Этот протокол включает в себя пошаговые инструкции по имплантации оптоэлектронного устройства (18 мм x 13 мм) с прикрепленным гибким оптическим стержнем над шейным уровнем C5. Имплантируемое устройство закреплено подкожно каудально к C5 и состоит из микромасштабного светодиодного индикатора (μLED), который загорается при возникновении оптической стимуляции спинного мозга, обеспечивая живую обратную связь о функциональности устройства. Влияние имплантированного оптического стержня на естественную моторную функцию оценивали на грызунах, получивших имплантаты, и сравнивали с грызунами с фиктивными операциями. Результаты показывают, что зонды не оказывают негативного влияния на естественную функцию задних и передних конечностей животного через семь дней после имплантации.

Protocol

Все процедуры проводились в соответствии с рекомендациями Канадского совета по уходу за животными и контролировались Комитетом по уходу за животными Университета Британской Колумбии. Самки крыс породы Лонг-Эванс весом 350-450 г в возрасте 6-8 месяцев содержались в группе (21 °C; световой цикл 12 ч:12 ч) и получали свободный доступ к стандартной диете грызунов до и после операции. Подробная информация о реагентах и оборудовании, использованных для этого исследования, приведена в Таблице материалов. 1. Предоперационная подготовка Стерилизуйте все хирургические инструменты с помощью автоклава. Обезболивайте животное изофлураном (5% для индукции и 2% для поддержания), доставляемым с кислородом со скоростью потока 1 л/мин. Переложите животное из индукционной камеры на грелку и своевременно подсоедините изофлурановый носовой конус. Убедитесь, что животное находится под хирургической плоскостью анестезии, обеспечив полную потерю рефлекса пальцев ног на обеих ногах. Оббрейте спину крысы, начиная с основания ушей, как показано на рисунке 2А. Нанесите обильное количество стерильной глазной мази на глаза и введите подкожно бупренорфин (разбавленный до 0,03 мг/кг) и 10 мл лактатных мазей (подогретых до температуры тела). Протрите выбритый участок антисептическим хирургическим скрабом (хлоргексидином) с последующим нанесением изопропилового спирта круговыми движениями, начиная от центра выбритого участка и расширяя диаметр круга. Повторите процесс мыло/спирт еще два раза. Закрепите животное в стереотаксической раме, расположив голову с помощью смазанных ушных планок для устойчивости (рисунок 2A).ПРИМЕЧАНИЕ: На протяжении всей процедуры постоянно обеспечивайте тепловую поддержку, проверяйте глубину анестезии с помощью рефлекса пальцев ног и контролируйте жизненно важные показатели. Поместите сверху на животное стерильную хирургическую простыню. 2. Обнажение шейного отдела спинного мозга С помощью стерильных щипцов начните с пальпации основания черепа. Нащупайте выступающий остистый отросток, который распространяется рострокаудально у основания черепа; это С214 (рисунки 1В и 2В). Продолжайте пальпацию каудально к С2, чтобы обнаружить особенно острый и заостренный остистый отросток, идентифицируемый как Т215 (Рисунки 1B и Рисунок 2C). С помощью скальпеля сделайте разрез на коже, начиная с С2 и простираясь каудально примерно на 1,5 см (рисунок 2D).ПРИМЕЧАНИЕ: Размер разреза может варьироваться у разных животных. Заранее обеспечьте идентификацию анатомических ориентиров и действуйте соответственно. Осторожно разрежьте скальпелем подкожный жировой слой, чтобы обнажить неповрежденную нижележащую спинную мускулатуру. После того, как дорсальные мышцы обнажены, выполните тупое рассечение, оттянув их от средней линии с помощью двух щипцов Адсона (рис. 2E).ПРИМЕЧАНИЕ: Важно выполнять тупое рассечение (разрывание мышечных волокон), а не разрезание мышц, чтобы свести к минимуму кровотечение. Адекватное обнажение тыльной мускулатуры должно выявлять мышцу шаровидной формы (рисунок 2G). Эта мышца полностью покрывает С2 и частично покрывает С3. С помощью ронжеров и стерильных щипцов приподнимите лоскут кожи непосредственно каудально к области разреза. С помощью ронжеров создайте небольшой подкожный карман – это и будет место расположения устройства (рисунок 2F).ПРИМЕЧАНИЕ: Подкожный карман должен быть больше, чем само устройство. Рекомендуется, чтобы хирург (хирурги) изменил свое положение лицом к животному спереди для улучшения контроля и видимости при открытии подкожного кармана. Установите ретрактор, чтобы обнажить позвоночный столб (рисунок 2G). С помощью ронжеров удалите все оставшиеся мышцы или ткани, покрывающие позвонки, и начните определять сегменты спинного мозга. Непосредственно каудально к шарообразной мышце находится С4, за ней следуют С5 и С6 (рисунок 2G-I). После завершения промойте операционную область стерильным физиологическим раствором и высушите стерильной марлей.ПРИМЕЧАНИЕ: Шарообразная мышца полностью обволакивает С2 и частично простирается над С3. Сегмент спинного мозга непосредственно каудально к нему, при минимальном контакте, обозначается как С4. Выполняют ламинэктомию в зависимости от предполагаемого назначения зонда.Для зонда под пластинкой выполните латеральную ламинэктомию в точках С5 и С6, создав латерализованное отверстие в пластинке для будущего размещения зонда (Рисунок 2H, Дополнительный рисунок 1A). Для установки зонда над пластинкой выполните медиальную ламинэктомию C5, гарантируя, что латеральные аспекты остистого отростка не удаляются, а только обнажаются медиальные пути для размещения зонда (рис. 2I, дополнительный рис. 1B). После ламинэктомии промойте область стерильным физиологическим раствором и высушите стерильной марлей, чтобы удалить остатки кости.ПРИМЕЧАНИЕ: При выполнении ламинэктомии очень важно прижать ронжеры к кости и избегать любых движений вниз, чтобы предотвратить повреждение спинного мозга. 3. Эпидуральная установка аппарата Удерживайте стерильное устройство стерильными щипцами с пластиковым наконечником (рисунок 3A) и вводите его внутрь подкожного отверстия, сделанного ранее в шаге 2.9.ПРИМЕЧАНИЕ: Крайне важно избегать прикосновения к устройству в нестерильных перчатках/инструментах для поддержания стерильности устройства. Используйте специальные стерильные щипцы для размещения и позиционирования устройства под кожей. Наложите шов или приклейте устройство к соседнему мышечному слою, чтобы оно было надежно закреплено (рисунок 3B).ПРИМЕЧАНИЕ: Используйте нерассасывающиеся нити при наложении швов на мышцы. В противном случае аппарат подвержен движению после рассасывания швов в организме. При использовании клея обеспечьте долговременную стабильность и биосовместимость клея/клея. Избегайте крепления устройства к подкожному жировому/жировому слою, чтобы обеспечить надежные точки крепления.Спланируйте положение корпуса устройства, прежде чем приступать к выполнению этого шага. Поскольку устройство будет надежно закреплено, проблемы с размещением зонда (шаг 3.4) могут возникнуть, если устройство расположено слишком близко или слишком далеко от желаемого уровня в спинном мозге. Поместите ретрактор вокруг спинного мозга и откройте подходящее окно, чтобы поместить зонд на спинной мозг. Размещение зондов:Размещение зонда под пластинкой: Осторожно введите зонд с помощью щипцов с пластиковым наконечником под пластинки (C5 и C6), проведя им по латерализованным каналам, сделанным на шаге 2.9.1 (Рисунок 3D). Размещение зонда над спинным мозгом:Отрегулируйте зонд с помощью щипцов с пластиковым наконечником, чтобы выровнять и поместить наконечник щупа поверх медиального окна, созданного в точке C5 на шаге 2.9.2 (рисунок 3C). В стерильной, небольшой и, желательно, керамической емкости приготовьте цемент, смешав одну мерную ложку порошка стоматологического цемента, 3 капли высокотехнологичной смазки и одну каплю катализатора. Смешайте стерильными зубочистками до достижения вязкой консистенции.ПРИМЕЧАНИЕ: Настоятельно рекомендуется, чтобы один человек, который не выполняет операцию, подготовил цемент так, чтобы хирург мог удерживать зонд на месте и высушить желаемую область непосредственно перед нанесением цемента. Этот шаг чувствителен ко времени. Убедитесь, что хирург расположил зонд перед приготовлением цемента. После нанесения катализатора цемент загустеет слишком сильно, чтобы эффективно сцепиться с костью в случае задержки. Потренируйтесь с цементом перед операцией, чтобы убедиться в достижении правильной консистенции, прежде чем помещать его на зонд/кость. Полностью высушите предполагаемую область цементирования на позвонках, чтобы получилась надежная точка крепления. Нанесите 1-2 капли стоматологического цемента на кончик зонда, который должен быть размещен сверху предполагаемого уровня позвонков, в данном случае С4 (рисунок 3C,D).ПРИМЕЧАНИЕ: Очень важно, чтобы позвонки были как можно более сухими перед цементированием. В противном случае цемент не будет прилипать, и щуп не будет надежно закреплен. Сделайте паузу в течение 30 секунд и осторожно прикоснитесь к цементу, чтобы убедиться, что он затвердел. Если цемент не полностью затвердел, подождите еще 20 секунд и повторно нанесите свежеприготовленный цемент до тех пор, пока зонд не будет надежно закреплен на кости.ПРИМЕЧАНИЕ: Цемент хорошо сцепился, когда стал твердым и жестким на ощупь.ВНИМАНИЕ: Нанесение цемента, когда он слишком жидкий, может привести к его проникновению в ткани спинного мозга между позвонками. В этом случае подождите примерно 10 секунд, чтобы цемент загустел до более камедневой консистенции, прежде чем аккуратно использовать щипцы для удаления цемента, который соприкасался со спинным мозгом. 4. Послеоперационные процедуры После завершения операции зашить место разреза с помощью 5-0 викрильных швов. Аккуратно извлеките животное из стереотаксического аппарата и перенесите его в нагретую восстановительную камеру. В течение первых 3-5 дней после операции обеспечьте животное мягким, увлажненным чау, лакомствами и гидрогелевой водой. Тщательно наблюдайте за животным два раза в день в течение первой недели после операции. Вводите бупренорфин и подогретые инъекции лактата Рингера два раза в день в течение последующих 2 дней или дольше, если признаки боли сохраняются. Продолжайте ежедневные осмотры до тех пор, пока у животного не исчезнут клинические проблемы со здоровьем. После этого проверяйте животное не реже одного раза в неделю. (Дополнительный) Очертите периметр устройства на коже после операции и закрытия разреза для визуальной индикации местоположения устройства в теле (рисунок 4A).ПРИМЕЧАНИЕ: Этот шаг особенно полезен, когда устройство требует внешнего доступа, например, устройства, нуждающиеся в беспроводном питании через внешний передатчик, где антенная связь имеет решающее значение, или насосы для доставки лекарств, которые должны быть заправлены через кожу 16,17,18.

Representative Results

Оптоэлектронное устройство с подробной функциональной схемой, показанной на дополнительном рисунке 2 , было имплантировано четырем крысам Лонг Эванса. На дополнительном рисунке 3 показано окончательное оптоэлектронное устройство, готовое к имплантации. Трем другим животным были проведены фиктивные операции, которые включали медиальную ламинэктомию в С5 без имплантации устройства. Оптоэлектронное устройство состояло из гибкого зонда со встроенным μLED на конце, который активировался встроенным светодиодным драйвером. Драйвер светодиодов управляется микроконтроллером с программируемой прошивкой. Он также состоял из корпуса устройства, которое пришивалось к мышечному слою непосредственно под кожей. Слой парилена-C (~10 мкм) наносится на все устройство с помощью химического осаждения из газовой фазы (CVD). Второй слой полидиметилсилоксана (PDMS) (~800 мкм) покрывал корпус оптоэлектронного устройства (дополнительный рисунок 3), образуя мягкий интерфейс с тканью. Наконечник зонда был закреплен в точке C4, а светодиод μLED завис над C5. На устройстве был использован светодиодный индикатор (свет которого был виден из-под кожи), который одновременно включался вместе со светодиодом оптического хвостовика для проверки функциональности устройства в реальном времени. За животными наблюдали в течение 7 дней после операции, чтобы подтвердить устойчивую надежность их производительности с течением времени (Рисунок 4B). Двигательные функции животных оценивали с помощью шкалы оценки опорно-двигательного аппарата открытого поля Мартинеса19. Чтобы оценить поведение в открытом поле, два обученных наблюдателя, которые не знали о группах лечения, провели тесты до операции, а также на третий, пятый и седьмой дни после операции. После сбора данных был проведен U-тест Манна-Уитни для определения различий в каждой временной точке как по передним, так и по задним конечностям между группами имплантата и фиктивной конечности. Наш анализ показывает аналогичную оценку функции передних конечностей в группах имплантатов и фиктивных имплантатов к седьмому дню (Рисунок 5A). Аналогичным образом, не было статистически значимых различий между группами для оценки задних конечностей во все временные точки (рисунок 5B). Через 7 дней после имплантации была проведена патологоанатомическая проверка, чтобы подтвердить, остались ли зонд и корпус устройства на месте. Видимой отслойки шва или устройства обнаружено не было. Кроме того, натяжение корпуса устройства не приводило к его отрыву от ткани (дополнительный рисунок 4A). Ранее рассеченные и зашитые мышцы были затем обнажены над спинным мозгом, и было подтверждено, что зонды остаются надежно закрепленными над спинным мозгом (дополнительный рисунок 4B). Как и корпус устройства, головка зонда была последовательно отведена назад относительно точки цементирования для оценки ее прикрепления к механическому соединению зонда-пластинки. Рисунок 1: Схематический обзор имплантации устройства и анатомические ориентиры. (A) Демонстрация размещения зонда над спинным мозгом и подкожного размещения устройства. (B) 3D-модель с указанием ориентиров, используемых для определения уровня спинного мозга. Остистые отростки C2, T2 и T10 приведены для справки. Более темные цвета указывают на соответствующий уровень. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой цифры. Рисунок 2: Обнажение спинного мозга и подготовка подкожного кармана. (А) Стереотаксический аппарат расположен на животном. (B) С2 остистый отросток и (В) Т2 остистый отросток идентифицируются с помощью пальпации. (D) Делается разрез через кожу и подкожный жировой слой, чтобы обнажить тыльную мускулатуру в интересующей точке на уровне шейного отдела. (E) При тупом рассечении тыльной мускулатуры обнажаются шейные позвонки. (F) Создается подкожный карман для каудального крепления имплантируемого устройства к месту разреза. (G) После адекватного рассечения устанавливается ретрактор для обнажения шейных позвонков и шарообразной мышцы, полностью закрывающий С2 и частично маскирующий С3. Пунктирной линией обозначена мышца в форме шара. После того, как шейный отдел спинного мозга был обнажен, либо (H) выполняются две боковые ламинэктомии в точках C5 и C6 для размещения зонда под позвонками, либо (I) медиальная ламинэктомия в точке C5 для установки зонда над позвонками. Звездочками обозначено место латеральной ламинэктомии. Масштабные линейки = 3 мм. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка. Рисунок 3: Имплантация устройства и установка зонда. (A) Устройство помещается в подкожный карман. (B) Устройство пришивается к мускулатуре. (C) Зонд закреплен на верхней части пластинки C5, по которой была проведена медиальная ламинэктомия. (D) Устройство помещается под пластинки C5 и C6, которые подверглись латеральной ламинэктомии. Как в (C), так и в (D) кончик зонда цементируется в неповрежденном C4. Масштабные линейки = 3 мм. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка. Рисунок 4: Маркировка устройства и проверка функциональности после операции. (A) Местоположение устройства может быть дополнительно отмечено на коже после наложения швов для облегчения его идентификации после операции. (Б) На рисунке изображено животное после имплантации. Функциональность устройства была проверена путем наблюдения за индикатором μLED, видимым под кожей, что подтверждает успешную работу устройства (выступ на правой стороне животного — это место, где имплантируется корпус устройства). Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой цифры. Рисунок 5: Поведенческие оценки Мартинеса в открытом поле в фиктивных группах и группах имплантатов для производительности передних и задних конечностей с течением времени. Графики иллюстрируют средние поведенческие баллы для (А) оценки открытого поля передней конечности и (В) открытой конечности в четырех временных точках: 0 (исходный уровень), 3 дня, 5 дней и 7 дней после имплантации (DPI). Полосы погрешностей представляют собой стандартную погрешность среднего значения (SEM). Достоверные различия (p < 0,05) между фиктивной и имплантируемой группами обозначены звездочками (*) в определенные моменты времени. В условных обозначениях фигуры фиктивные группы обозначены пунктирной линией, а группа имплантатов — сплошной линией. Размер фиктивной выборки был n = 3, а имплантата — n = 4. Непараметрический U-критерий Манна-Уитни был использован для оценки значимости различий между группами в каждый момент времени. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой цифры. Дополнительный рисунок 1: Иллюстрация ламинэктомии. Пунктирными линиями обозначены области для резекции (А) двух боковых ламинэктомий для размещения зонда под позвонками и (В) медиальной ламинэктомии для размещения зонда над позвонками. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы загрузить этот файл. Дополнительный рисунок 2: Схема оптоэлектронного устройства. Приведена подробная структурная схема устройства. В верхнем левом блоке изображены беспроводной приемник питания, антенна, резонансный LC бак. Полученная мощность выпрямляется и подается в стабилизатор напряжения (LDO) с низким падением напряжения. Микроконтроллер автоматически активирует устройство на основе запрограммированных параметров, а драйвер светодиодов питает любые μсветодиоды, встроенные в зонд. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы загрузить этот файл. Дополнительный рисунок 3: Оптоэлектронное устройство. Окончательное оптоэлектронное устройство с биосовместимой инкапсуляцией, соединенное с оптическим хвостовиком, содержащим 1 μLED на конце. Пунктирный прямоугольник показывает расположение светодиода. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы загрузить этот файл. Дополнительный рисунок 4: Посмертная проверка стабильности устройства. Через семь дней после имплантации (А) корпус устройства оставался пришитым к мускулатуре в том же положении, в котором он был имплантирован, и (В) цементированный зонд оставался закрепленным на верхней части пластинки С4. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы загрузить этот файл.

Discussion

Нейромодуляция и терапевтические вмешательства в спинной мозг часто требуют размещения зондов в точных, целевых сегментах 3,4,7,13. Учитывая присущую спинному мозгу подвижность, зонд должен быть надежно закреплен для проведения хронических исследований. В зависимости от конкретного применения, может быть важно контролировать, находится ли зонд в физическом контакте со спинным мозгом, или контакт можно сократить, чтобы уменьшить воспалительную реакцию тканей, когда это возможно. Поэтому описаны хирургические этапы для каждого из двух методов. В протоколе подробно описано, как разместить зонд в шейном сегменте спинного мозга в точке C5. Тем не менее, используя описанный ориентир для Т2 или Т10 спинного мозга, зонд может быть аналогичным образом размещен в точном месте над грудным или поясничным отделом, отсчитывая позвонки от Т2 или Т10 соответственно, после того, как они будут открыты. Кроме того, чтобы свести к минимуму повреждение тканей спинного мозга, мы закрепили корпус устройства, который часто больше и жестче по сравнению с подключенным зондом, в подкожном пространстве вдали от спинного мозга.

Существует несколько критических моментов при имплантации устройства, которое сопряжено с зондом. Во-первых, крайне важно определиться с местоположением корпуса устройства до цементирования зонда. Это обеспечивает оптимальное расстояние между наконечником щупа и корпусом устройства, чтобы снизить натяжение щупа, а также избежать увеличения длины щупа, которая может, например, привести к скручиванию или смещению щупа. По сути, цель состоит в том, чтобы убедиться, что длина зонда аналогична расстоянию от подкожного пространства, где размещается корпус устройства, до целевой области спинного мозга, где зонд цементируется. Проводя процедуры терминальной хирургии, в которых тестируются зонды различной длины, можно определить оптимальный размер для целевого сегмента.

Для сохранения стерильности с устройством следует обращаться осторожно, чтобы не допустить контакта с наружным слоем кожи во время введения в подкожный карман. Такой контакт может нарушить стерильность устройства, что потенциально может привести к послеоперационной инфекции. Кроме того, важно свести к минимуму величину усилия, прилагаемого к устройству при удержании его щипцами, чтобы предотвратить повреждение его покрытия, которое обычно представляет собой тонкий защитный, изолирующий и стерильный слой20,21. Снятие покрытия может резко сократить срок службы устройства, например, за счет короткого замыкания цепи, поражения животного электрическим током и/или провоцирования воспалительной реакции в организме. Обращение с устройством с помощью щипцов с пластиковым наконечником может помочь уменьшить такие осложнения.

При наложении швов на мягкие ткани важно избегать наложения швов на подкожную жировую клетчатку. Как было замечено в предварительных испытаниях, жировые прослойки не являются надежной точкой крепления для швов, поскольку они склонны к разрыву. Вместо этого корпус устройства пришивали к соседнему мышечному слою в подкожном пространстве с использованием нерассасывающихся швов для постоянного размещения устройства в теле. С другой стороны, при креплении зонда к остистым отросткам важно перед нанесением цемента убедиться, что участок, к которому крепится зонд, сухой. Влажная кость/зонд продлевает время отверждения и может привести к полному провалу процесса.

Существуют некоторые важные соображения, связанные с имплантируемым устройством, которые необходимо тщательно учесть перед операцией по имплантации. (1) Электрически активные части устройства должны быть герметизированы изоляционным пассивирующим слоем. Любая депривация в пассивирующем слое может привести к сбою в работе устройства. (2) Имплантат должен быть тщательно стерилизован в соответствии с протоколом содержания животных. (3) Соединение между устройством и нейронными зондами или стимулирующими хвостовиками должно быть надежно сформировано. Соединение будет проходить через повторяющиеся механические нагрузки из-за постоянных движений животного. (4) Нейронные зонды или стимулирующие хвостовики, прикрепленные к устройству, должны быть достаточно гибкими и растягивающимися, чтобы избежать защелкивания в различных точках.

Описанный протокол может быть распространен на имплантацию устройств в животные модели различных размеров. После определения анатомических ориентиров описанные хирургические методы могут быть методически настроены для закрепления любых нейронных зондов или стимулирующих хвостовиков на целевых сегментах спинного мозга и имплантации связанных с ними модулей управления. Однако, в зависимости от применения, различные устройства могут иметь различные размеры, материалы и толщину по сравнению с тем, которое имплантировано в этой статье; Например, устройства, подключенные к внешнему модулю управления, требуют дополнительных требований. Кроме того, следует отметить, что, хотя этот протокол предназначен для оптогенетической стимуляции, другие нейромодулирующие приложения, такие как доставка лекарств или электростимуляция/запись, требуют несколько иных хирургических процедур. В частности, эти приложения требуют субдуральной имплантации для обеспечения прямого контакта со спинным мозгом ниже твердой мозговой оболочки7. Тем не менее, для оптогенетики интимный контакт с тканью, как правило, не является необходимым, поскольку твердая мозговая оболочка грызуна не препятствует проникновению света, что позволяет размещать источники света эпидурально.

Offenlegungen

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

S.S. частично финансируется за счет четырехлетней докторской стипендии Университета Британской Колумбии. A.M. частично поддерживается стипендией Канады для выпускников магистратуры Канадского института исследований в области здравоохранения (CIHR). D.S. признает финансирование от Стипендиальной премии Майкла Смита в области исследований в области здравоохранения Британской Колумбии. Эта работа была частично профинансирована Фондом правительства Канады «Новые рубежи в исследованиях – Трансформация» (NFRFT-2020-00238). Схема на рисунке 1 была сгенерирована с использованием Biorender.com, а 3D-модель была получена с разрешения sketchfab.com.

Materials

Adson Forceps  Fine Science Tools 11027-12
Alm 3 Point Retractor Fine Science Tools 17010-10
Buprenorphine / Vetergesic  CDMV 124918 Manufacturer provides at 0.3 mg/mL but must be diluted to 0.03 mg/kg for use in rats
Chlorhexidine 2% Solution Partnar PCH-020 
Curved Long Hemostat Forceps KaamKaaj Tools 14.5 Curved Long Hemostat Forceps with A Stainless Steel Ratchet Locking Tweezer
CVD Parylene Machine: SCS Labcoter 2 Specialty Coating Systems PDS 2010
Dental Cement – Catalyst  Parkell, Inc S371
Dental Cement – Metabond Parkell, Inc S398
Dental Cement – Powder  Parkell, Inc S396
Forceps with Replaceable Plastic Tips Fine Science Tools 11980-13
Friedman-Pearson Rongeurs  Fine Science Tools 16121-14
Isoflurane USP Fresenius Kabi  CP0406V2 Provided at 5% for induction and 2% for mainentance through precision vaporizer 
Isopropyl Alcohol 70% McKesson 350600
Lacri-Lube Sterile Eye Ointment  Refresh 
Long Evans Rats Charles River Laboratories 6
Low temperature solder paste Chip Quik Inc. 11.38
Magnets Radial Magnets, Inc. 0.53 Magnet Neodymium Iron Boron (NdFeB) N35 (3.00 mm x 1.00 mm)
Olsen-Hegar Needle Holders with Suture Cutters  Fine Science Tools 12002-12
PDMS: SYLGARD 184 Sigma Aldrich 761036
Scalpel Blades – #15 Fine Science Tools 10015-00
Scalpel Handle – #3 Fine Science Tools 10003-12
Solder flux Chip Quik Inc. 14.25
Stereotaxic Frame  David Kopf Instruments Model 900
Sterile Kwik-Sil Adhesive World Precision Instruments KWIK-SIL-S
UV Flashlight Vansky 19.99
Wireless Charger Nilkin NKT06
Wireless Charging coil TDK Corporation WT202012-15F2-ID

Referenzen

  1. Osseward, P. J., Pfaff, S. L. Cell type and circuit modules in the spinal cord. Curr Opin Neurobiol. 56, 175-184 (2019).
  2. Alilain, W. J., et al. Light-induced rescue of breathing after spinal cord injury. J Neurosci. 28 (46), 11862-11870 (2008).
  3. Geng, Y., et al. Advances in optogenetics applications for central nervous system injuries. J Neurotrauma. 40 (13-14), 1297-1316 (2023).
  4. Montgomery, K. L., Iyer, S. M., Christensen, A. J., Deisseroth, K., Delp, S. L. Beyond the brain: Optogenetic control in the spinal cord and peripheral nervous system. Sci Transl Med. 8 (337), 337rv5 (2016).
  5. Tan, T., Watts, S. W., Davis, R. P. Drug delivery: Enabling technology for drug discovery and development. iPRECIO Micro infusion pump: Programmable, refillable, and implantable. Front Pharmacol. 2, 44 (2011).
  6. Suehiro, K., et al. Ecto-domain phosphorylation promotes functional recovery from spinal cord injury. Sci Rep. 4 (1), 4972 (2014).
  7. Harland, B., et al. A subdural bioelectronic implant to record electrical activity from the spinal cord in freely moving rats. Adv Sci (Weinh). 9 (20), 2105913 (2022).
  8. Wang, Y., et al. Flexible and fully implantable upconversion device for wireless optogenetic stimulation of the spinal cord in behaving animals. Nanoscale. 12 (4), 2406-2414 (2020).
  9. Grajales-Reyes, J. G., et al. Surgical implantation of wireless, battery-free optoelectronic epidural implants for optogenetic manipulation of spinal cord circuits in mice. Nat Protoc. 16 (6), 3072-3088 (2021).
  10. Kathe, C., et al. Wireless closed-loop optogenetics across the entire dorsoventral spinal cord in mice. Nat Biotechnol. 40 (2), 198-208 (2022).
  11. Hogan, M. K., et al. A wireless spinal stimulation system for ventral activation of the rat cervical spinal cord. Sci Rep. 11 (1), 14900 (2021).
  12. Lu, C., et al. Flexible and stretchable nanowire-coated fibers for optoelectronic probing of spinal cord circuits. Sci Adv. 3 (3), e1600955 (2017).
  13. Chen, Y., et al. How is flexible electronics advancing neuroscience research. Biomaterials. 268, 120559 (2021).
  14. Keomani, E., et al. A murine model of cervical spinal cord injury to study post-lesional respiratory neuroplasticity. J Vis Exp. (87), e51235 (2014).
  15. Chaterji, S., Barik, A., Sathyamurthy, A. Intraspinal injection of adeno-associated viruses into the adult mouse spinal cord. STAR Protoc. 2 (3), 100786 (2021).
  16. Agrawal, D. R., et al. Conformal phased surfaces for wireless powering of bioelectronic microdevices. Nat Biomed Eng. 1 (3), 0043 (2017).
  17. Park, S. I., et al. Stretchable multichannel antennas in soft wireless optoelectronic implants for optogenetics. Proc Natl Acad Sci. 113 (50), E8169-E8177 (2016).
  18. Manoufali, M., Bialkowski, K., Mohammed, B., Abbosh, A. Wireless power link based on inductive coupling for brain implantable medical devices. IEEE Antennas and Wirel Propaga Lett. 17 (1), 160-163 (2018).
  19. Martinez, M., Brezun, J. M., Bonnier, L., Xerri, C. A new rating scale for open-field evaluation of behavioral recovery after cervical spinal cord injury in rats. J Neurotrauma. 26 (7), 1043-1053 (2009).
  20. Yang, Y., et al. Preparation and use of wireless reprogrammable multilateral optogenetic devices for behavioral neuroscience. Nat Protoc. 17 (4), 1073-1096 (2022).
  21. Yang, Y., et al. Wireless multilateral devices for optogenetic studies of individual and social behaviors. Nat Neurosci. 24 (7), 1035-1045 (2021).
This article has been published
Video Coming Soon
Keep me updated:

.

Diesen Artikel zitieren
Shalileh, S., Moallemi, A., Tsuyuki, B., Simard, A. A. P., Shahriari, D. Implantation of Optoelectronic Devices in the Rodent Spinal Cord. J. Vis. Exp. (209), e66992, doi:10.3791/66992 (2024).

View Video